Methodenartikel

Onderzoek naar migraine-achtig gedrag met behulp van lichtaversie bij muizen

DOI:

10.3791/62839

⸱

11 augustus 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience and Pharmacology, University of Iowa, 2School of Behavioral and Brain Sciences, University of Texas at Dallas, 3Center for the Prevention and Treatment of Visual Loss, Veterans Administration Health Center, Iowa City, IA, 4Department of Molecular Physiology and Biophysics, University of Iowa, 5Department of Neurology, University of Iowa

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Knaagdieren kunnen geen migrainesymptomen melden. Hier beschrijven we een beheersbaar testparadigma (licht / donker en open veld assays) om lichtaversie te meten, een van de meest voorkomende en hinderlijke symptomen bij patiënten met migraine.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Migraine is een complexe neurologische aandoening die wordt gekenmerkt door hoofdpijn en sensorische afwijkingen, zoals overgevoeligheid voor licht, waargenomen als fotofobie. Hoewel het onmogelijk is om te bevestigen dat een muis migraine ervaart, kan lichtaversie worden gebruikt als een gedragssurrogaat voor het migrainesymptoom van fotofobie. Om te testen op lichtaversie, gebruiken we de licht / donker-test om de tijd te meten die muizen vrij kiezen om door te brengen in een lichte of donkere omgeving. De test is verfijnd door twee kritische wijzigingen aan te brengen: pre-blootstelling aan de kamer voorafgaand aan het uitvoeren van de testprocedure en instelbare kamerverlichting, waardoor het gebruik van een reeks lichtintensiteiten van 55 lux tot 27.000 lux mogelijk is. Omdat de keuze om meer tijd in het donker door te brengen ook indicatief is voor angst, gebruiken we ook een lichtonafhankelijke angsttest, de open veldtest, om angst te onderscheiden van licht-aversief gedrag. Hier beschrijven we een aangepast testparadigma voor de licht/donker en open veld assays. De toepassing van deze assays wordt beschreven voor intraperitoneale injectie van calcitonine gen-gerelateerd peptide (CGRP) in twee muizenstammen en voor optogenetische hersenstimulatiestudies.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Migraine is een veel voorkomende neurologische ziekte, die ongeveer 17% van de Amerikanen treft1 en is wereldwijd de tweede belangrijkste oorzaak van invaliditeit2,3. Patiënten ervaren hoofdpijn die 4-72 uur aanhoudt, vergezeld van ten minste een van de volgende symptomen: misselijkheid en / of braken, of fotofobie en fonofobie4. Recente ontwikkelingen in de ontwikkeling van calcitonine gen-gerelateerde peptide (CGRP) antilichamen die nu door de FDA zijn goedgekeurd, zijn een nieuw tijdperk begonnen voor de behandeling van migraine5,6,7. Deze antilichamen blokkeren CGRP of de receptor ervan en voorkomen migrainesymptomen bij ongeveer 50% van de migrainepatiënten7. In het afgelopen jaar zijn twee kleinmolecuulantagonisten van de CGRP-receptor ook door de FDA goedgekeurd voor een mislukte behandeling van migraine, en er zijn er nog twee in de pijplijn8. Ondanks deze therapeutische vooruitgang blijven mechanismen waarmee migraineaanvallen optreden nog steeds ongrijpbaar. De sites van CGRP-actie zijn bijvoorbeeld niet bekend. De werkzaamheid van therapeutische antilichamen die de bloed-hersenbarrière niet merkbaar passeren, suggereert dat CGRP werkt op perifere plaatsen, zoals de hersenvliezen en / of trigeminus ganglia. We kunnen echter niet uitsluiten dat centrale acties bij omzeiliculaire organen, die geen bloed-hersenbarrière hebben9. In ieder geval voor fotofobie denken we dat dit minder waarschijnlijk is gezien onze resultaten met lichtaversie met behulp van transgene nestin / hRAMP1-muizen waarbij hRAMP1 overexpressie heeft in het zenuwweefsel10. Het begrijpen van mechanismen van migraine pathofysiologie zal nieuwe wegen bieden voor de ontwikkeling van migraine therapeutica.

