Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie

2.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62047

⸱

10 december 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine, Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine, University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology, Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery, Heart Center Leipzig

In dit artikel

Samenvatting

De microcirculatie van het ruggenmerg speelt een cruciale rol bij dwarslaesie. De meeste methoden laten geen real-time beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg toe, wat essentieel is voor de ontwikkeling van microcirculatiegerichte therapieën. Hier stellen we een protocol voor met behulp van Laser-Doppler-Flow Needle-sondes in een groot diermodel van ischemie / reperfusie.

Samenvatting

Dwarslaesie is een verwoestende complicatie van aortaherstel. Ondanks ontwikkelingen voor de preventie en behandeling van dwarslaesie, is de incidentie ervan nog steeds aanzienlijk hoog en beïnvloedt daarom de uitkomst van de patiënt. Microcirculatie speelt een sleutelrol bij weefselperfusie en zuurstoftoevoer en wordt vaak losgekoppeld van de macrohemodynamiek. Directe evaluatie van de microcirculatie van het ruggenmerg is dus essentieel voor de ontwikkeling van microcirculatiegerichte therapieën en de evaluatie van bestaande benaderingen met betrekking tot de microcirculatie van het ruggenmerg. De meeste methoden bieden echter geen realtime beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg. Het doel van deze studie is om een gestandaardiseerd protocol te beschrijven voor real-time microcirculatie van het ruggenmerg met behulp van laser-Doppler naaldsondes die rechtstreeks in het ruggenmerg zijn ingebracht. We gebruikten een varkensmodel van ischemie/reperfusie om verslechtering van de microcirculatie van het ruggenmerg te induceren. Daarnaast werd een fluorescerende microsfeerinjectietechniek gebruikt. Aanvankelijk werden dieren verdoofd en mechanisch geventileerd. Daarna werd het inbrengen van laser-Doppler-naaldsonde uitgevoerd, gevolgd door de plaatsing van cerebrospinale vloeistofafvoer. Een mediane sternotomie werd uitgevoerd voor blootstelling van de dalende aorta om aortakruisklemmen uit te voeren. Ischemie/reperfusie werd geïnduceerd door supra-coeliakie aorta kruisklemming gedurende in totaal 48 minuten, gevolgd door reperfusie en hemodynamische stabilisatie. Laser-Doppler Flux werd parallel aan macrohemodynamische evaluatie uitgevoerd. Bovendien werd geautomatiseerde cerebrospinale vloeistofdrainage gebruikt om een stabiele cerebrospinale druk te handhaven. Na voltooiing van het protocol werden dieren geofferd en werd het ruggenmerg geoogst voor histopathologische en microsfeeranalyse. Het protocol onthult de haalbaarheid van microperfusiemetingen van het ruggenmerg met behulp van laser-Doppler-sondes en toont een duidelijke afname tijdens ischemie en herstel na reperfusie. De resultaten toonden vergelijkbaar gedrag als fluorescerende microsfeerevaluatie. Kortom, dit nieuwe protocol kan een nuttig groot diermodel bieden voor toekomstige studies met behulp van real-time microperfusiebeoordeling van het ruggenmerg bij ischemie / reperfusieomstandigheden.

Inleiding

Dwarslaesie geïnduceerd door ischemie / reperfusie (SCI) is een van de meest verwoestende complicaties van aortaherstel geassocieerd met verminderde uitkomst1,2,3,4. De huidige preventie- en behandelingsopties voor dwarslaesie omvatten de optimalisatie van macrohemodynamische parameters en de normalisatie van cerebrospinale vloeistofdruk (CSP) om de perfusiedruk van het ruggenmerg te verbeteren2,5,6,7,8,9. Ondanks de implementatie van deze manoeuvres varieert de incidentie van DWARSLAESIE nog steeds tussen 2% en 31%, afhankelijk van de complexiteit van aortaherstel10,11,12.

