Methodenartikel

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings met admittance katheters in een varkensmodel

DOI:

10.3791/62661

⸱

18 mei 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology Research, Aarhus University Hospital, 2Department of Clinical Medicine, Aarhus University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een gesloten borstbenadering voor op toelating gebaseerde biventriculaire druk-volumelusregistraties bij varkens met acute rechterventrikeldisfunctie.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Druk-volume (PV) lusopname maakt het state-of-the-art onderzoek van belastingsonafhankelijke variabelen van ventriculaire prestaties mogelijk. Uni-ventriculaire evaluatie wordt vaak uitgevoerd in preklinisch onderzoek. De rechter- en linkerventrikels oefenen echter functionele onderlinge afhankelijkheid uit vanwege hun parallelle en seriële verbindingen, waardoor gelijktijdige evaluatie van beide ventrikels wordt aangemoedigd. Bovendien kunnen verschillende farmacologische interventies de ventrikels en hun voor- en nabelastingen anders beïnvloeden.

We beschrijven onze gesloten borstbenadering voor op toelating gebaseerde bi-ventriculaire PV-lusopnamen in een varkensmodel van acute rechterventrikel (RV) overbelasting. We gebruiken minimaal invasieve technieken met alle vasculaire toegangen geleid door echografie. PV-katheters worden geplaatst, onder fluoroscopische begeleiding, om thoracotomie bij dieren te voorkomen, omdat de gesloten borstbenadering de relevante cardiopulmonale fysiologie handhaaft. De toelatingstechnologie biedt real-time PV-lusopnamen zonder de noodzaak van post-hoc verwerking. Bovendien leggen we enkele essentiële stappen voor probleemoplossing uit tijdens kritieke tijdstippen van de gepresenteerde procedure.

Het gepresenteerde protocol is een reproduceerbare en fysiologisch relevante benadering om een biventriculaire cardiale PV-lusregistratie in een groot diermodel te verkrijgen. Dit kan worden toegepast op een grote verscheidenheid aan cardiovasculair dieronderzoek.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drukvolume (PV) lussen bevatten een groot aantal hemodynamische informatie, waaronder eind-systolische en einddiastolische drukken en volumes, ejectiefractie, slagvolume en slagwerk1. Bovendien creëert transiënte voorspanningsreductie een familie van lussen waaruit belastingsonafhankelijke variabelen kunnen worden afgeleid2,3. Deze belastingsonafhankelijke evaluatie van de ventriculaire functie maakt PV-lusopnamen state-of-the-art in hemodynamische evaluatie. PV-lusopname kan bij mensen worden uitgevoerd, maar wordt voornamelijk gebruikt en aanbevolen in preklinisch onderzoek4,5,6.

Druk-volume lussen kunnen worden verkregen uit zowel de rechter ventrikel (RV) als de linker ventrikel (LV). De meeste onderzoekshypothesen zijn gericht op een enkele ventrikel, waardoor alleen univentriculaire PV-lussen worden geregistreerd7,8,9,10. De rechter- en linkerventrikels oefenen echter systolische en diastolische onderlinge afhankelijkheid uit vanwege hun seriële en parallelle verbindingen binnen het strakke pericardium11. Veranderingen in de output of de grootte van de ene ventrikel hebben invloed op de grootte, belastingsomstandigheden of perfusie van de andere ventrikel. Bi-ventriculaire PV-lusopnamen bieden dus een uitgebreidere evaluatie van de totale hartprestaties. Farmacologische interventies kunnen ook de twee ventrikels en hun belastingsomstandigheden anders beïnvloeden, wat het belang van bi-ventriculaire evaluatie verder benadrukt.

PV-katheters kunnen in beide ventrikels worden gebracht door verschillende benaderingen, waaronder open borstbenadering met toegang vanaf de top van het hart of via het RV-uitstroomkanaal7,10,12,13,14. Het openen van de thorax zal echter de fysiologische omstandigheden beïnvloeden en kan vertekening veroorzaken.

Op basis van onze ervaring uit eerdere studies15,16,17,18, willen we onze gesloten borstbenadering van bi-ventriculaire PV-lusopnamen presenteren in een groot diermodel van acuut RV-falen met minimale invloed op cardiopulmonale fysiologie (figuur 1).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol werd ontwikkeld en gebruikt voor studies die werden uitgevoerd in overeenstemming met de Deense en institutionele richtlijnen voor dierenwelzijn en ethiek. De Deense inspectie voor dierproeven heeft de studie goedgekeurd (licentienummer 2016-15-0201-00840). Er werd gebruik gemaakt van een Deens, vrouwelijk slachtvarken (kruising van Landrace, Yorkshire en Duroc) van ongeveer 60 kg.