Preklinische diermodellen zijn van cruciaal belang voor het begrijpen van ziektemechanismen en de ontwikkeling van nieuwe geneesmiddelen. De beoordeling van migraine bij dieren is echter een uitdaging, omdat dieren hun pijnsensaties niet verbaal kunnen melden. Gezien het feit dat 80-90% van de migrainepatiënten fotofobie vertoont11, wordt lichtaversie beschouwd als een indicator van migraine in diermodellen. Dit leidde tot de noodzaak om een test te ontwikkelen om lichtaversie bij muizen te beoordelen.

De licht/donker assay bevat een lichte zone en een donkere zone. Het wordt veel gebruikt voor het meten van angst bij muizen op basis van hun spontane verkenning van nieuwe omgevingen die wordt tegengegaan door hun aangeboren afkeer van licht12. Sommige studies stellen 1/3 van de kamer in als de donkere zone, terwijl anderen 1/2 van de kamer als de donkere zone instellen. De eerste instelling wordt vaak gebruikt om angst te detecteren13. Hoewel we in eerste instantie kozen voor even grote licht/donkere kamers, hebben we de twee relatieve maten niet vergeleken. We kunnen opmerken dat de totale grootte van beide kamers geen belangrijke factor is, aangezien de eerste testbox14 aanzienlijk groter was dan het daaropvolgende apparaat15, maar de resultaten waren in wezen hetzelfde.

Twee kritische aanpassingen aan deze licht/donker assay om lichtaversie te beoordelen waren: de testconditie en de lichtintensiteit (figuur 1). Ten eerste worden muizen vooraf blootgesteld aan de licht/donkere kamer om de verkennende drive te verminderen16 (figuur 1A). De noodzaak en tijden van pre-blootstellingen zijn afhankelijk van muizenstammen en -modellen. Wildtype C57BL/6J-muizen vereisen meestal twee pre-blootstellingen10, terwijl slechts één pre-blootstelling voor CD1-muizen voldoende is17. Op deze manier kan licht-aversief gedrag worden ontmaskerd in deze twee muizenstammen. Ten tweede is de kamerverlichting aangepast aan een instelbaar bereik van lichtintensiteiten van zwak (55 lux) tot helder (27.000 lux), waarbij 55 lux vergelijkbaar is met een donkere bewolkte dag en 27.000 lux vergelijkbaar is met een heldere zonnige dag in de schaduw10. We hebben ontdekt dat de vereiste lichtintensiteit varieert met de stam en het genetische model. Om deze reden moeten individuen eerst de minimale lichtintensiteit voor hun experimentele paradigma beoordelen.

Zelfs met deze wijzigingen in de test, die een licht-aversief fenotype kan onthullen, is het noodzakelijk om angstachtig gedrag te testen om onderscheid te maken tussen lichte aversie als gevolg van licht alleen versus als gevolg van angst. De open veldtest is een traditionele manier om angst te meten op basis van de spontane verkenning van nieuwe omgevingen. Het verschilt van de licht/donker-assay doordat de verkennende drive wordt tegengegaan door de aangeboren afkeer van onbeschermde open ruimtes. Zowel het midden als de randen van de kamer bevinden zich in het licht, dus de open veldtest is een lichtonafhankelijke angsttest. De combinatie van de licht/donker en open veld assays stelt ons dus in staat om onderscheid te maken tussen lichtaversie als gevolg van het vermijden van licht versus een algehele toename van angst.

