Dit protocol beschrijft de implantatie van menselijke coronaire stents in de abdominale aorta van ratten met een apoE-/- achtergrond met behulp van een trans-femurtoegang. In vergelijking met andere diermodellen hebben murinemodellen de voordelen van een hoge doorvoer, reproduceerbaarheid, gebruiksgemak en huisvesting en een brede beschikbaarheid van moleculaire markers.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Implantatie van coronaire stents op mensenmaat in rat abdominale aorta met behulp van een trans-femorale toegang
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Percutane coronaire interventie (PCI), gecombineerd met de inzet van een coronaire stent, vertegenwoordigt de gouden standaard in interventionele behandeling van coronaire hartziekte. In-stent restenosis (ISR) wordt bepaald door een overmatige proliferatie van neointimaal weefsel in de stent en beperkt het succes van stents op lange termijn. Een verscheidenheid van dierlijke modellen zijn gebruikt om pathofysiologische processen te verduidelijken die ten grondslag liggen aan in-stent restenosis (ISR), waarbij de varkenskransslagader en de konijnen-iliacale slagadermodellen het meest worden gebruikt. Murine-modellen bieden de voordelen van een hoge doorvoer, gebruiksgemak en behuizing, reproduceerbaarheid en een brede beschikbaarheid van moleculaire markers. Het apolipoproteïne E-deficiënte (apoE-/- ) muismodel is veel gebruikt om hart- en vaatziekten te bestuderen. Stents moeten echter worden geminiaturiseerd om in muizen te worden geïmplanteerd, met belangrijke veranderingen van hun mechanische en (potentieel) biologische eigenschappen. Het gebruik van apoE-/- ratten kunnen deze tekortkomingen als apoE overwinnen-/- ratten maken de evaluatie van coronaire stents van menselijke grootte mogelijk en bieden tegelijkertijd een atherogene fenotype. Dit maakt ze een uitstekend en betrouwbaar model om ISR te onderzoeken na stentimplantatie. Hier beschrijven we in detail de implantatie van commercieel beschikbare menselijke coronaire stents in de abdominale aorta van ratten met een apoE-/- achtergrond met behulp van een trans-femurtoegang.
Inleiding
Percutane coronaire interventie (PCI), gecombineerd met de inzet van een coronaire stent, vertegenwoordigt de gouden standaard in interventionele behandeling van coronaire hartziekte1. Het succes op lange termijn van stents kan echter worden beperkt door het optreden van in-stent restenosis (ISR) dat wordt bepaald door een overmatige proliferatie van neointimaal weefsel in de stent2,3. ISR kan een herinterventie vereisen, hetzij met coronaire bypass of re-PCI. Er zijn verschillende diermodellen voorgesteld voor de studie van ISR, elk met voordelen en tekortkomingen. De belangrijkste nadelen van de meest gebruikte varkenskransslagader- en konijnen-iliacale slagadermodellen, hoewel het ontwikkelen van laesies die duidelijk vergelijkbaar zijn met mensen na stentimplantatie4,5, zijn grote dier- en huisvestingskosten die logistieke problemen veroorzaken, vooral in langetermijnstudies, evenals beperkingen in behandeling en apparatuur. Bovendien is de beschikbaarheid van antilichamen tegen cellulaire eiwitten van varkens en konijnen beperkt. Aan de andere kant bieden murinemodellen de belangrijkste voordelen van hoge doorvoer en reproduceerbaarheid, evenals gebruiksgemak, behuizing en dus kosteneffectiviteit. Bovendien zijn er een hoger aantal antilichamen beschikbaar. Hoewel apolipoproteïne E-deficiënte (apoE-/-) muizen breed zijn gebruikt voor de studie van atherosclerose6,7,8, zijn ze ongeschikt voor de studie van ISR omdat stents moeten worden geminiaturiseerd om in muizen te worden geïmplanteerd, waardoor de mechanische eigenschappen van de stents mogelijk veranderen. Bovendien meet de aortawand van muizen tussen 50 μm bij jonge muizen en 85 μm bij oude muizen9, en stents moeten worden ingezet met drukniveaus van slechts 2 atm, wat kan leiden tot malappositie van de stent10. Ratten maken echter de implantatie van in de handel verkrijgbare menselijke coronaire stents mogelijk en vertonen een vasculaire genezingscursus vergelijkbaar met grotere dieren na aorta-stentimplantatie, voor het eerst gerapporteerd door Langeveld et al.11. Deze techniek vereiste oorspronkelijk een trans-abdominale toegang, die een fysieke vernauwing van de aorta noodzakelijk maakte om een tijdelijke onderbreking van de bloedstroom te bereiken. Om de mogelijk geassocieerde vaatletsels en ontstekingsreacties te voorkomen, werd de techniek later verfijnd door de introductie van een trans-iliacale toegang, wat bovendien resulteerde in een hogere overlevingskans van de dieren12.