1. Anesthesie en beademing

  1. Verdoof het wakkere varken vooraf met Zoletil-mix 1 ml / kg (zie tabel met materialen) als een intramusculaire injectie om stress, pijn en angst van het dier tijdens het transport te verminderen.
  2. Vervoer het dier van boerderijfaciliteiten naar onderzoeksfaciliteiten.
  3. Breng intraveneuze toegang tot een oorader tot stand.
    1. Om dit te doen, tourniquet het oor licht om veneuze bloedstasis te veroorzaken. Desinfecteer de huid over een zichtbare, rechte ader met ethanol.
    2. Prik de ader met een 20 G veneuze katheter en laat het tourniquet los. Zorg ervoor dat u de toegang met plakband bevestigt om verplaatsing te voorkomen.
    3. Gelijk met isotone zoutoplossing om de juiste positionering van de veneuze katheter te garanderen. Let op een lichte dekleuring van de ader als de zoutoplossing passeert.
      OPMERKING: Als er een subcutane uitstulping verschijnt, bevindt de veneuze katheter zich in een subcutane positie en moet deze worden verwijderd. Overweeg de tweede intraveneuze toegang in te stellen als back-up.
  4. Verplaats het dier naar een operatietafel. Plaats het in rugligging.
  5. Intubeer het varken door directe laryngoscopie met een buis van maat 7. Bevestig de buis aan de snuit/kop van het dier om onbedoelde extubatie te voorkomen. Zorg voor een juiste positionering van de buis door te zoeken naar gelijke thoracale bewegingen bij ventilatie, stethoscopie en/of voldoende expiratoire koolstofdioxide.
  6. Sluit de buis aan op een vooraf geteste mechanische ventilator en start de ventilatie. Gebruik de drukgestuurde, volume-gated ventilatie met een getijdenvolume van 8 ml/kg en low-flow ventilatie. De fractie van geïnspireerde zuurstof (FiO2) kan 0,21 zijn voor normoxie of hoger. Pas de ademhalingsfrequentie aan om de eindgetijden kooldioxide van 5 kPa te richten.
  7. Start de totale intraveneuze anesthesie met propofol 3 mg/kg/uur en fentanyl 6,25 g/kg/uur. Zorg voor voldoende anesthesie door het ontbreken van hoornvliesreflexen en reactie op een pijnlijke stimulus. Verhoog de infusie, indien nodig.
    OPMERKING: Laat het dier op geen enkel moment onbeheerd achter totdat het voldoende bij bewustzijn is gekomen om de sternale lighouding te behouden (overlevingsprotocol) of is geëuthanaseerd.
  8. Controleer het dier met een 3-afleidings elektrocardiogram en pulsoximetrie.
  9. Meet de lichaamstemperatuur. Verwarm het dier indien nodig op een normale varkenstemperatuur van 38-39 °C.
    OPMERKING: Onderkoeling kan het risico op aritmogenese als gevolg van instrumentatie verhogen19.
  10. Breng de blaaskatheter (maat 14) in via transvaginale toegang en sluit deze aan op een urinemonsterzak.
  11. Afhankelijk van het onderzoeksprotocol en de te onderzoeken wetenschappelijke hypothese, overweeg dan om heparine intraveneus toe te dienen (5000 IE herhaald om de 4-6 uur, indien nodig) en/of amiodaron (300 mg infusie gedurende 20 min).
    OPMERKING: Heparinisatie kan worden uitgevoerd nadat intravasculaire toegangen zijn vastgesteld. Deze medicijnen kunnen de instrumentatie vergemakkelijken, maar kunnen de resultaten vertekenen. Als alternatief kan langzame zoute infusie op intraveneuze omhulsels intra-luminale trombose voorkomen.
  12. Gebruik dierenartszalf op de ogen om uitdroging te voorkomen.

2. Intravasculaire toegangen

OPMERKING: Intravasculaire toegangen moeten worden vastgesteld in de rechter externe halsader, de linker externe halsader, linker halsslagader, linker femorale slagader en rechter femorale ader. Bij het varken is de externe halsader veel groter dan de interne halsader en daarom gemakkelijker toegankelijk. Alle materialen die nodig zijn voor deze sectie zijn weergegeven in figuur 2A.

