Methodenartikel

Experimentele auto-immune uveïtis: een intraoculair inflammatoir muismodel

DOI:

10.3791/61832

⸱

12 januari 2022

 ,  ,  , 
1UCL Institute of Ophthalmology, University College London

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dit rapport presenteren we een protocol waarmee de onderzoeker een muismodel van intraoculaire uveïtis kan genereren. Meer algemeen aangeduid als experimentele auto-immune uveïtis (EAU), dit gevestigde model legt vele aspecten van de menselijke ziekte vast. Hierin zullen we beschrijven hoe de progressie van de ziekte kan worden geïnduceerd en gevolgd met behulp van verschillende uitlezingen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Experimentele auto-immune uveïtis (EAU) wordt aangedreven door immuuncellen die reageren op zelf-antigenen. Veel kenmerken van dit niet-infectieuze, intraoculaire ontstekingsziektemodel recapituleren het klinische fenotype van posterieure uveïtis die mensen treft. EAU is betrouwbaar gebruikt om de werkzaamheid van nieuwe inflammatoire therapieën, hun werkingsmechanisme te bestuderen en om de mechanismen die ten grondslag liggen aan de progressie van de ziekte van intraoculaire aandoeningen verder te onderzoeken. Hier bieden we een gedetailleerd protocol over EAU-inductie in de C57BL / 6J-muis - het meest gebruikte modelorganisme met gevoeligheid voor deze ziekte. Klinische beoordeling van de ernst en progressie van de ziekte zal worden aangetoond met behulp van fundoscopie, histologisch onderzoek en fluoresceïneangiografie. De inductieprocedure omvat subcutane injectie van een emulsie met een peptide (IRBP1-20) uit het oculaire eiwit interfotoreceptor retinoïde bindend eiwit (ook bekend als retinolbindend eiwit 3), Complete Freund's Adjuvant (CFA) en aangevuld met gedode Mycobacterium tuberculosis. Injectie van deze viskeuze emulsie op de achterkant van de nek wordt gevolgd door een enkele intraperitoneale injectie van Bordetella pertussis toxine. Bij het begin van de symptomen (dag 12-14) en onder algemene anesthesie worden fundoscopische beelden gemaakt om de progressie van de ziekte te beoordelen door middel van klinisch onderzoek. Deze gegevens kunnen direct worden vergeleken met die op latere tijdstippen en piekziekte (dag 20-22) met geanalyseerde verschillen. Tegelijkertijd stelt dit protocol de onderzoeker in staat om potentiële verschillen in vaatdoorlaatbaarheid en schade te beoordelen met behulp van fluoresceïneangiografie. EAU kan worden geïnduceerd in andere muizenstammen - zowel wildtype als genetisch gemodificeerd - en gecombineerd met nieuwe therapieën die flexibiliteit bieden voor het bestuderen van de werkzaamheid van geneesmiddelen en / of ziektemechanismen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol zal aantonen hoe experimentele auto-immune uveïtis (EAU) in de C57BL/6J-muis kan worden geïnduceerd door een enkele subcutane injectie van een retinaal antigeen in een geëmulgeerd adjuvans. Methoden voor het monitoren en beoordelen van ziekteprogressie zullen worden gedetailleerd door middel van fundoscopische beeldvorming en histologisch onderzoek, met meetparameters die binnenin worden beschreven. Daarnaast zal fluoresceïneangiografie, een techniek voor het onderzoeken van de retinale bloedvatstructuur en permeabiliteit, worden besproken.