Omdat wildtype ratten geen atherosclerotische laesies ontwikkelen13, zijn apoE-/- ratten gegenereerd met behulp van nucleasetechnieken zoals Transcription Activator-Like Effector Nuclease (TALEN)14, Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR/Cas9)15, en Zinc Finger (ZF)16. ApoE-/- ratten zijn sinds 2011 in de handel verkrijgbaar. ApoE-/- ratten bieden een atherogene achtergrond en zorgen voor een meer realistische evaluatie van coronaire stents van menselijke grootte, vooral met betrekking tot ISR.
Hierin beschrijven we de methode via de transfemorale toegangsroute en met behulp van een in de handel verkrijgbare dun-strut kobalt-chroom-eluting stent (DES), maar het kan ook worden toegepast voor de studie van andere stenttypes, zoals bare metal stents (BMS) of biologisch afbreekbare stents.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de Duitse dierenwelzijnswet (TSchG) en Richtlijn 2010/63/EU betreffende de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt. De officiële goedkeuring voor dit onderzoek werd verleend door de Government Animal Care and Use Committee (Protocolnr.: AZ 87-51.04.2010.A065; Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Duitsland). Het onderzoeksprotocol voldeed aan de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Postoperatieve pijnbehandeling is gebaseerd op de aanbevelingen van de Duitse Vereniging voor Laboratoriumdierkunde (GV-SOLAS) en Initiative Veterinary Pain Therapy.
1. Basistechnieken en gemeenschappelijke procedures
- Gebruik homozygote apoE-/- Sprague-Dawley ratten. Identificeer het genotype van elk dier met behulp van standaardmethoden17.
- Houd de dieren onder identieke omstandigheden (21 °C ± 2 °C, 60% ± 5% vochtigheid en een licht/donkere cyclus van 12 uur) en zorg voor vrije toegang tot water en voedsel.
- Voer alle procedures uit onder schone maar niet-steriele omstandigheden.
- Zodra de rat is verdoofd, voert u alle procedures uit onder een chirurgische microscoop bij een vergroting van 16x.
- Gebruik wattenstaafjes voor compressiehemostase. Gaasdoekjes (5 cm x 5 cm) gedrenkt in een ringeroplossing met lactaat zijn nuttig om de lies vochtig te houden.
- Volg de afvalverwijderingsvoorschriften om gebruikte materialen te verwijderen.
2. Voorbereidingen voor de operatie
- Bereid de diergeneesmiddelen voor voordat u met de operatie begint. Bewaar alle oplossingen op kamertemperatuur, tenzij anders aangegeven.
- Dertig minuten voor de ingreep 0,03-0,05 mg/kg buprenorfine subcutaan toedienen.
- Verdoof de rat met een intraperitoneale injectie van 100 mg/kg lichaamsgewicht (BW) (S)-ketamine en 8 mg/kg BW xylazine.
- Beoordeel het gewicht van de rat met behulp van een weegschaal.
- Plaats de rat op een verwarmingskussen en bevestig de bovenste en onderste ledematen met behulp van medische tape. Plaats de rat met zijn linkerachterbeen volledig uitgeschoven en zoveel mogelijk in lijn met zijn wervelkolom om een rechte lijn tussen femurslagader en aorta te creëren. Dit vergemakkelijkt het oprukken van de ballongemonteerde stent door de aorta bifurcatie.
- Zorg voor anesthesie bij inademing van 1,5 vol% isofluraan in 97,5% zuurstof bij een debiet van 2 L/min.
OPMERKING: Laat de rat spontaan ademen, zonder intubatie. - Breng oogzalf aan om oogbeschadiging tijdens bewusteloosheid te voorkomen.