  1. Scheer het dier op de plaatsen van punctie voor intravasculaire toegangen.
  2. Desinfecteer de huid met chloorhexidine (of povidonjodium) en veeg schoon met isopropylalcohol. Herhaal dit nog 2 cycli.
  3. Plaats een steriel gordijn op het gedesinfecteerde gebied met een centraal geplaatst gat in de hoes.
  4. Gebruik een echoapparaat met een lineaire sonde. Bedek de sonde met een steriele hoes en gebruik steriele gel voor vasculair onderzoek.
  5. Gebruik een steriele veneuze katheter van 17 G om de huid te doorboren en de naald via echografie naar intravasculaire positionering te leiden (figuur 2B,C).
  6. Vervang de naald door een geleidingsdraad met behulp van de Seldinger-techniek. Verwijder de veneuze katheter en laat alleen de geleidedraad in het intravasculaire lumen achter. Maak vervolgens een kleine huidincisie (~ 5 mm) die zich aan de geleidedraad hecht om het inbrengen van de schede te vergemakkelijken.
  7. Plaats een 8 Franse (F) mantel over de geleidedraad en in het vat naar keuze (de Seldinger-techniek). Kies een 8F-schede in de rechter externe halsader (voor de rechter hartkatheterisatie) en in de linker halsslagader (voor LV PV-luskatheter). Voldoende lumen is nodig om beschadiging van de katheters te voorkomen.
  8. Plaats een 7F-schede in de linker uitwendige halsader. Het zal later worden ingeruild voor een grotere schede (zie stappen 4.4-4.6).
  9. Plaats een 7F-schede in de linker dijbeenslagader. De toegang is voor invasieve bloeddrukmeting en bloedgasbemonstering.
  10. Plaats een 12F (of 14F indien beschikbaar) schede in de rechter dijbeenader voor het inbrengen van de inferieure vena cava (IVC) balloninbrenging. Overweeg het gebruik van een dilatator in een tweestapsbenadering voor de grotere schedes.
  11. Bevestig en controleer de positionering van alle omhulsels door bloed te trekken (respectievelijk veneus of arterieel) en gemakkelijk te spoelen met isotone zoutoplossing. De omhulsels worden correct in een bloedvat geplaatst als men zonder weerstand bloed kan afnemen.
  12. Fixeer alle omhulsels met een huidnaad (maat 3.0) om te voorkomen dat een schede per ongeluk wordt verwijderd. Huidnaden worden verwijderd na voltooiing van het protocol, samen met het verwijderen van omhulsels.
  13. Sluit de femorale arteriële toegang aan op de drukomvormer en kalibreer op atmosferische druk. Zorg ervoor dat deze opstelling de juiste vorm van de arteriële drukcurve genereert.
  14. Trek een arterieel bloedmonster uit een arteriële schede en analyseer het op een arterieel bloedmonsterapparaat om de pH, arteriële partiële druk van koolstofdioxide (PaCO2) en zuurstof (PaO2, afhankelijk van uw gekozen FiO2) te evalueren, evenals hemoglobine, elektrolyten, bloedglucose en lactaatspiegels.
    1. Corrigeer elektrolyten en bloedglucose, indien nodig, tot de standaardwaarden door infusie van het benodigde product. Overweeg vooral de correctie van kaliumspiegels omdat kaliumstoornissen het risico op aritmogenese kunnen verhogen die wordt veroorzaakt door instrumentatie.
  15. Als het varken vastte voorafgaand aan het experiment, overweeg dan bolusinfusie van isotone zoutoplossing (10 ml / kg geïnfundeerd gedurende 30-60 min) of vergelijkbaar kristalloïd om hypovolemie tegen te gaan.
  16. Overweeg een continue infusie van 4 ml / kg / h isotone zoutoplossing om transpiratie gedurende het hele protocol tegen te gaan.
    OPMERKING: Het experiment kan bij deze stap worden onderbroken.

3. Katherisatie van het rechterhart

  1. Spoel een Swan Ganz-katheter met zoutoplossing en zorg ervoor dat de ballon correct wordt opgeblazen.
  2. Sluit de poorten van de Swan Ganz-katheter aan op de drukomvormers. Stel de druk in op atmosferische druk die de twee drukpoorten (voor respectievelijk pulmonale arteriële en centrale veneuze druk) op het middelste axillaire niveau van het varken houdt.
  3. Breng de Swan Ganz-katheter in via de 8F-schede in de rechter halsader (stap 2.7).
    LET OP: Loodschorten of soortgelijke bescherming moeten worden gedragen wanneer fluoroscopie wordt gebruikt.
  4. Observeer bij fluoroscopie wanneer het distale deel van de Swan Ganz-katheter uit de schede is. Blaas de ballon op met de bijbehorende spuit.
    OPMERKING: Inflatie van de Swan Ganz-ballon in de mantel zal de ballon beschadigen. Anterieur-posterieur zicht op fluoroscopie is voldoende voor alle beschreven procedures.
  5. Vervroeg de Swan Ganz-katheter langzaam na zijn bewegingen op fluoroscopie. Langzamere vooruitgang zal de bloedstroom in staat stellen om de katheter te begeleiden.
  6. Observeer veranderingen in het druksignaal van de distale poort als het de RV binnenkomt en kort na de longslagader (figuur 3). Zorg ervoor dat de katheter zonder weerstand vooruitgaat.
    1. Zorg ervoor dat de druk verandert van 5-8 mmHg in de centrale veneuze circulatie naar 20-30 mmHg in systole en 0-5 mmHg in diastole in de RV. Na het passeren van de pulmonische kleppen zal de diastolische druk 10-15 mmHg zijn (zie figuur 3 voor veranderingen in vormen van het druksignaal).
      OPMERKING: Systolische drukken in de RV en in de longslagader boven 40 (of een gemiddelde pulmonale arteriële druk boven 25) kunnen een teken zijn van pulmonale hypertensie als gevolg van longontsteking bij het dier. Houd er rekening mee dat mechanische beademing onder overdruk ook de pulmonale arteriële druk kan verhogen.
  7. Laat de ballon leeglopen en zorg ervoor dat de distale drukpoort zich nog steeds in de belangrijkste longslagader bevindt. Gebruik zowel fluoroscopie als het druksignaal voor deze verificatie.