CGRP is een multifunctioneel neuropeptide dat vaatverwijding, nociceptie en ontsteking reguleert18. Het wordt op grote schaal uitgedrukt in het perifere en centrale zenuwstelsel. Het speelt een belangrijke rol in migraine pathofysiologie18. Het mechanisme dat ten grondslag ligt aan CGRP-actie bij migraine is echter onduidelijk. Door gebruik te maken van de licht/donker en open veld assays met dit gemodificeerde testparadigma, waren we in staat om licht-aversief gedrag bij muizen te identificeren na perifere10,16 (Figuur 2) en centrale14,15,16,19 CGRP-toediening. Naast neuropeptiden is de identificatie van hersengebieden die betrokken zijn bij lichtaversie ook belangrijk bij het begrijpen van migraine pathofysiologie. De achterste thalamische kernen zijn een integratief hersengebied voor pijn en lichtverwerking19 en de thalamus wordt geactiveerd tijdens migraine20. Daarom richtten we ons op posterieure thalamische kernen door adeno-geassocieerd virus (AAV) met channelrhodopsine-2 (ChR2) of eYFP in dit gebied te injecteren. Door deze optogenetische benadering te combineren met deze twee assays, toonden we aan dat optische stimulatie van ChR2-tot expressie brengende neuronen in de posterieure thalamische kernen lichtaversie veroorzaakte19 (figuur 3). In dit experiment, gezien het dramatische effect op de opgeroepen lichtaversie bij deze optogenetisch gemanipuleerde muizen, werden pre-blootstellingen aan de kamer overgeslagen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dierprocedures werden goedgekeurd door de University of Iowa Animal Care and Use Committee en uitgevoerd in overeenstemming met de normen van de National Institutes of Health.