Dit EAU-model vat centrale kenmerken van niet-infectieuze posterieure uveïtis bij mensen samen met betrekking tot clinicopathologische kenmerken en de basale cellulaire en moleculaire mechanismen die ziekte veroorzaken. EAU wordt gemedieerd door Th1- en/of Th17-subgroepen van zelfreactieve CD4+T-lymfocyten, zoals aangetoond in adoptieve overdrachtsexperimenten en met IFNγ-uitgeputte muizen1. Veel van ons begrip van de mogelijke rollen voor deze cellen bij uveïtis komt van het bestuderen van EAU2, waar zowel Th1- als Th17-cellen worden gedetecteerd in de retinale weefsels3. Vaak wordt EAU gebruikt als een preklinisch model om het nut van nieuwe therapieën bij het verzachten van ziekten te beoordelen. Therapeutische benaderingen die met succes de EAU-ziekte hebben gemoduleerd, hebben enige werkzaamheid in de kliniek aangetoond en de door de FDA goedgekeurde status bereikt. Voorbeelden hiervan zijn groepen immunoregulerende geneesmiddelen zoals de T-celgerichte therapieën: ciclosporine, FK-506 en rapamycine 4,5,6. Onlangs zijn interventies gericht op nieuwe paden ook onderzocht in dit model om zowel het mechanisme als het effect op de uitkomst van de ziekte te onderzoeken. Deze omvatten gerichte transcriptionele regulatie via chromatinelezer Bromodomain Extra-Terminal (BET) eiwitten en P-TEFb-remmers3. Bovendien hebben meer conventionele benaderingen zoals een VLA-4-remmer onlangs onderdrukking in EAU aangetoond via modulatie van effector CD4 + T-cellen7. Bovendien is gebleken dat het richten op Th17-cellen met TMP778, een RORγt-inverse agonist, ook EAU8 aanzienlijk onderdrukt. Bovendien biedt dit model de mogelijkheid om chronische auto-immuunontsteking in het netvlies en de bijbehorende onderliggende mechanismen zoals lymfocytenpriming te bestuderen.

De primaire uitlezingen voor preklinische studies van EAU zijn klinische beoordeling door het uitvoeren van retinale fundoscopie beeldvorming en minder vaak, door het beoordelen van retinale integriteit door optische coherentie tomografie (OCT). Retinale histopathologische evaluatie en immunofenotypering van retinale cellen door middel van flowcytometrie worden vervolgens bij beëindiging uitgevoerd. Fundoscopie is een eenvoudig te gebruiken live beeldvormingssysteem dat een snelle en reproduceerbare klinische beoordeling van het hele netvlies mogelijk maakt. Voor immunohistochemische beoordelingen zijn de technieken gebaseerd op de voorbereiding van retinale secties waarmee we weefselarchitectuur kunnen bestuderen op de mate van ontsteking en structurele schade9. De beoordelingscriteria en conventionele scoresystemen, voor alle gebruikte technieken, zullen in dit protocol worden beschreven. De omvang van de schade die is geregistreerd met behulp van fundoscopische beeldvorming correleert vaak nauw met histologische veranderingen. Deze dubbele benadering voor het monitoren en beoordelen van de ernst van de ziekte zorgt voor een grotere gevoeligheid en betrouwbaardere meetresultaten.

EAU is een gevestigde, veelgebruikte model voor preklinische testen en onderzoek van immuungemedieerde oogziekte. Dit model is betrouwbaar en reproduceerbaar met >95% ziekte-incidentie en genereert uitgebreide gegevens die kunnen worden gebruikt om nieuwe therapieën voor de behandeling van intraoculaire ontstekingsziekten te valideren of af te wijzen die wereldwijd een belangrijke oorzaak van blindheid in de werkende leeftijd vormen10.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de UK Animals (Scientific Procedures) Act van 1986 en de richtlijnen van het Institutional Animal Welfare and Ethical Review Body (AWERB).

1. Behuizing C57BL/6J muizen

  1. Huismuizen in een specifieke pathogeenvrije omgeving, op een 12 uur durende licht-donkercyclus en voedsel en water beschikbaar ad libitum.
  2. Voer alle experimenten uit op volwassen vrouwelijke C57BL/6J (vrouwen worden bij voorkeur gekozen omdat er een incidentie is van vrouwen op mannen 1,4 tot 1 bij uveïtispatiënten). Randomiseer vrouwelijke C57BL/6J muizen tussen 6-8 weken oud op gewicht en leeftijd. Huisvest de muizen in individueel geventileerde kooien (IVC) in groepen van 5-6 muizen per kooi.