Onlangs heeft microcirculatie meer aandacht gekregen13,14. Microcirculatie is het gebied van cellulaire zuurstofopname en metabole uitwisseling en speelt daarom een cruciale rol in orgaanfunctie en cellulaire integriteit13. Verminderde microcirculatiebloedstroom is een belangrijke determinant van weefselischemie geassocieerd met verhoogdemortaliteit 15,16,17,18,19. Aantasting van de microcirculatie van het ruggenmerg is geassocieerd met verminderde neurologische functie en uitkomst20,21,22,23. Daarom is optimalisatie van microperfusie voor de behandeling van dwarslaesie een zeer veelbelovende aanpak. Persistentie van microcirculatiestoornissen, ondanks macrocirculatie-optimalisatie, is beschreven26,27,28,29. Dit verlies van hemodynamische coherentie komt vaak voor bij verschillende aandoeningen, waaronder ischemie / reperfusie, met de nadruk op de noodzaak van directe microcirculatie-evaluatie en microcirculatiegerichte therapieën26,27,30.

Tot nu toe hebben slechts enkele studies laser-Doppler-sondes gebruikt voor real-time beoordeling van microcirculatiegedrag van het ruggenmerg20,31. Bestaande studies hebben vaak microsfeerinjectietechnieken gebruikt, die worden beperkt door intermitterend gebruik en postmortemanalyse32,33. Het aantal verschillende metingen met behulp van microsfeerinjectietechniek wordt beperkt door de beschikbaarheid van microsferen met verschillende golflengten. Bovendien is, in tegenstelling tot laserdopplertechnieken, real-time beoordeling van microperfusie niet mogelijk, omdat postmortemweefselverwerking en -analyse nodig is voor deze methode. Hier presenteren we een experimenteel protocol voor de real-time beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg in een varkensmodel van ischemie / reperfusie.

Deze studie maakte deel uit van een groot dierproject dat een gerandomiseerde studie combineerde waarin de invloed van kristalloïden versus colloïden op microcirculatie bij ischemie / reperfusie werd vergeleken met een exploratieve gerandomiseerde studie naar de effecten van vloeistoffen versus vasopressoren op microperfusie van het ruggenmerg. Flow probe 2-puntskalibratie en drukpuntkatheterkatheterkalibratie is eerder beschreven34. Naast het gerapporteerde protocol werden fluorescerende microsferen gebruikt voor de meting van microperfusie van het ruggenmerg, zoals eerder beschreven, met behulp van 12 monsters van ruggenmergweefsel voor elk dier, waarbij monsters 1-6 het bovenste ruggenmerg vertegenwoordigen en 7-12 het onderste ruggenmergvertegenwoordigen 35,36. Microsfeerinjectie werd uitgevoerd voor elke meetstap na de voltooiing van Laser-Doppler-opnames en macrohemodynamische evaluatie. Histopathologische evaluatie werd uitgevoerd met behulp van de Kleinman-Score zoals eerder beschreven37.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De studie werd goedgekeurd door de Regeringscommissie voor de verzorging en het gebruik van dieren van de stad Hamburg (referentienummer 60/17). De dieren kregen zorg in overeenstemming met de 'Guide for the Care and Use of Laboratory Animals' (NIH-publicatie nr. 86-23, herzien 2011) en felasa-aanbevelingen en experimenten werden uitgevoerd volgens de ARRIVE-richtlijnen24,25. Deze studie was een acute proef en alle dieren werden aan het einde van het protocol geëuthanaseerd.

OPMERKING: Het onderzoek werd uitgevoerd bij zes drie maanden oude mannelijke en vrouwelijke varkens (German Landrace) met een gewicht van ongeveer 40 kg. De dieren werden ten minste 7 dagen voorafgaand aan de experimenten naar de dierenverzorgcentra gebracht en werden gehuisvest in overeenstemming met de aanbevelingen voor dierenwelzijn. Dieren kregen voedsel en water ad libitum en hun gezondheidstoestand werd regelmatig beoordeeld door de verantwoordelijke dierenarts. Voorafgaand aan de experimenten werd een vastentijd van 12 uur aangehouden. De gehele experimentele procedure en behandeling van de dieren werd begeleid door de verantwoordelijke dierenarts.