1. Licht/donker assay

  1. Opstelling van licht/donker kamerapparatuur (zie Materiaaltabel). Alle apparatuur in deze sectie is in de handel verkrijgbaar.
    1. Plaats op een plank de geluidsdempende cabine (binnenkant: 59,7 x 38 x 35,6 cm in B x H x D) met daarin een uittrekbare lade voor gemakkelijke toegang tot de kamer en donkere inzet.
    2. Sluit de DC-voeding en een DC-gereguleerde voeding aan op de geluiddempende cabine.
    3. Plaats de transparante naadloze open veldkamer (27,31 x 27,31 x 20,32 cm in L x B x H) op de uittrekbare lade van de cabine.
    4. Plaats de zwarte, infrarood (IR)-transparante kunststof donkere insert (28,7 X 15 X 20,6 cm in L x B x H) in de open veldkamer. Zorg ervoor dat de kamer is verdeeld in twee zones van gelijke grootte: een donkere zone en een lichte zone.
    5. Sluit drie sets 16-beam IR-arrays op de X-, Y- en Z-as van de open veldkamer via kabels aan op de IR USB-controller.
    6. Sluit de IR USB-controller aan op een computer.
    7. Installeer de trackingsoftware op de computer die de locatie en activiteit van de muis kan opnemen en verzamelen.
    8. Verwijder voor de opstelling van het lichtpaneel eerst het lichtgevende diode (LED) lichtpaneel (27,70 x 27,70 cm in L x B; 360 LED's, daglichtgebalanceerde kleur, 5600K, 60 ° vloedbundelspreiding) uit de originele behuizing.
    9. Monteer het lichtpaneel met de LED-driver, het koellichaam en de voeding. Meerdere LED-lichtpanelen kunnen worden aangesloten op één voeding, koellichaam en LED-driver om een uniforme lichtpaneelregeling te bereiken.
    10. Bouw een op maat gemaakt acrylplatform (29,77 x 27,70 x 8,10 cm in L x B x H) bestaande uit 7 identieke planken met intervallen van 0,53 cm (figuur 1B). Bevestig de aangepaste acrylaatplank permanent aan het plafond in de cabine boven de kamer.
    11. Plaats het LED-lichtpaneel in de sleuf tussen de onderste twee planken. Stel het lichtpaneel indien nodig in op verschillende hoogten (figuur 1B,C) (bijvoorbeeld bij gebruik van optogenetische muizen. Details worden besproken in hoofdstuk 3).
    12. Schakel het koellichaam, de LED-driver en de voeding in. Bevestig dat de LED-driver de LED-lichtintensiteit kan dicteren door de lichtintensiteit op de kamervloer te meten en te bevestigen dat de vloer gelijkmatig wordt verlicht.
  2. Gedragstestprocedure
    OPMERKING: Muizen worden gehuisvest op een lichtcyclus van 12 uur. Alle gedragsexperimenten worden uitgevoerd tijdens de lichtcyclus. Muizen, waaronder zowel mannetjes als vrouwtjes, in de leeftijd van 10-20 weken oud, worden gebruikt. In dit protocol ervaren naïeve wildtype CD1- en C57BL/6J-muizen twee pre-blootstellingen aan de licht/donkere kamer, gevolgd door blootstelling met behandeling en een blootstelling na de behandeling. Er is een interval van drie dagen tussen elke blootstelling om muizen in staat te stellen te herstellen (dag 1, 4, 7 en 10 zoals hieronder beschreven en figuur 1A). CD1-muizen vereisen echter niet de 2e pre-blootstelling en kunnen worden getest bij weinig licht.
    1. Zet op dag 1 (voorbehandeling 1) het licht/donker testapparaat aan en stel de lichtintensiteit in op 27.000 lux.
    2. Open de trackingsoftware en stel een nieuw protocol in. Stel in de instelling Nieuw protocol de duur in op 30 minuten. Stel in de instelling Nieuwe analyse gegevensvakken op duur in op 300 s.
    3. Kies in de instelling Nieuwe zone de optie Vooraf gedefinieerde zones. Kies 2 en vervolgens Horizontaal. Controleer of de kamer horizontaal is verdeeld in twee zones van gelijke grootte voor opname.
    4. Wen ze 1 uur voorafgaand aan het testen naar de testruimte. Houd tijdens de gewenning het kamerlicht aan om het circadiane ritme van de muis niet te verstoren. Zorg ervoor dat alle apparatuur voor de licht/donker-test is ingeschakeld, zodat de muizen volledig kunnen wennen aan de testomgeving.
    5. Selecteer Gegevens verzamelen. Voer muis-id's in. Start het protocol.
    6. Trek de lade uit de geluiddempende cabine om toegang te krijgen tot de licht/donkere kamer en de donkere insert. Pak de muis voorzichtig op bij de basis van de staart, plaats deze in de lichte zone van de kamer en duw de lade in de cabine. Zorg ervoor dat de software de muis onmiddellijk detecteert en begint met het opnemen van activiteit.
    7. Wacht tot de opname na 30 minuten automatisch stopt. Breng de muis terug naar zijn thuiskooi.
    8. Reinig de kamer en het donkere inzetstuk met kiemdodende wegwerpdoekjes met alcoholgeur die 55,0% isopropylalcohol, 0,25% alkyl C12-18 dimethyl ethylbenzylammonium en 0,25% alkyl C12-18 dimethylbenymoniumchloride bevatten als antimicrobiële actieve ingrediënten om eventuele olfactorische signalen van de vorige muis uit te roeien.
    9. Herhaal op dag 4 (voorbehandeling 2) stap 1.2.1 tot en met 1.2.8.
    10. Herhaal op dag 7 (de behandelingsdag) stap 1.2.1 en 1.2.4. Na de gewenning CGRP (0,1 mg/kg, 10 μl/g op basis van het lichaamsgewicht van de muis, intraperitoneale injectie (i.p.)), het hoofd van de muis naar voren kantelen en injecteren in het kwadrant rechtsonder. Breng de muis terug naar de thuiskooi.
    11. Start na 30 minuten het protocol en voer de muis uit in de licht/donker-kamer zoals vermeld in stap 1.2.5 tot en met 1.2.7. De hersteltijd in thuiskooien na injecties kan worden verkort of verlengd, afhankelijk van de behandeling21.
    12. Reinig de kamer en het donkere inzetstuk zoals beschreven in stap 1.2.8.
    13. Herhaal op dag 10 (dag na de behandeling) stap 1.2.1 tot 1.2.8. Het experiment kan worden gepauzeerd bij stap 1.2.13 voordat de open veldtest wordt gestart.