2. Immunisatie van C57BL/6 muizen

  1. IRBP1-20 - CFA Emulsie Voorbereiding
    OPMERKING: Emulsiepreparaat is essentieel voor de reproduceerbaarheid en incidentie van ziekten; als zodanig moet alles in het werk worden gesteld om de consistentie tijdens het voorbereidingsproces en tussen experimenten te behouden. Bij het bereiden van de emulsie moet vooraf rekening worden gehouden met het verlies in de berekeningen van alle reagentia. Dit verlies kan ongeveer 1,5x zijn (of 50% extra van het voorbereide volume), op basis van het aantal muizen dat gepland is voor immunisatie. Zie het volgende voorbeeld hieronder. Om 10 muizen te immuniseren, bereidt u 15 muizen voor en gebruikt u 400 μg (peptide per 20 g muis) x 15 muizen = 6 mg. Elke muis moet 200 μL krijgen voor immunisatie (3 ml totaal). Het uiteindelijke volume bestaat uit een verhouding van 1:1 van peptide-oplossing en CFA, vandaar 1,5 ml peptide-oplossing en 1,5 ml CFA.
    1. Bereid alle steriele oplossingen in een laminaire flowkast met behulp van aseptische technieken.
    2. Weeg de gewenste hoeveelheid (400 μg per 20 g muis) menselijk IRBP1-20 (LAQGAYRTAVDLESLASQLT) gelyofiliseerd peptide af. Los peptide op in 100% DMSO. Bewaar de voorraad in gelyofiliseerde vorm bij -20 °C.
      OPMERKING: Om ervoor te zorgen dat het poeder volledig is opgelost, moet elke vlok eerst contact maken met de DMSO en geen teken van resterende vaste stof vertonen. Voeg PBS in kleine porties toe om het uiteindelijke volume te bereiken. Meng niet met een vortex, maar gebruik in plaats daarvan voorzichtig roeren met een pipet. De uiteindelijke concentratie DMSO mag niet hoger zijn dan 1% van het totale peptidepreparaatvolume. Het voorbereiden van de emulsie in een plastic buis van 20 ml met een taps toelopende bodem moet een betere toegankelijkheid van DMSO tot het gelyofiliseerde poeder mogelijk maken.
    3. Voeg DMSO-PBS-peptideoplossing toe bij 1:1 v/v aan CFA, dat al is aangevuld met 1,5 mg/ml gedode Mycobacterium tuberculosis, om een eindconcentratie van 2,5 mg/ml te geven. Voeg druppelsgewijs, pipetteer voorzichtig en vaak toe om een stroperige en gelijkmatig verdeelde emulsie te vormen.
    4. Belucht de peptideoplossing en CFA met een pipet van 1000 μL (ingesteld op 700 μL om verder verlies te voorkomen) en pipet om een romige dikke consistentie te genereren. Deze techniek omvat het gebruik van de pipet om herhaaldelijk op en neer te zuigen totdat de gewenste dikte is bereikt. Voor optimale resultaten, zorg ervoor dat de antigeenoplossing en het adjuvans grondig worden gemengd voordat u injecteert.
  2. Intraperitoneale injectie van kinkhoesttoxine
    1. Suspensie 1,5 μg Bordetella kinkhoesttoxine in 100 μL RPMI 1640 media aangevuld met 1% muizenserum11.
    2. Voer de i.p. injectie uit met een steriele spuit en een 23G naald.
      OPMERKING: Om verstoringen van de injectieplaats te voorkomen, moet het kinkhoesttoxine worden toegediend voordat het antigeen wordt geïnjecteerd.
    3. Breng elke muis tijdelijk over naar een aparte kooi om een enkele 100 μL i.p. injectie van Bordetella kinkhoesttoxine te ontvangen.
  3. Subcutane injectie van IRBP-emulsie
    1. Injecteer vervolgens de IRBP-emulsie subcutaan. Dit proces vereist twee dierenverzorgers die op de juiste manier zijn uitgerust met bescherming volgens gezondheids- en veiligheidsvoorschriften.
    2. Laat een getrainde persoon de muis lichtjes vasthouden bovenop de kooi in een nekvelachtige positie, met zijn maag naar beneden gericht, terwijl de andere getrainde persoon de huid knijpt om een tentachtige structuur op de achterkant van de nek te vormen waar de naald kan worden ingebracht om tussen de vinger en duim te glijden.
      LET OP: Er is een gevaar voor prikaccidenten.
    3. Zodra de naald is geplaatst, injecteert u 200 μL van de IRBP-emulsie. Draai bij het verwijderen van de naald de naaldkop om de huid te sluiten voordat u deze uittrekt en oefen daarna druk uit op de injectieplaats om reflux van de emulsie te voorkomen.
      LET OP: De emulsie mag geen contact maken met de huid of vacht van de muis, omdat dit irritatie kan veroorzaken en in ernstigere gevallen een laesie kan ontwikkelen. Als dit gebeurt, moet het gebied onmiddellijk en grondig worden afgeveegd met 70% ethanol en vervolgens worden gedroogd.
      OPMERKING: Als de drainerende lymfeklieren nodig zijn voor onderzoek aan het einde van het onderzoek, zal de injectieplaats anders zijn. Injecteer in dit geval 100 μL subcutaan aan beide zijden van de flank. Dit zal een sterkere reactie genereren op de drainerende inguinale lymfeklieren, die kunnen worden weggesneden op het moment van oogsten. Als het beoogde resultaat echter uitsluitend is om EAU te ontwikkelen, heeft een enkele injectie van 200 μL aan de achterkant van de nek de voorkeur om ongemak van meerdere injectieplaatsen te voorkomen.