4. Inbrengen van de rechterventrikeldruk-volumekatheter (figuur 4)

  1. Lees en volg de instructies van de fabrikant. Laat de PV-katheter minstens 30 minuten in zoutoplossing weken.
  2. Open de software voor gegevensverzameling (zie Tabel met materialen) met een 8-kanaals opstelling (druk, volume, fase en grootte van beide ventrikels). Klik op Start om ervoor te zorgen dat het druksignaal wordt geregistreerd. Let op de overmatige ruis in het druksignaal. De waarden liggen dicht bij 0 mmHg omdat de drukrecorder zich nog buiten het dier bevindt.
  3. Kalibreer de druk op nulniveau door de drukpoort net onder het oppervlak van de zoutoplossing te houden om ongewenste drukeffecten van de waterkolom erboven te voorkomen.
  4. Steek een lange geleidedraad door de 7F-mantel in de linker halsader (stap 2.8). Geleid door fluoroscopie, schuift u de geleidedraad door de bovenste centrale aderen, het rechteratrium (RA) en in de inferieure vena cava. Zorg ervoor dat de vooruitgang zonder enige weerstand is. Voortijdige systolische gebeurtenissen komen vaak voor als de geleidedraad de RA passeert.
  5. Verwijder de 7F-mantel en verlaat de geleidedraad in de veneuze circulatie. Comprimeer het toegangspunt om bloedingen te voorkomen. Gebruik de Seldinger-techniek om de 7F-schede te vervangen door de 16F-schede. Verleng indien nodig de huidincisie voor de grotere schede.
  6. Geleid door fluoroscopie, schuif de 16F-mantel over de geleidedraad totdat de punt van de schede (niet de dilatator) het niveau van de superieure vena cava heeft bereikt (figuur 4B).
  7. Door voorzichtig te trekken, haal je de dilatator en geleidedraad eruit, maar pas op dat je de schede niet verwijdert. Spoel de schede met isotone zoutoplossing om intra-luminale bloedstolling te voorkomen.
  8. Plaats de PV-katheter in de 16F-mantel.
  9. Gebruik fluoroscopie om de PV-katheter te volgen terwijl deze door de schede gaat totdat de drukpoort de schede heeft verlaten.
  10. Breng de schede en PV-katheter zorgvuldig gezamenlijk naar voren totdat de schede net buiten de pericardgrens ligt.
  11. Plaats de PV-katheter in de RA (figuur 4C).
  12. Gebruik de mantellengte om de PV-katheter van de RA naar de meer voorste geplaatste RV te brengen; wijs het uitwendige uiteinde van de 16F-mantel naar beneden (achterste naar het liggende dier) en mediaal, waardoor het interne uiteinde van de schede anterieur wordt gewezen.
  13. Plaats de PV-katheter in de camper. Dit kan worden geverifieerd door de verandering in druksignaal van de PV-katheter naar een klassieke ventriculaire vorm en door de tactiele weerstand wanneer de PV-katheter de rechter ventriculaire apex ontmoet.
  14. Zodra de PV-katheter zich in de rv bevindt, trekt u de 16F-mantel buiten de thoracale holte in om hemodynamische of elektrische invloed van het apparaat dicht bij het hart te voorkomen (figuur 4D).
  15. Optimaliseer de positionering van de PV-katheter, op basis van fluoroscopie, zo dicht mogelijk bij de RV-top, maar laat deze het endocardium niet raken.
    OPMERKING: Gebruik fluoroscopie om het overtollige mechanische contact tussen PV-katheter en endocardium, indien aanwezig, te observeren. Dit wordt gezien als een gebogen PV-katheter (inclusief de pigtail) en aanhoudende voortijdige systolische gebeurtenissen via de elektrocardiografische monitoring.
    1. Fixeer de PV-katheter aan het uitwendige uiteinde van de mantel met adhesietape om de stabiliteit van de katheterpositionering te garanderen.
      OPMERKING: Af en toe kan een zwevende katheter extra beats veroorzaken. Als dat zo is, probeer het dan te fixeren zonder het endocard te veel te comprimeren.
  16. Volg het protocol van de fabrikant om het relevante aantal opnamesegmenten te kiezen en de positionering van de PV-katheter in de rv te optimaliseren, op basis van de opgenomen fase- en magnitudesignalen.
    OPMERKING: Voor varkens met een gewicht van 60 kg werden voor dit experiment twee of drie segmenten voor de RV en meestal drie segmenten voor de LV gebruikt. Bij kleinere dieren zullen minder segmenten nodig zijn en vice versa. De positionering van de katheter was aanvankelijk gebaseerd op de grootte van de signalen; de vorm van de druk-magnitude lus moet eruit zien als de gewenste druk-volume lus. De magnitude amplitude moet zo hoog mogelijk zijn (5-10 mS). De fasehoek moet binnen 1-3 o liggen met de hoogst mogelijke amplitude (ongeveer 1,5 o).