- Scheer de vacht uit de lies en onderbuik van de rat en steriliseer de overeenkomstige huid met een povidone-jodiumoplossing.
- Voordat u met de operatie begint, controleert u de voldoende diepte van de anesthesie door de staartpunt en het interdigitale weefsel te knijpen.
3. Chirurgie
- Maak een mediale incisie van ~0,5\u20121 cm in de linker lies om de huid en de onderliggende fascia te openen.
- Ontleed en sonde bot in de diepten totdat de pulserende linker femurslagader kan worden geïdentificeerd.
- Bereid met behulp van een zeer fijne tang de femurslagader voor door het omringende bindweefsel voorzichtig te verwijderen. Wees voorzichtig om noch de femurzenuw, noch de femurader te beschadigen, die mediaal is voor de slagader.
- Bereid ongeveer 1 cm van de dijbeenslagader voor. Plaats de punt van de tang voorzichtig onder het vat om deze voorzichtig op te tillen.
- Draadstukken van 4-0 zijden hechtdraad onder de distale en proximale delen van de slagader en vormen stroppen. Klem de uiteinden van elk van de twee draadbanden tussen de takken van een chirurgische klem. Gebruik de chirurgische klemmen om de slagader te controleren. Strek en til de slings voorzichtig op om de bloedstroom tijdelijk te onderbreken.
OPMERKING: Werk snel om een langdurig tourniquet te voorkomen dat kan leiden tot weefselschade. - Voer met een scherpe microschaar een arteriotomie uit in het midden van de femurslagader.
- Introduceer een geleidingsdraad door de arteriotomie. Wanneer u de proximale draadsling bereikt, laat u de spanning van de draad los door de chirurgische klem te bewegen en de geleidedraad verder naar de abdominale aorta te brengen.
OPMERKING: Knip de geleidingsdraad af met behulp van een draadsnijder om de hantering te vergemakkelijken. - Plaats het proximale uiteinde van de geleidingsdraad tussen het middenrif en de nierslagaders.
OPMERKING: Als u de geleidingsdraad te ver opstrukt, bestaat het risico op aorta- of hartletsel. We raden aan om de buik te openen om een adequate positionering van de geleidedraad en de stent te garanderen, ten minste voor de eerste verschillende dieren. - Introduceer een gekrompen en ballongemonteerde coronaire stent van 2,25 mm x 8 mm (max. 2,5 mm x 8 mm) over de geleidedraad in de femurslagader en schuif deze naar de abdominale aorta.
- Plaats de stent net boven de aorta bifurcatie maar onder de nierslagaders. Zet de stent in door de ballonkatheter gedurende 15 s naar 12 atm te blazen met behulp van een inflatiespuitsysteem.
- Laat de ballonkatheter leeglopen en behoud de negatieve druk volgens de aanbevelingen van de fabrikant voor de stent die in gebruik is.
- Trek de leeggelopen katheter langzaam terug terwijl u de stent op zijn plaats laat.
- Net voordat u de katheter eruit haalt, creëert u spanning op de draadlus boven de incisie met de chirurgische klem om de bloedstroom opnieuw te onderbreken. Verwijder vervolgens de ballonkatheter en ligaer het vat proximally.
- Bind de proximale en distale draadlussen vast om de femurslagader te verbinden en bevestig voldoende hemostase van de arteriotomie. Collaterale slagaders zorgen voor verdere perfusie naar het ledemaat.
- Sluit de spier die de slagader overstijt, evenals de huidincisie met behulp van 10-0 niet-resorbeerbare hechtingen.
4. Dierverzorging na stentimplantatie
- Laat de rat onmiddellijk na de operatie 60 minuten herstellen in een speciale kooi op de intensive care met opgewarmde lucht (30\u201235 °C) en een zuurstoftoevoer.
- Let goed op de dieren tot ze volledig hersteld zijn. Verplaats daarna de ratten in een normale kooi. Bied ad libitum toegang tot water en voedsel.
- Dien postoperatieve analgesie elke 6-12 uur toe met 0,03-0,05 mg/kg buprenorfine (s.c., in 500μl NaCl) gedurende in totaal 72 uur onder klinische beoordeling.