3. Klinische evaluatie - Muis Fundus Onderzoek

OPMERKING: Klinische ziekte moet worden gescoord met behulp van fundusonderzoek, via bright-field live beeldvorming met behulp van een fundoscoop en Discover-software die wordt gebruikt voor visualisatie.

  1. Bij het begin van de ziekte (dag 12-14) verdoofde muizen onder algemene anesthesie met behulp van een combinatie van zowel Ketamine (50 mg / ml) als Domitor (Medetomidine; 1 mg / ml). Verdun 1-delige Domitor; 1,5 delen Ketamine en 2,5 delen steriel injecteerbaar water en injecteer vervolgens 100 μL per 30 g intraperitoneaal. Gebruik 1 ml steriele spuiten en 23G naalden voor de bovenstaande combinatie van anesthesie.
  2. Controleer hierna de muis om ervoor te zorgen dat alle reflexen verloren gaan en dat deze niet reageert op stimuli.
  3. Onmiddellijk na ontvangst van de i.p.-injectie en terwijl de muis nog steeds in een nekvel wordt gehouden, brengt u 1% tropicamide en 2,5% fenylefrine topisch aan op elk oog voor pupilverwijding. Streef ernaar om het hoornvlies volledig te bedekken met beide verwijdingsoplossingen. Het kan enkele minuten duren voordat de pupil volledig verwijd is.
  4. Breng daarna royaal aan op de oogviscotears zalf en onderhoud gedurende het hele beeldvormingsproces om het oog volledig gesmeerd en gehydrateerd te houden.
  5. Open in de tussentijd de software (bijvoorbeeld Discover) en stel de fundoscoop (bijv. Micron) in om beelden onder brightfield vast te leggen. Wijs elke individuele muis een map toe en label afbeeldingen met R of L volgens elk gefotografeerd oog.
  6. Monteer de muis op een speciaal gebouwd podium voor live visualisatie en plaats de microscoop voor volledige toegang tot het netvlies.
  7. Om een nauwkeurige weergave van de ziekte te krijgen, maakt u foto's van het hele retinale gebied, dat alle hoeken van de periferie beslaat, naast de optische schijf. Om dit te bereiken, past u het oculair overal aan. Het is van cruciaal belang dat het oog te allen tijde volledig gesmeerd blijft tijdens het beeldvormingsproces; zorg hiervoor door de oogzalf met een constante snelheid bij te vullen.
  8. Raadpleeg rubriek 4 (hieronder) in dit stadium om fluoresceïneangiografie uit te voeren.
  9. Zodra alle beeldvorming is voltooid, verdunt u anesthetische reversale antisedatie (5 mg / ml antisedan) in injecteerbaar water en dient u toe met 0,1 mg / kg i.p. Breng de muis terug naar een kooi en plaats hem op een voorverwarmde mat met toegang tot een nat geweekt dieet tot herstel. Volledig herstel wordt gekenmerkt door beweging van het hele lichaam en rond de kooi lopen met een gestage gang, meestal een paar uur.
  10. Herhaal op het aangewezen experimentele eindpunt (bijv. dag 21-23) stap 4.1-4.5 en maak opnieuw foto's van het hele retinale gebied, waarbij de optische schijf en alle hoeken van de periferie worden bedekt om een nauwkeurige weergave van de ziekte vast te leggen.

4. Fluoresceïne angiografie

  1. Om de lekkage van bloedvaten bij deze dieren te meten, terwijl u onder narcose bent, geeft u elke muis een injectie van 2% fluoresceïne subcutaan aan de achterkant van de nek en positie zodanig dat het netvlies in het midden van het live beeld wordt gecentraliseerd.
  2. Stel de fundoscoop in op een excitatiefilter voor blauw licht op 465-490 nm. Het licht dat wordt opgevangen door geëxciteerd fluoresceïne ligt tussen 520-530 nm.
  3. Maak na 1,5 min na de injectie met fluoresceïne een foto van elk netvlies en herhaal dit na 7 minuten opnieuw.
    OPMERKING: Timing is van cruciaal belang voor deze gebeurtenissen, als u niet in staat bent om beide vast te leggen, beeld dan slechts één oog.