5. Linkerventrikel druk-volume katheter insertie (figuur 5)

  1. Lees en volg de instructies van de fabrikant. Laat de PV-katheter minstens 30 minuten in zoutoplossing weken.
  2. Kalibreer de druk op nulniveau (stap 4.3).
  3. Plaats de PV-katheter in de 8F-mantel in de linker halsslagader.
  4. Volg de PV-katheter door fluoroscopie terwijl deze door de mantel naar de aortakleppen gaat (figuur 5B). Een weerstand wordt gevoeld wanneer de PV-katheter wordt gestopt door de aortakleppen. Bij fluoroscopie wordt het buigen van de katheter waargenomen.
    OPMERKING: Af en toe verandert de PV-katheter in de dalende aorta. Dit wordt herkend door fluoroscopie en een minder prominente aorta-inkeping op de drukcurve van de PV-katheter.
  5. Trek de PV-katheters ongeveer 1 cm boven de aortakleppen in.
  6. Synchroniseer de volgende snelle vooruitgang van de PV-katheter naar een systolische fase van de hartcyclus. Dit gebeurt via de open aortakleppen. Succes kan worden geverifieerd door de verandering in het druksignaal van de PV-katheter naar een klassieke ventriculaire vorm.
  7. Als pogingen om door de kleppen te gaan mislukken, draai dan de PV-katheter voor een betere positionering in het midden van de oplopende aorta. Probeer het opnieuw, indien nodig.
  8. Eenmaal in de LV, optimaliseert u de positionering van de linkerventrikel PV-katheter op basis van fluoroscopie, zo dicht mogelijk bij de LV-top, maar laat deze het endocardium niet raken (figuur 5C). Zie stap 4.15.
    OPMERKING: Af en toe kan een zwevende katheter voortijdige hartcontracties veroorzaken. Als dat zo is, probeer het dan te fixeren zonder het endocard te veel te comprimeren.
  9. Volg het protocol van de fabrikant om het relevante aantal opnamesegmenten te kiezen en de positionering van de PV-katheter in de LV te optimaliseren op basis van de opgenomen fase- en magnitudesignalen (zie stap 4.16).

6. Inferieure vena cava ballon inbrengen

  1. Vul de spuit voor inflatie naar wens met zoutoplossing of contrastmiddel en zorg ervoor dat de ballon correct kan worden opgeblazen.
  2. Steek de geleidedraad in de 12F-schede in de rechter dijbeenader.
  3. Breng de geleidingsdraad naar de IVC ter hoogte van het membraan.
  4. Plaats de ballon over de geleidingsdraad en breng deze naar het diafragmaniveau aan het einde (figuur 5D).
  5. Trek de geleidedraad in en spoel het lumen met zoutoplossing om bloedstolling te voorkomen.

7. Druk-volume katheterkatheterkalibratie

  1. Lees en volg de instructies van de fabrikant.
  2. Zorg voor een stabiel sinusritme op de elektrocardiografische monitor en stabiele cardiopulmonale variabelen gedurende 5-10 minuten.
  3. Gebruik de Swan Ganz-katheter om de cardiale output (CO) te meten door thermoverdunning. Gebruik gemiddeld drie injecties van 10 ml isotone glucose van 5 °C met minder dan 10% variatie. Observeer de hartslag (HR) van het dier tijdens de CO-meting. Bereken het slagvolume (SV) als SV = CO/HR (eenheid ml). Normale CO is 4-6 L/min voor een varken van 60 kg met een slagvolume van 80-110 ml.
  4. Voer de SV in de PV-boxen in voor zowel de LV als de RV.
  5. Controleer of optimale fase- en magnitudesignalen worden ontvangen van beide ventrikels. Met name moeten de twee PV-boxen op verschillende frequenties opnemen om elektronische kruisbestuiving te voorkomen.
  6. Bij voorbijgaande apneu kalibreer ("scan") de PV-signalen.
  7. Als de kalibratie bevredigend is, zorg dan voor de juiste vorm van beide ventriculaire PV-lussen, evenals realistische drukken en volumes. Zo niet, voer de kalibratie dan opnieuw uit.