1. Anesthesie inductie en onderhoud van anesthesie

  1. Voor anesthesie-inductie en onderhoud van anesthesie, premedicatie van de dieren en verdoof ze diep met behulp van een intramusculaire injectie gevolgd door intraveneuze injecties, indien nodig, om endotracheale intubatie uit te voeren. Induceer en onderhoud daarna anesthesie door een combinatie van een vluchtig anesthesiemiddel te gebruiken met een continue opioïde toepassing aangevuld met een extra opioïde bolusinjectie.
  2. Voer intramusculaire injecties uit van ketamine 20 mg kg-1,azaperon 4 mg·kg-1en midazolam 0,1 mg·kg-1 voor premedicatie en sedatie.
  3. Plaats een veneuze katheter in een oorader, zorg voor de juiste fixatie en beoordeel de functionaliteit door snel 10 ml zoutoplossing aan te brengen.
  4. Leg het dier in rugligging op een verwarmende deken om warmteverlies te voorkomen.
  5. Stel basismonitoring in met elektrocardiografie (ECG) en pulsoximetrie om de cardio-pulmonale toestand van de dieren te bewaken en sluit deze aan op de basisbewakingshardware.
  6. Dien 15 L·min-1 zuurstof toe via een varkensvormig masker voor preoxygenatie.
  7. Injecteer intraveneuze boli van 0,1 mg kg-1 van 1% propofol, indien nodig, en voer endotracheale intubatie uit.
  8. Zorg voor de juiste plaatsing met eindgetijdencapnografie en auscultatie, dien 0,1 mg •kg-1 pancuronium toe en zorg voor een goede fixatie van de endotracheale buis.
  9. Stel volumegestuurde ventilatie in met behulp van getijdenvolumes van 10 ml kg-1 lichaamsgewicht-1,een positieve eind-expiratoire druk van 10 cmH2O en een fractie geïnspireerde zuurstof (FiO2)van 0,3 met behulp van het anesthesieapparaat. Pas de ventilatorfrequentie aan om een eind-expiratoire kooldioxidespanning (etCO2) van 35-45 mmHg te handhaven.
  10. Introduceer een maagsonde, zuigkracht van maagvloeistoffen, bevestig de buis op de juiste manier en sluit deze aan op een opvangzak. Sluit de ogen van het dier zorgvuldig om uitdroging van de ogen tijdens de anesthesie te voorkomen.
  11. Behoud de anesthesie door continue infusie van fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) en sevofluraan (3,0% verlopen concentratie, geleverd door de damp). Zorg voor een adequaat niveau van anesthesie door zorgvuldige observatie van vitale functies en beademingsparameters, evenals door afwezigheid van bewegingen tijdens het hele protocol, met speciale aandacht voor de fasen van chirurgische stimulus. Geef extra bolusdosis fentanyl (50 μg) als er aanwijzingen zijn voor pijn of angst.
    OPMERKING: Zorg voor de aanwezigheid van onderzoekers die ervaring hebben met dierenanesthesie tijdens de hele procedure en gebruik toezicht door een ervaren dierenarts om de juiste anesthesie te garanderen.
  12. Dien een infusiesnelheid bij aanvang toe van 10 ml kg-1·h-1 gebalanceerde kristalloïden om vochtverliezen te compenseren tijdens anesthesie, chirurgische voorbereiding en uitvoering van het experimentele protocol. Gebruik een vloeistofwarmer om warmteverlies te voorkomen.
  13. Reinig de huid van het varken voorzichtig met zeepwater. Gebruik een huiddesinfectieoplossing die povidon-jodium bevat om huidverontreiniging te verminderen. Gebruik steriele handschoenen voor chirurgische preparaten. Breng 300 mg clindamycine aan als antimicrobiële profylaxe en herhaal de dosering na 6 uur.