5. Klinische ziektescore

  1. Baseer de klinische beoordeling op de ernst van de volgende criteria: optische schijfontsteking, retinale vaatmanchetten, retinale weefselinfiltraat en structurele schade.
  2. Geef elk van deze parameters een score op een schaal van 0 tot 5 en het collectieve totaal is representatief voor de klinische ziekte voor het hele oog, met een maximale score van 20 per oog. Tabel 1 kan worden gebruikt als leidraad voor scoringscriteria.

6. Histologie en histologische scoring

  1. Na het euthanaseren van de muizen door cervicale dislocatie, enucleate de ogen door de oogleden uit elkaar te prikken voor gemakkelijke toegang tot het hele oog.
  2. Plaats vervolgens gebogen tangen achter de bol met de bedoeling het orbitale bindweefsel en de oogzenuw te grijpen. Zorg ervoor dat u de wereld niet samenknijpt.
  3. Plaats voor fixatie het oog in 4% glutaaraldehyde gedurende minimaal 15 minuten om netvliesloslating te minimaliseren en breng vervolgens over op 10% formaldehyde gedurende ten minste 24 uur. 1-2 ml fixatief zou voldoende volume geven om twee ogen te bedekken.
  4. Voer inbedding uit in paraffine, secties op een microtoom en kleuring volgens standaardprotocollen. 3-4 μm sectiedikte wordt aanbevolen voor elk type kleuring.
  5. Voer histologisch onderzoek van de ogen uit met behulp van standaardprotocollen voor Hematoxyline en Eosine (H &E) kleuring.
  6. Wijs scores toe op een schaal van 0-4, volgens de criteria voor EAU-scoring, op basis van de mate van de infiltratie van immuuncellen in het netvlies en het vaatvlies, de verstoring van de retinale lagen, de mate van granuloomvorming en de mate van netvliesloslating, wat wijst op retinale schade, zoals eerder beschreven (Agarwal 2013) en samengevat in tabel 211.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dit protocol beschrijven we een stapsgewijze methode voor het induceren van een model van experimentele auto-immune uveïtis (EAU) door muizen te immuniseren met een uveitogene retinale peptide afgeleid van IRBP. De beoordeling van ziekten waarbij gebruik wordt gemaakt van veelgebruikte en gemakkelijk toegankelijke benaderingen, wordt behandeld, hoewel deze niet exclusief zijn en kunnen worden toegevoegd aan of gedeeltelijk worden vervangen door andere beeldvormingstechnieken. De eerste tekenen van EAU bij C57BL/6J-mui...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Experimentele diermodellen zijn noodzakelijke hulpmiddelen voor het bestuderen van ziektepathogenese en preklinisch testen van nieuwe therapeutische paradigma's. In het huidige protocol hebben we een methodologie besproken voor het induceren, monitoren en scoren van EAU, een experimenteel model van intraoculaire inflammatoire uveïtis. Dit EAU-model heeft meer dan 95% ziekte-incidentie wanneer alle procedures worden uitgevoerd volgens het hierin beschreven protocol en resulteert in de ontwikkeling van chronische, monofasi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenconflicten te verklaren met dit werk.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JG kreeg een UCL Impact Studentship en Rosetrees Trust-financiering om CB te ondersteunen. VC ontving een onderzoekssubsidie van Akari Therapeutics Inc. We willen het UCL Institute of Ophthalmology, Biological Service Unit bedanken, in het bijzonder mevrouw Alison O'Hara en haar team voor hun technische ondersteuning.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
antisedanZOETIS, USAvoor het wakker worden
Complete Freund’s Adjuvant; CFASigma, UKF5881voor immunisatie 
DomitorOrion Pharma, Finlandvoor anesthesie
FlouresceinSigma, UKF2456voor Angiografie
IRBP1-20Chamberidge peptide, UKpeptide; antigeen 
KetamineOrion Pharma, Finlandvoor anesthesie
Micron IIIPhoenix Research, USAvoor fundoscopie
Mouse SerumSigma, UKM5905voor immunisatie 
Mycobacterium terberculosisSigma, UK344289voor immunisatie 
Pertussis ToxinSigma, UKP2980voor immunisatie 
phenylephrine hydrochloride 2.5% Bausch & Lomb UK PHEN25voor dilatatie 
Tropicamide 1%SANDOZvoor dilatatie 
ViscotearsWELDRICKS Pharmacy, UK2082642voor oogbevochtiging