- Laat het voedsel mengen met clopidogrel (15 mg/kg) om trombose van de geïmplanteerde stent te voorkomen.
- Om hypercholesterolemische aandoeningen en plaquevorming te verbeteren, begint u 6\u20128 weken na de geboorte met westerse dieetvoeding en gaat u door tot euthanasie. Indien gewenst kan een cohort dieren die normaal rattenvoer krijgen als controle dienen.
5. Weefselverzameling en -verwerking
- Voordat u begint met de weefselverplanting op het aangewezen tijdstip, euthanaseert u het dier volgens de IACUC-richtlijnen. Oogst de stented aorta voor histologische analyse aan het einde van de observatieperiode.
- Open de buik door een middellijnincisie en verwijder het stented segment van de aorta en aangrenzende niet-gestenteerde delen van de aorta, elk met een afmeting van 0,5 cm.
- Plaats het weefsel in een oplossing van 4% gebufferd formaline gedurende 24 uur voor fixatie.
- Integreer het gestenteerde arteriële weefsel in plastic en voer histologische en immunohistochemische kleuring uit volgens standaardprotocollen18,19.
6. Histomorfometrische analyse
- Voer histomorfometrische analyse uit van sequentiële secties van het proximale, middelste en distale deel van de stented aorta door middel van een microscoop die is gekoppeld aan een computer met een geschikte beeldanalysesoftware.
- Traceer de contouren van de externe elastische lamina (paling, tussen adventitia en media), interne elastische lamina (IEL, tussen media en neointima) en lumen met een grafische tekentablet. Bereken op deze waarden het palinggebied, het IEL-gebied en het lumengebied met de software.
- Bereken het percentage cross-sectionele gebied in-stent restenosis (ISR):
- Bereken het totale neointimale gebied (Ai):
- Meet de neointimale dikte (NIT) over elke stentveer als de afstand tussen strut en lumen. Meet de NIT tussen de stentveren als de afstand tussen IEL en lumen.
OPMERKING: U kunt ook NIT berekenen als
waarbij PL en PIEL respectievelijk de lumen- en interne elastische lamina-omtrekzijn 20. - Voer aanvullende analyses uit volgens de vereisten van het onderzoek.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Dit protocol beschrijft stentimplantatie in de abdominale aorta van ratten met behulp van een trans-femurtoegangsroute (Figuur 1). Het eerste centrale punt van dit diermodel is dat het de inzet van coronaire stents van menselijke grootte mogelijk maakt. Een in de handel verkrijgde gekrompen en op ballonnen gemonteerde coronaire stent kan in de abdominale aorta van ratten worden geplaatst. Zo kan bovendien hetzelfde principe van stent-inzet als bij mensen worden toegepast. Een ander voordeel ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Dit protocol beschrijft de implantatie van coronaire stents ter grootte van een mens in de abdominale aorta van apoE-/- ratten. Verschillende technische punten zijn de moeite waard om te benadrukken. Ten eerste moet een mismatch tussen de grootte van de stent en de grootte van de aorta worden vermeden. Het plaatsen van een te kleine stent kan leiden tot stent malappositie, terwijl implantatie van een stent die te groot is voor de aorta kan leiden tot overstrekken, scheuren en letsel van het vat. Daarom raden w...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets bekend te maken.