2. Plaatsing van de sonde

  1. Plaats het dier in de rechter zijwaartse positie en buig de rug van het dier om de ruimte tussen de wervels te verbreden.
  2. Stel het paravertebrale gebied operatief bloot voor de bereiding van processus spinosus en wervelbogen(figuur 1A).
  3. Plaats een vasculaire 14 G perifere aderkatheter paramediaan in het ruggenmerg ter hoogte van de thoracale wervel (Th) 13/14 of lumbale wervel (L) 1/2 tussen twee wervelbogen (Figuur 1B).
  4. Verwijder de naald, plaats de laser/Doppler naaldsonde over de aderkatheter(figuur 1C)en test de signaalkwaliteit door verbinding met de aangewezen hard- en software. Zorg voor een stabiel signaal met matige pulsatiliteit.
  5. Bevestig de sonde zorgvuldig met hechtingen(figuur 1D)en gebruik vulling om ontwrichting of knikken van de sonde te voorkomen.
  6. Voor percutane plaatsing van cerebrospinale vloeistofdrainage voor het meten en regelen van de hersendruk, identificeert u het niveau van L 4/5 of L 5/6, prikt u de huid en de onderhuidse ruimte door met de inleidende naald en verwijdert u de inlegnaald.
  7. Plaats een met zoutoplossing gevulde spuit op de naald en breng de naald voorzichtig met constante druk op de met vloeistof gevulde spuit.
  8. Zodra een verlies van weerstand wordt gevoeld als bewijs voor de epidurale positie, introduceert u de inlegnaald opnieuw en introduceert u de naald 2-3 mm verder om de dura mater te doorboren en de inlegnaald te verwijderen.
  9. Controleer de intrathecale positie door snel heldere vloeistof te druppelen. Breng de afvoer tot 20 cm diepte aan, bevestig de Luer-lock adapter en controleer de positie door zorgvuldige aspiratie van vloeistof.
  10. Bevestig de drainage zorgvuldig met hechtingen en sluit deze aan op het cerebrospinale vloeistofafvoersysteem.
  11. Leg de schedel achter het linkeroor bloot en voer voorzichtig een boorgattrepanatie van de huid uit met behulp van een boorbevestiging van 6 mm.
  12. Introduceer een tweede laser doppler sonde rechtstreeks in de hersenen. Bevestig de sonde zorgvuldig met hechtingen en test de signaalkwaliteit door verbinding met aangewezen hard- en software. Nogmaals, zorg ervoor dat er een stabiel signaal is met matige pulsatiliteit.
  13. Koppel alle sondes los, plaats het dier voorzichtig in rugligging en zorg voor een onaangetaste sondepositie. Zorg ervoor dat ten minste 4-5 onderzoekers deze manoeuvre uitvoeren.
  14. Sluit de sondes opnieuw aan en controleer de signaalkwaliteit opnieuw.
  15. Sluit de uitgangskanalen van de laser-Doppler hardware aan op de versterker en synchrone acquisitie hardware en software om bovendien laser/Doppler Flux gelijktijdig op te nemen met macrohemodynamische signalen.
  16. Kalibreer flux volgens eenheid (PU) met 2-puntskalibratie.
    1. Druk op Enter om het menu te openen en selecteer de instelling voor analoge uitvoer.
    2. Gebruik de weergegeven conversiefactor (5,0 V = 1000 PU) om Flux te kalibreren met 2-puntskalibratie voor gebruik met de synchrone acquisitiesoftware.
    3. Selecteer Terug om terug te keren naar het vorige menu en selecteer Meting om door te gaan met meten.
    4. Open de synchrone acquisitiesoftware. Selecteer nul alle ingangen in het menu Setup. Sluit alle ingangen aan op de gebruikte apparaten en sondes.
    5. Voer 2-puntskalibratie voor Flux uit door op het vervolgkeuzemenu van het Flux-kanaalte klikken. Selecteer 2-puntskalibratie. Stel eenhedenconversie in op aan en selecteer BPU als eenheden. Stel voor punt 1 0 V in op 0 BPU. Stel voor punt 2 5,0 V in op 1000 BPU. Selecteer seteenheden voor alle en nieuwe gegevens. Druk op OK om het menu te sluiten.
  17. Start continue cerebrospinale vloeistofdrainage met een doeldruk van 10 mmHg en drainagevolume van 20 ml h-1.