8. Evaluatie van de uitgangssituatie

OPMERKING: Het experiment kan op dit niveau worden gepauzeerd voor de stabilisatie van de hemodynamiek voordat het onderzoeksprotocol begint.

  1. Wanneer PV-lussen moeten worden geregistreerd, volgt u de instructies van de fabrikant. Druk op Start in de software voor gegevensverzameling. Zorg ervoor dat de PV-lussen nog steeds acceptabel gevormd zijn.
  2. Registreer PV-lussen van meer dan 30-60 s continue ventilatie. Voer een analyse uit door het gemiddelde van bijvoorbeeld drie ademhalingscycli te vinden. Als alternatief, voer een voorbijgaande adempauze uit voor de eindvervaltijd op de beademingsmachine en analyseer deze lussen van apneu. Overweeg een lage / geen positieve eind-expiratoire druk (PEEP) en minimaal instelbare drukbegrenzingsklep (APL).
    OPMERKING: Ventriculaire functie, vooral de RV, wordt beïnvloed door cyclische veranderingen van intrathoracale druk tijdens beademing (of spontane ademhaling). Belangrijk is om in de krant te melden of PV-lussen werden geregistreerd tijdens ventilatie of bij apneu.
  3. Voor belastingsonafhankelijke PV-variabelen houdt u de adem in en wacht u een paar hartslagen voordat u de IVC-ballon langzaam opblaast met de gekozen vloeistof (stap 6.1). De ballon vermindert geleidelijk de cardiale voorspanning.
  4. Observeer hoe de RV PV-lussen steeds kleiner worden en naar links verschuiven.
    OPMERKING: De geleidelijke afname van de RV-voorspanning zal het diastolische volume van rv-uiteinden geleidelijk verlagen. Lagere volumes zullen lagere drukken en output veroorzaken (Starling-mechanisme). Zie voor nadere bijzonderheden de referenties1,2,3.
  5. Belangrijk is dat u de ballon opgeblazen houdt door de druk op de bijbehorende spuit lang genoeg te houden voor de vermindering van de LV-voorspanning (serieel verbonden met de rv). Observeer ook een progressieve afname van de LV-druk en het volume. Zie de sectie Representatieve resultaten voor voorbeelden.
  6. Laat de ballon snel leeglopen en zet de ventilatie aan.
  7. Doe 8,3-8,7 opnieuw als de respons niet bevredigend was, d.w.z. zonder voortijdige hartcomplexen, sinus bradycardie of een vergelijkbare verminderde hartfunctie.
  8. Laat het varken 2-5 minuten stabiliseren voor de volgende IVC-occlusie.
    OPMERKING: Hemodynamiek wordt tijdelijk beïnvloed door de vermindering van de adempauze en de voorspanning, vooral in modellen van cardiovasculaire stoornissen.
  9. Overweeg drie bevredigende occlusies uit te voeren (zie 8.7) om de robuustheid van de statistische analyses te vergroten.

9. Post protocol

  1. Verwijder en reinig in overlevingsstudies alle intravasculaire apparatuur (PV-katheters, IVC-ballon en Swan Ganz-katheter).
    1. Knip de huidnaden die de omhulsels op hun plaats hielden. Verwijder elke mantel door handmatig te trekken. Comprimeer op elke veneuze toegangsplaats gedurende een paar minuten om hemostase te bereiken.
    2. Verwijder voor slagaders de mantel en kom langer (5-10 minuten) samen om hemostase te bereiken. U kunt ook overwegen om een vasculair sluitingsapparaat te gebruiken.
    3. Sluit de huidincisies van de omhulsels met één adaptieve huidnaad (3.0, absorbeerbare hechtdraad) om bloedingen en infecties te voorkomen. Breng 5 ml bupivacaïne (5 mg / ml) subcutaan aan rond elke huidincisie voor pijnverlichting.
  2. Zodra alle apparaten zijn verwijderd en hemostase is bereikt, stopt u met de infusie van anesthesie. Observeer het dier in deze fase zorgvuldig.
  3. Houd het dier geïntubeerd (in eerste instantie met de manchet opgeblazen) totdat keelreflexen aanwezig zijn en het dier voldoende wakker is voor extubatie. Blijf het zuurstofgehalte meten via pulsoximetrie voor en na extubatie om een goede ventilatie te garanderen. Breng indien nodig zuurstof aan.
  4. Breng het dier niet terug naar het gezelschap van andere dieren totdat het volledig is hersteld.
  5. Voor overlevingschirurgie, zorg voor de juiste steriele omstandigheden. Zie stap 2.2-2.5. Observeer de huidincisies en hechtingen dagelijks op tekenen van infectie, inclusief het meten van de temperatuur van het dier.
  6. Zodra het experiment is beëindigd, voert u euthanasie uit met een dodelijke dosis pentobarbital (15 ml, 400 mg / ml).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De huidige instructies beschrijven een aanpak om op toelating gebaseerde PV-opnames van zowel de RV als de LV bij een groot dier te bereiken.