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lyu, C., et al. TMP778, a selective inhibitor of RORgammat, suppresses experimental autoimmune uveitis development, but affects both Th17 and Th1 cell populations. The European Journal of Immunology. 48, 1810-1816 (2018).
  2. Klaska, I. P., Forrester, J. V. Mouse models of autoimmune uveitis. Current Pharmaceutical Design. 21, 2453-2467 (2015).
  3. Eskandarpour, M., Alexander, R., Adamson, P., Calder, V. L. Pharmacological Inhibition of Bromodomain Proteins Suppresses Retinal Inflammatory Disease and Downregulates Retinal Th17 Cells. The Journal of Immunology. 198, 1093-1103 (2017).
  4. Mochizuki, M., et al. Preclinical and clinical study of FK506 in uveitis. Current Eye Research. 11, Suppl 87-95 (1992).
  5. Nguyen, Q. D., et al. Intravitreal Sirolimus for the Treatment of Noninfectious Uveitis: Evolution through Preclinical and Clinical Studies. Ophthalmology. 125, 1984-1993 (2018).
  6. Leal, I., et al. Anti-TNF Drugs for Chronic Uveitis in Adults-A Systematic Review and Meta-Analysis of Randomized Controlled Trials. Frontiers in Medicine (Lausanne). 6, 104(2019).
  7. Chen, Y. H., et al. Functionally distinct IFN-?+ IL-17A+ Th cells in experimental autoimmune uveitis: T-cell heterogeneity, migration, and steroid response. European Journal of Immunology. 50 (12), 1941-1951 (2020).
  8. Xu, H., et al. A clinical grading system for retinal inflammation in the chronic model of experimental autoimmune uveoretinitis using digital fundus images. Experimental Eye Research. 87, 319-326 (2008).
  9. Copland, D. A., et al. The clinical time-course of experimental autoimmune uveoretinitis using topical endoscopic fundal imaging with histologic and cellular infiltrate correlation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49, 5458-5465 (2008).
  10. Dick, A. D. Doyne lecture 2016: intraocular health and the many faces of inflammation. Eye (Lond). 31, 87-96 (2017).
  11. Agarwal, R. K., Silver, P. B., Caspi, R. R. Rodent models of experimental autoimmune uveitis. Methods in Molecular Biology. 900, 443-469 (2012).
  12. Caspi, R. R. A look at autoimmunity and inflammation in the eye. Journal of Clininical Investigation. 120, 3073-3083 (2010).
  13. Caspi, R. R., et al. Mouse models of experimental autoimmune uveitis. Ophthalmic Research. 40, 169-174 (2008).
  14. Shao, H., et al. Severe chronic experimental autoimmune uveitis (EAU) of the C57BL/6 mouse induced by adoptive transfer of IRBP1-20-specific T cells. Experimental Eye Research. 82, 323-331 (2006).
  15. Horai, R., et al. Microbiota-Dependent Activation of an Autoreactive T Cell Receptor Provokes Autoimmunity in an Immunologically Privileged Site. Immunity. 43, 343-353 (2015).
  16. Chen, J., et al. Comparative analysis of induced vs. spontaneous models of autoimmune uveitis targeting the interphotoreceptor retinoid binding protein. PLoS One. 8, 72161(2013).
  17. Chen, J., Qian, H., Horai, R., Chan, C. C., Caspi, R. R. Use of optical coherence tomography and electroretinography to evaluate retinal pathology in a mouse model of autoimmune uveitis. PLoS One. 8, 63904(2013).
  18. Harry, R., et al. Suppression of autoimmune retinal disease by lovastatin does not require Th2 cytokine induction. Journal of Immunology. 174, 2327-2335 (2005).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

IRBP 1 20 peptidecompleet adjuvans van FreundBordetella pertussis toxinefundusbeeldvormingfluoresce ne angiografiehistologische analyseC57BL 6J muisintraoculaire ontstekingziekteprogressie

Gerelateerde artikelen