3. Katheter plaatsen

  1. Leg beide dijbeenslagaders bloot.
  2. Ligging het distale deel van de rechter femurslagader, sluit tijdelijk het proximale lumen van de slagader af met behulp van een vaatlus, voer een 2 mm snede van het vat uit met behulp van een Potts 'schaar en introduceer de geleidingsdraad.
  3. Introduceer de geleidingsdraad verder, zorg voor weerstandsvrij inbrengen en vermijd knikken van de draad; breng de katheter over de draad.
  4. Bevestig de katheter met hechtingen.
  5. Zorg voor de juiste positie door aspiratie van arterieel bloed geverifieerd met bloedgasanalyse en arteriële signaalmeting na de juiste aansluiting op de bloeddruk en trans-cardiopulmonale monitoring hard- en software.
  6. Plaats een flow-probe van 5 mm op de linker femorale slagader en test de signaalkwaliteit door aansluiting op de flowmeter.
  7. Sluit beide liezen met hechtingen.
  8. Leg de rechter halsslagader en de rechter interne halsader bloot voor het plaatsen van 8 Fr. inleidende omhulsels.
  9. Ga voor het plaatsen van de katheter op dezelfde manier te werk als beschreven in 3.2-3.4.
  10. Sluit het zijlumen van de halsslagaderinleidende mantel aan op de basisdrukbewakings- en pulmonale thermoverdunningshardware voor arteriële drukmeting.
  11. Introduceer een drukpuntkatheter in de oplopende aorta en controleer de positie door verbinding met de versterker en synchrone acquisitie hard- en software.
  12. Plaats een Swan-Ganz longslagaderkatheter via de veneuze schede in de longslagader door de ballon op te blazen met lucht op 20 cm diepte en voorzichtig in te brengen totdat een wigdruk wordt gezien in de hemodynamische curve. Laat de ballon leeglopen en trek de katheter 2 cm naar achteren. Zorg voor een bevredigende signaalkwaliteit van de pulmonale slagaderdruk. Sluit de thermistors aan op basisdrukbewaking en pulmonale thermoverdunningshardware.
  13. Gebruik sonografische begeleiding voor percutane plaatsing van een 12 Fr. 5-Lumen centrale veneuze katheter voor toediening van geneesmiddelen en centrale veneuze drukmeting in de externe rechter halsader. Gebruik de 6-stappenbenadering voor echografische plaatsing38
  14. Sluit het distale lumen van de katheter aan op de bloeddruk en trans-cardiopulmonale monitoring hard- en software. Schakel alle geneesmiddelen en infusies over naar de centraal veneuze katheter. Gebruik verschillende lumen voor pijnstillers, vloeistoffen en catecholaminen en spaar het grote lumen voor toediening van colloïden tijdens volumebelastingsstappen.