Om onze gelijktijdige PV-opnames in de RV en LV te vergelijken, voerden we een lineaire regressie uit van de biventriculaire CO-metingen uit onze grootste studie18 met het hoogste aantal gelijktijdige RV CO- en LV CO-metingen (n = 379 opnames van 12 dieren). We vonden dat de helling 1,03 was (95%CI 0,90-1,15) met een Y-intercept v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft een reproduceerbare minimaal invasieve gesloten borstbenadering voor bi-ventriculaire druk-volume loop opnames.

Vooruitgang van de PV-katheter van de RA naar de RV is de meest kritieke stap in dit protocol. De complexe samenstelling van de RV en de stijfheid van de katheter bemoeilijken het inbrengen in de gemakkelijk opgezwollen en geometrisch uitdagende RV. Deze moeilijkheid kan verklaren waarom open borstinstrumentatie vaak de voorkeur heeft. Tijdens pilotstudies werd...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geen van de auteurs heeft belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de Laerdal Foundation for Acute Medicine (3374), Holger and Ruth Hesse's Memorial Foundation, Søster and Verner Lippert's Foundation, Novo Nordisk Foundation (NNF16OC0023244, NFF17CO0024868) en Alfred Benzon's Foundation.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Ultrasound probe
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Ultrasound probe
Adhesive Aperature Drape (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Adhesive Aperature Drape (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Alaris GP Guardrails plusCareFusion9002TIG01-GInfusion pump
Alaris GP Guardrails plusCareFusion9002TIG01-GInfusion pump
Alaris Infusion setBD Plastipak60593
Alaris Infusion setBD Plastipak60593
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% ethanol, 0,5% chlorhexidine, skin disinfection
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% ethanol, 0,5% chlorhexidine, skin disinfection
Amplatz Support Wire Guide Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiameter: 0.025 inches, length: 260 cm
Amplatz Support Wire Guide Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiameter: 0.025 inches, length: 260 cm
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD EmeraldBD30773610 mL syringe
BD EmeraldBD30773610 mL syringe
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD PlatipakBD30061320 mL syringe
BD PlatipakBD30061320 mL syringe
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320420G
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320420G
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320817G
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320817G
Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/mL
Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/mL
Check-Flo Performer IntroducerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RB16 F sheath, 30 cm long
Check-Flo Performer IntroducerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RB16 F sheath, 30 cm long
Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersC-arm
Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersC-arm
D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandPressure measurement monitor
D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandPressure measurement monitor
Durapore3M-Adhesive tape
Durapore3M-Adhesive tape
E-PRESTIN-00GE Healthcare Finland6152932Respirator tubes
E-PRESTIN-00GE Healthcare Finland6152932Respirator tubes
Exagon vetRichter Pharma AG427931400 mg/mL
Exagon vetRichter Pharma AG427931400 mg/mL
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
Favorita IIAesculapType: GT104
Favorita IIAesculapType: GT104
FentanylB. Braun7103650 mikrogram/mL
FentanylB. Braun7103650 mikrogram/mL
Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/mL
Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/mL
LabChartADInstrumentsData acquisition software
LabChartADInstrumentsData acquisition software
Lawton 85-0010 ZK1LawtonLaryngoscope
Lawton 85-0010 ZK1LawtonLaryngoscope
LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
Lubrithal eye gelDechra, Great Britain
Lubrithal eye gelDechra, Great Britain
MBH quforaMBH-International A/S13853401Urine bag
MBH quforaMBH-International A/S13853401Urine bag
NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Isotonic saline
NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Isotonic saline
PICO50 Aterial Blood SamplerRadiometer956-5522 mL
PICO50 Aterial Blood SamplerRadiometer956-5522 mL
Portex Tracheal TubeSmiths Medical100/150/075"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
Portex Tracheal TubeSmiths Medical100/150/075"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
PowerLab 16/35ADInstrumentsPL3516Serial number: 3516-1841
PowerLab 16/35ADInstruments