Dankbetuigingen
We willen mevrouw Angela Freund bedanken voor haar onschatbare technische hulp bij het inbedden en produceren van dia's. We willen ook de heer Tadeusz Stopinski van het Institute for Laboratory Animal Science &experimental Surgery bedanken voor zijn inzichtelijke hulp bij het veterinaire werk.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Diet | |||
| SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg) | SNIFF Spezialdiäten GmbH, Soest | custom prepared | Western Diet |
| Drugs and Anesthetics | |||
| Buprenorfine | Essex Pharma | 997.00.00 | |
| ISOFLO (Isofluraangewasem) verdamper | Eickemeyer | 4802885 | |
| Isofluraan | Forene Abbott | B 506 | |
| Isotone (0,9%) NaCl-oplossing | DeltaSelect GmbH | PZN 00765145 | |
| Ringer-lactaat oplossing | Baxter Deutschland GmbH | 3775380 | |
| (S)-ketamin | CEVA Germany | ||
| Xylacine | Medistar Germany | ||
| Consumables | |||
| 10 mL spuiten | BD Plastipak | 4606108V | |
| 2 mL spuiten | BD Plastipak | 4606027V | |
| 6-0 proleen naad | ETHICON | N-2719K | |
| 4-0 zijde naad | Seraflex | IC 158000 | |
| Bepanthen Oog en Neuszalf | Bayer Vital GmbH | 6029009.00.00 | |
| Gaasjes | Fuhrmann GmbH | 32014 | |
| Durapore zijde tape | 3M | 1538-1 | |
| Poly-Alcohol Huid Desinfectieoplossing | Antiseptica GmbH | 72PAH200 | |
| Sterican naald 18 G | B. Braun | 304622 | |
| Sterican naald 27 3/4 G | B.Braun | 4657705 | |
| Weefselpapier | commercially available | ||
| Chirurgische instrumenten | |||
| Graefe pincet gebogen x1 | Fine Science Tools Inc. | 11151-10 | |
| Graefe pincet recht | Fine Science Tools Inc. | 11050-10 | |
| Naaldhaak Mathieu | Fine Science Tools Inc. | 12010-14 | |
| Schaar | Fine Science Tools Inc. | 14074-11 | |
| Semken pincet | Fine Science Tools Inc. | 11008-13 | |
| Kleine chirurgische schaar gebogen | Fine Science Tools Inc. | 14029-10 | |
| Kleine chirurgische schaar recht | Fine Science Tools Inc. | 14028-10 | |
| Standaard patroon pincet | Fine Science Tools Inc. | 11000-12 | |
| Vannas veer schaar | Fine Science Tools Inc. | 15000-08 | |
| Apparatuur | |||
| Dissectiemicroscoop | Leica MZ9 | ||
| Temperatuurgestuurde verwarmingspad | Sygonix | 26857617 | |
| Apparatuur voor stentimplantatie | |||
| Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm | Abbott Vascular USA | 1009544-18 | |
| Leidraad draad Fielder XT PTCA draad: 0,014" x 300cm | ASAHI INTECC CO., LTD Japan | AGP140302 | |
| Opblaassysteem | Abbott 20/30 Priority Pack | 1000186 | |
| Weefselbewerking en analyse | |||
| 30% H2O2 | Roth | 9681 | Histologie |
| Ethanol | Roth | K928.1 | Histologie |
| Giemsas Azur-Eosin-Methylenblauw | Merck | 109204 | Histologie |
| Grafische tekentablet | WACOM Europe GmbH | CTL-6100WLK-S | |
| Roti Histofix, Formaldehyde 4% gebufferd | Roth | P087 | Histologie |
| Technovit 9100 | Morphisto | 12225.K1000 | Histologie |
Referenties
- Patel, M. R., et al. ACC/AATS/AHA/ASE/ASNC/SCAI/SCCT/STS 2017 Appropriate Use Criteria for Coronary Revascularization in Patients With Stable Ischemic Heart Disease: A Report of the American College of Cardiology Appropriate Use Criteria Task Force, American Association for Thoracic Surgery, American Heart Association, American Society of Echocardiography, American Society of Nuclear Cardiology, Society for Cardiovasular Angiography and Interventions, Society of Cardiovascular Computed Tomography, and Society of Thoracic Surgeons. Journal of the American College of Cardiology. 69 (17), 2212-2241 (2017).
- Virmani, R., Farb, A. Pathology of in-stent restenosis. Current Opinion in Lipidology. 10 (6), 499-506 (1999).
- Buccheri, D., Piraino, D., Andolina, G., Cortese, B. Understanding and managing in-stent restenosis: a review of clinical data, from pathogenesis to treatment. Journal of Thoracic Disease. 8 (10), 1150-1162 (2016).
- Perkins, L. E. Preclinical models of restenosis and their application in the evaluation of drug-eluting stent systems. Veterinary Pathology. 47 (1), 58-76 (2010).
- Kim, W. H., et al. Histopathologic analysis of in-stent neointimal regression in a porcine coronary model. Coronary Artery Disease. 11 (3), 273-277 (2000).
- Plump, A. S., et al. Severe hypercholesterolemia and atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice created by homologous recombination in ES cells. Cell. 71 (2), 343-353 (1992).