4. Chirurgische voorbereiding

  1. Voer een mini-laparotomie uit, mobiliseer de blaas, breng een foleykatheter in voor urinedrainage, blaas de ballon op met zoutoplossing en bevestig de katheter met zakjesnaden.
  2. Sluit de katheter aan op een urineopvangzak met de hoeveelheid urine in ml.
  3. Verhoog de FiO2 tot 1,0 en dien 0,1 mg kg-1 pancuronium intraveneus opnieuw toe.
  4. Voer een mediane sternotomie uit door elektrocauterie te gebruiken voor het voorbereiden op het borstbeen. Ontleed het borstbeen voorzichtig van het omliggende weefsel. Voer retrosternale plaatsing van een kompres uit om verwondingen te voorkomen.
  5. Stop de ventilatie en verdeel het bot met een oscillerende zaag. Ga door met ventileren en verlaag FiO2 tot 0,3. Gebruik elektrocauterie om bloedingen te verminderen en sluit het borstbeen af met botwas.
  6. Mobiliseer zorgvuldig de top van de linkerlong en verdeel het linker laterale deel van het diafragma om chirurgische blootstelling te vergemakkelijken.
  7. Stel de dalende aorta proximaal bloot aan de coeliakiestam door zachte terugtrekking van de linkerlong, zorgt voor ongestoorde beademing en vermijdt trauma aan de linkerlong (figuur 2A) en deel het omliggende weefsel (figuur 2B). Dien 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïde toe als hemodynamische stabilisatie nodig is.
  8. Plaats een overgreep rond de dalende aorta om een goede belichting te garanderen(figuur 2C).
  9. Bevestig een stroomsonde rond de dalende thoracale aorta(figuur 2D). Zorg voor een goede signaalkwaliteit door aansluiting op de flowmodule en synchrone acquisitie hard- en software. Gebruik contactgel om de signaalkwaliteit te verbeteren indien nodig.
  10. Bevestig een vatlus rond de dalende aorta, distaal aan de stroomsonde om het gebied van aortakruisklemmen te markeren.

5. Beoordeling en gegevensverzameling

  1. Nul alle katheters en niveaukatheters met behulp van met vloeistof gevulde lijnen die op het juiste atriale niveau zijn geplaatst.
  2. Plaats naald-ECG-elektroden en sluit deze aan op de synchrone acquisitie hard- en software.
  3. Beoordeling van trans-cardiopulmonale thermoverdunning en aortastroom- en drukmetingen zijn eerder beschreven 34.
  4. Voor cardiale outputmeting met behulp van thermoverdunning van de longslagader, voert u 3 injecties uit met 10 ml koude zoutoplossing en let op de gemiddelde waarde die wordt weergegeven door basisbewakingshardware.
  5. Start de laser-Doppler-software door simpelweg op Startte drukken en stel een markering in voor elke meetstap door de stappen zorgvuldig te labelen als M0 tot M5.

6. Experimenteel protocol

  1. Voer nulmetingen uit (M0).
  2. Voer hemodynamische optimalisatie uit met behulp van volumebelastingsstappen van 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïde. Voer elke volumebelastingsstap gedurende 5 minuten uit met behulp van infusies onder druk. Na voltooiing van elke volumebelastingsstap, wacht u 5 minuten voor evenwicht. Begin met volumebelasting totdat de toename van de cardiale output <15% is.
  3. Herhaal metingen (M1) na voltooiing van hemodynamische optimalisatie.
  4. Induceer ischemie/reperfusie gedurende in totaal 48 minuten supra-coeliakie aorta kruisklemming door een aortaklem op het gemarkeerde gebied te plaatsen.
  5. Breng aortaklemmen aan in oplopende volgorde van intervallen van 1,2, 5, 10 en 30 minuten om de overleving van de dieren tijdens het onderzoeksprotocol te verbeteren.
  6. Ga door met aorta-kruisklemmen na elk interval na maximaal 5 minuten of na normalisatie van de femorale slagaderstroom.
  7. Voer handmatige instroom occlusie van de inferieure vena cava uit om bloeddrukstijgingen van > 100 mmHg gemiddelde arteriële druk te voorkomen.
  8. Dien bolusinjecties van noradrenaline of epinefrine toe tijdens de klemfase, indien nodig, om verlagingen van de gemiddelde arteriële druk onder 40 mmHg te voorkomen.
  9. Herhaal de metingen aan het einde van het kleminterval van 30 minuten voorafgaand aan de reperfusie (M2).
  10. Open de klem geleidelijk om hemodynamische stabiliteit te garanderen. Sluit de klem als de bloeddruk te snel daalt en laat stabilisatie toe.
  11. Dien 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïden toe, evenals extra bolusinjecties van 10-20 μg noradrenaline en / of epinefrine voor stabilisatie. Dien 2 ml kg-1 van 8,4% natriumbicarbonaat toe als de pH onder de 7,1 daalt. Zorg voor een goede aanpassing van de ademhalingsfrequentie om normocapnie te garanderen.
  12. Herhaal metingen 1 uur na reperfusie (M3).
  13. Herhaal hemodynamische optimalisatie zoals beschreven onder 6.2 en herhaal metingen (M4).
  14. Voer de laatste metingen 4,5 uur na de inductie van ischemie/reperfusie (M5) uit.