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Burkhoff, D., Mirsky, I., Suga, H. Assessment of systolic and diastolic ventricular properties via pressure-volume analysis: a guide for clinical, translational, and basic researchers. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 501-512 (2005).
  2. Sagawa, K., Suga, H., Shoukas, A. A., Bakalar, K. M. End-systolic pressure/volume ratio: A new index of ventricular contractility. American Journal of Cardiology. 40 (5), 748-753 (1977).
  3. Chantler, P. D., Lakatta, E. G., Najjar, S. S. Arterial-ventricular coupling: mechanistic insights into cardiovascular performance at rest and during exercise. Journal of Applied Physiology. 105 (4), 1342-1351 (2008).
  4. Axell, R. G., et al. Ventriculo-arterial coupling detects occult RV dysfunction in chronic thromboembolic pulmonary vascular disease. Physiological Reports. 5 (7), 13227(2017).
  5. Houser, S. R., et al. Animal models of heart failure. Circulation Research. 111 (1), 131-150 (2012).
  6. Lahm, T., et al. Assessment of right ventricular function in the research setting: knowledge gaps and pathways forward. An official american thoracic society research statement. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 198 (4), e15-e43 (2018).
  7. Morimont, P., et al. Effective arterial elastance as an index of pulmonary vascular load. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 294 (6), 2736-2742 (2008).
  8. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Experimental Physiology. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  9. Bove, T., et al. Acute and chronic effects of dysfunction of right ventricular outflow tract components on right ventricular performance in a porcine model: Implications for primary repair of tetralogy of fallot. Journal of the American College of Cardiology. 60 (1), 64-71 (2012).
  10. Townsend, D. Measuring pressure volume loops in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810(2016).
  11. Belenkie, I., Smith, E. R., Tyberg, J. V. Ventricular interaction: From bench to bedside. Annals of Medicine. 33 (4), 236-241 (2009).
  12. LaCorte, J. C., et al. Correlation of the TIE index with invasive measurements of ventricular function in a porcine model. Journal of the American Society of Echocardiography. 16 (5), 442-447 (2003).
  13. Amà, R., Leather, H. A., Segers, P., Vandermeersch, E., Wouters, P. F. Acute pulmonary hypertension causes depression of left ventricular contractility and relaxation. European Journal of Anaesthesiology. 23 (10), 824-831 (2006).
  14. Missant, C., Rex, S., Segers, P., Wouters, P. F. Levosimendan improves right ventriculovascular coupling in a porcine model of right ventricular dysfunction. Critical Care Medicine. 35 (3), 707-715 (2007).
  15. Mortensen, C. S., et al. Impact of preload on right ventricular hemodynamics in acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. 48 (12), 1306-1312 (2020).
  16. Kramer, A., et al. Inhaled nitric oxide has pulmonary vasodilator efficacy both in the immediate and prolonged phase of acute pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262091871(2020).
  17. Lyhne, M. D., et al. Oxygen therapy lowers right ventricular afterload in experimental acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. , (2021).
  18. Lyhne, M. D., et al. Right ventricular adaptation in the critical phase after acute intermediate-risk pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262092525(2020).
  19. Dietrichs, E. S., Tveita, T., Smith, G. Hypothermia and cardiac electrophysiology: a systematic review of clinical and experimental data. Cardiovascular Research. 115 (3), 501-509 (2018).
  20. Boulate, D., et al. Early development of right ventricular ischemic lesions in a novel large animal model of acute right heart failure in chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Journal of Cardiac Failure. 23 (12), 876-886 (2017).
  21. Haney, M. F., et al. Myocardial systolic function increases during positive pressure lung inflation. Anesthesia and Analgesia. 101 (5), 1269-1274 (2005).
  22. Gorcsan, J., Strum, D. P., Mandarino, W. A., Gulati, V. K., Pinsky, M. R. Quantitative assessment of alterations in regional left ventricular contractility with color-coded tissue doppler echocardiography: Comparison with sonomicrometry and pressure-volume relations. Circulation. 95 (10), 2423-2433 (1997).
  23. Pinsky, M. R. Dynamic right and left ventricular interactions in the pig. Experimental Physiology. 105 (8), 1293-1315 (2020).
  24. Mitchell, J. R., et al. RV filling modulates LV function by direct ventricular interaction during mechanical ventilation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 549-557 (2005).
  25. Larson, E. R., Feldman, M. D., Valvano, J. W., Pearce, J. A. Analysis of the spatial sensitivity of conductance/admittance catheter ventricular volume estimation. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 60 (8), 2316-2324 (2013).
  26. Hout, G. P. J., et al. Admittance-based pressure-volume loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287(2014).
  27. Baker, A. E., Dani, R., Smith, E. R., Tyberg, J. V., Belenkie, I. Quantitative assessment of independent contributions of pericardium and septum to direct ventricular interaction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 275 (2), 476-483 (1998).
  28. Sanz, J., Sánchez-Quintana, D., Bossone, E., Bogaard, H. J., Naeije, R. Anatomy, function, and dysfunction of the right ventricle. Journal of the American College of Cardiology. 73 (12), 1463-1482 (2019).
  29. Gavazzoni, M., et al. Prognostic value of right ventricular free wall longitudinal strain in a large cohort of outpatients with left-side heart disease. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 21 (9), 1013-1021 (2019).
  30. Berglund, F., Piña, P., Herrera, C. J. Right ventricle in heart failure with preserved ejection fraction. Heart. 106 (23), 1798-1804 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Druk volumeluubsbiventriculaire evaluatieclosed chest benaderingrechtsventrikeloverbelastingSeldinger techniekhemodynamische beoordelingventriculaire preloadfluoroscopische begeleiding

Gerelateerde artikelen