- Breslow, J. L. Transgenic mouse models of lipoprotein metabolism and atherosclerosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90 (18), 8314-8318 (1993).
- Knowles, J. W., Maeda, N. Genetic modifiers of atherosclerosis in mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (11), 2336-2345 (2000).
- Wheeler, J. B., Mukherjee, R., Stroud, R. E., Jones, J. A., Ikonomidis, J. S. Relation of murine thoracic aortic structural and cellular changes with aging to passive and active mechanical properties. Journal of the American Heart Association. 4 (3), 001744(2015).
- Rodriguez-Menocal, L., et al. A novel mouse model of in-stent restenosis. Atherosclerosis. 209 (2), 359-366 (2010).
- Langeveld, B., et al. Rat abdominal aorta stenting: a new and reliable small animal model for in-stent restenosis. Journal of Vascular Research. 41 (5), 377-386 (2004).
- Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. Journal of Surgical Research. 166 (1), 9(2011).
- Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
- Wei, S., et al. Apolipoprotein E-deficient rats develop atherosclerotic plaques in partially ligated carotid arteries. Atherosclerosis. 243 (2), 589-592 (2015).
- Zhao, Y., et al. Hyperlipidemia induces typical atherosclerosis development in Ldlr and Apoe deficient rats. Atherosclerosis. 271, 26-35 (2018).
- Ekuni, D., et al. Occlusal disharmony accelerates the initiation of atherosclerosis in apoE knockout rats. Lipids in Health and Disease. 13 (144), 13(2014).
- Bhattacharya, D., Van Meir, E. G. A simple genotyping method to detect small CRISPR-Cas9 induced indels by agarose gel electrophoresis. Scientific Reports. 9 (1), 39950(2019).
- Malik, N., et al. Intravascular stents: a new technique for tissue processing for histology, immunohistochemistry, and transmission electron microscopy. Heart. 80 (5), 509-516 (1998).
- Kumar, A. H., McCauley, S. D., Hynes, B. G., O'Dea, J., Caplice, N. M. Improved protocol for processing stented porcine coronary arteries for immunostaining. Journal of Molecular Histology. 42 (2), 187-193 (2011).
- Jiang, Z., et al. A novel vein graft model: adaptation to differential flow environments. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 286 (1), 18(2004).
- Cornelissen, A., et al. Apolipoprotein E deficient rats generated via zinc-finger nucleases exhibit pronounced in-stent restenosis. Scientific Reports. 9 (1), 54541(2019).
- Ritskes-Hoitinga, M. G. T., Jensen, T. L., Mikkelsen, L. F. The Laboratory Mouse (Second Edition). , Elsevier Academic Press. Chapter 4.3 567-599 (2012).
- Rune, I., et al. Long-term Western diet fed apolipoprotein E-deficient rats exhibit only modest early atherosclerotic characteristics. Scientific Reports. 8 (1), 23835(2018).
- Daemen, J., et al. Early and late coronary stent thrombosis of sirolimus-eluting and paclitaxel-eluting stents in routine clinical practice: data from a large two-institutional cohort study. Lancet. 369 (9562), 667-678 (2007).
- Cornelissen, A., Vogt, F. J. The effects of stenting on coronary endothelium from a molecular biological view: Time for improvement. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (1), 39-46 (2019).
- Mori, H., et al. Pathological mechanisms of left main stent failure. International Journal of Cardiology. 263, 9-16 (2018).
- Wolinsky, H., Glagov, S. Comparison of abdominal and thoracic aortic medial structure in mammals. Deviation of man from the usual pattern. Circulation Research. 25 (6), 677-686 (1969).
- Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91 (3), 393-395 (2005).
- Unthank, J. L., Nixon, J. C., Lash, J. M. Early adaptations in collateral and microvascular resistances after ligation of the rat femoral artery. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 73-82 (1985).
- Nevzati, E., et al. Biodegradable Magnesium Stent Treatment of Saccular Aneurysms in a Rat Model - Introduction of the Surgical Technique. Journal of Visualized Experiments. (128), e56359(2017).
- Aquarius, R., Smits, D., Gounis, M. J., Leenders, W. P. J., de Vries, J. Flow diverter implantation in a rat model of sidewall aneurysm: a feasibility study. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (1), 88-92 (2018).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