7. Euthanasie

  1. Dien intraveneus 40 mmol kaliumchloride toe voor euthanasie om ventriculaire fibrillatie en asystolie te induceren.
  2. Beëindig de beademing en verwijder alle katheters.

8. Orgaanoogst

  1. Plaats het dier in buikligging en verwijder de naaldsondes en de drainage.
  2. Stel de wervelkolom bloot door huidincisie en verwijdering van spierweefsel met behulp van een scalpel en een tang.
  3. Gebruik een oscillerende zaag om de wervelboog paramediaan aan beide zijden te verdelen en verwijder het dorsale deel van het wervelbot door het processus spinosus voorzichtig zijwaarts te bewegen om de resterende verbindingen los te maken.
  4. Gebruik een tang om het ruggenmerg voorzichtig van de caudale naar de schedeluiteinden te tillen en gebruik een scalpel om de spinale zenuwen door te snijden om het ruggenmerg te verwijderen.
  5. Bewaar het ruggenmerg in 4% formaline tot verder gebruik voor histopathologische evaluatie of microsfeerkwantificering.

9. Statistische analyse

  1. Gebruik statistische software.
  2. Zorg voor een normale verdeling door inspectie van histogrammen en log-transform variabelen indien nodig.
  3. Onderwerp de afhankelijke variabelen - ruggenmerg Flux, cardiale output, hartslag, slagvolume, systolische arteriële druk, gemiddelde arteriële druk, diastolische arteriële druk, centrale veneuze druk, systemische vasculaire weerstand - evenals microperfusie van het bovenste en onderste ruggenmerg zoals beoordeeld met fluorescerende microsferen indien gewenst - aan algemene lineaire gemengde modelanalyses, met behulp van de routinematige GENLINMIXED voor continue gegevens met een identiteitsverbindingsfunctie.
  4. Gebruik basislijnaanpassingen.
  5. Geef modellen op met vaste effecten voor variabele basislijn en meetpunt. Beschouw meetpunt als herhaalde metingen bij dieren.
  6. Rapporteer p-waarden van vaste effecten voor meetpunt voor elke parameter.
  7. Gebruik voor fluorescentiemicrosfeeranalyse van het ruggenmerg (onderste ruggenmerg, bovenste ruggenmerg) daarnaast als vast effect en interactie tussen regio en meetpunt om interacties tussen regio's en meetpunt te evalueren en ook p-waarden van vaste effecten voor interactie te rapporteren.
  8. Berekende baseline gecorrigeerde marginale gemiddelden met 95% betrouwbaarheidsinterval (CI) voor alle afhankelijke variabelen op meetpunten M1-M5, gevolgd door paarsgewijze vergelijkingen via tests met het kleinste significante verschil.
  9. Druk variabelen uit als gemiddelde (95% BI). Druk het diergewicht uit als gemiddelde ± standaardafwijking.
  10. Presenteer niet-gecorrigeerde p-waarden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Alle zes de dieren overleefden tot de voltooiing van het protocol. Het gewicht van het dier was 48,2 ± 2,9 kg; vijf dieren waren mannelijk en één dier was vrouwelijk. Het inbrengen van de ruggenmergsnaaldsonde en het meten van de flux van het ruggenmerg was bij alle dieren haalbaar.

Voorbeelden van real-time microcirculatie-opnames van het ruggenmerg in combinatie met cerebrale microcirculatie- en macrohemodynamische opnames tij...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dwarslaesie geïnduceerd door ruggenmergischemie is een belangrijke complicatie van aortaherstel met een enorme impact op de uitkomst van de patiënt1,2,3,4,10,11,12. Microcirculatiegerichte therapieën om dwarslaesie te voorkomen en te behandelen zijn het meest veelbelovend. Het protocol biedt...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Constantin J.C. Trepte heeft een ereprijs ontvangen voor lezingen van Maquet. Alle andere auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben. Deze studie werd ondersteund door de European Society of Anaesthesiology Young Investigator Start-Up Grant 2018.

Dankbetuigingen

De auteurs willen graag Lena Brix, V.M.D, Institute of Animal Research, Hannover Medical School, evenals mevrouw Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, Universitair Medisch Centrum Hamburg-Eppendorf, Duitsland, bedanken voor het bieden van pre- en perioperatieve dierverzorging en hun technische assistentie bij het hanteren van dieren. De auteurs willen verder Dr. Daniel Manzoni, afdeling Vaatchirurgie, Hôpital Kirchberg, Luxemburg, bedanken voor zijn technische bijstand.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
CardioMed FlowmeterMedistim AS, Oslo, NorwayCM4000Flowmeter voor Flow-Probe Femorale Arterie
CardioMed Flow-Probe, 5mmMedistim AS, Oslo, NorwayPS100051Flow-Probe Femorale Arterie
COnfidence probe, Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USAMA16PAUFlow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane VaporDräger Medical, Lübeck, GermanyVapor
Hotline Level 1 Fluid WarmerSmiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, GermanyHL-90-DE-230Vloeistofverwarming
Infinity DeltaDräger Medical, Lübeck, GermanyBasis Monitoring Hardware
Infinity HemoDräger Medical, Lübeck, GermanyBasis Druk Monitoring en Pulmonaire Thermodilutie Hardware
LabChart ProADInstruments Ltd., Oxford, UKv8.1.16Gesynchroniseerde Laser-Doppler, Bloeddruk, ECG en Bloedstroom Aanwinst Software
LiquoGuard 7Möller Medical GmbH, Fulda, GermanyCerebrospinale Vloeistofdrainage Systeem
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD)ADInstruments Ltd., Oxford, UKSPR-350Druk-Tip Catheter Aorta
moor VMS LDFmoor Instruments, Devon, UKSpecifieke Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Softwaremoor Instruments, Devon, UKSpecifieke Laser-Doppler Software
Perivascular Flow ModuleTransonic Systems Inc., Ithaca, NY, USATS 420Flow-Module voor Flow-Probe Aorta
PiCCO 2, Science VersionGetinge AB, Göteborg, Swedenv. 6.0Bloeddruk en Transcardiopulmonale Monitoring Hardware en Software
PiCCO 5 Fr. 20cmGetinge AB, Göteborg, SwedenThermistor-tip Arterial Line 
PowerLabADInstruments Ltd., Oxford, UKPL 3516Gesynchroniseerde Laser-Doppler, Bloeddruk, ECG en Bloedstroom Aanwinst Hardware
QuadBridgeAmpADInstruments Ltd., Oxford, UKFE 224Vier Kanaals Bridge Versterker voor Laser-Doppler en Invasieve Bloeddruk Aanwinst
SilverlineSpiegelberg, Hamburg, GermanyELD33.010.02Cerebrospinale Vloeistofdrainage
SPSS statistical software package IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USAv. 27Statistische Software
Twinwarm Warming SystemMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany12TW921DEVerwarmingssysteem
Universal II Warming BlanketMoeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany906Verwarmingsdeken
VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured)moor Instruments, Devon, UKLaser-Doppler Sonde
ZeusDräger Medical, Lübeck, GermanyAnesthesieapparaat

Referenties

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710(2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8(2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405(2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225(2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39(2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243(2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005(2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Laser Doppler sondemicrocirculatoire beoordelingdrainage van het cerebrospinale vochtaortaklemmingfluorescente microsfeermacrohemodynamische evaluatieruggenmergletsel
Real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.