2. Open veld assay

  1. De opstelling van het apparaat
    1. Opstelling van de open veldkamer: gebruik dezelfde geluidsdempende cabine en open veldkamer die worden gebruikt in de licht/donker-test, zonder de donkere insert te gebruiken.
    2. Lichtpaneel instellen: Gebruik dezelfde opstelling die wordt gebruikt in de licht/donker-test. Zorg ervoor dat de lichtintensiteit hetzelfde is als in de licht/donker-test.
  2. Gedragstestprocedure
    1. Zet het apparaat aan. Stel de lichtintensiteit in op 27.000 lux.
    2. Open de trackingsoftware.
    3. Stel een nieuw protocol in, hetzelfde als wordt gebruikt in de licht/donker-test, behalve voor de instellingen voor nieuwe zones. Kies 1 gevolgd door het centrum in de instellingen voor nieuwe zone. Stel de periferie in op 3,97 cm van de omtrek en het midden op 19,05 × 19,05 cm.
    4. Laat muizen wennen aan de testruimte zoals beschreven in stap 1.2.4.
    5. Dien CGRP toe (0,1 mg/kg, 10 μl/g op basis van het lichaamsgewicht van de muis, i.p.), kantel het hoofd van de muis naar voren en injecteer in het kwadrant rechtsonder. Breng de muis terug naar de thuiskooi.
    6. Start na 30 minuten het protocol. Trek de uittrekbare lade buiten de geluiddempende cabine en plaats de muis voorzichtig in het midden van de open veldkamer. Duw de lade in de cabine.
    7. Volg gedrag gedurende 30 minuten. Breng muizen vervolgens terug naar hun thuiskooien.
    8. Reinig het apparaat zoals beschreven in stap 1.2.8.

3. Gemodificeerde licht/donker assay voor optogenetische muizen

  1. De opstelling van het apparaat
    1. Breng twee wijzigingen aan in de donkere insert.
      1. Wijzig de opening van het donkere inzetstuk in 5,08 x 5,08 cm (B x H) met een kleine spleet van 0,95 x 10,16 cm (B X H) tussen de bovenkant en de opening van de donkere insert (figuur 1D linksboven).
        OPMERKING: Met deze wijziging kan een muis zonder problemen naar de donkere zone gaan wanneer de glasvezelcanule op de muiskop aan het patchkoord is bevestigd.
      2. Verleng de bovenkant van de donkere insert over het lichte gebied als een driehoekige veranda (H = 6,5 cm) (figuur 1D rechtsboven en linksonder). Knip een cirkelvormig gat (D = 1,7 cm) uit de veranda en steek een houder in het gat om de roterende verbinding te plaatsen en te stabiliseren, die de laser en de glasvezel patchkabels verbindt (figuur 1D linksboven en linksonder).
        OPMERKING: De wijzigingen resulteren in een kleine verandering in de lichtintensiteit die de vloer van de donkere zone bereikt (17 lux met wijzigingen versus 14 lux zonder wijzigingen, gemeten in de rechterachterhoek van de donkere zone onder 27.000 lux).
    2. Steek de roterende verbinding in de houder op het donkere inzetstuk.
    3. Sluit het 30,5 cm glasvezel patchkoord aan op de roterende verbinding. Controleer of de roterende verbinding soepel kan draaien, zodat het patchkoord zonder problemen kan draaien terwijl de muis de kamer doorkruist.
    4. Gebruik voor de rest van de opstelling dezelfde apparaatopstelling als in sectie 1 (licht/donker-test).
  2. Gedragstestprocedure
    OPMERKING: In tegenstelling tot de wildtype muizen, ontvangen de optogenetische muizen geen pre-blootstelling (voorbehandeling 1 en 2).
    1. Plaats op de testdag het LED-lichtpaneel in de op een na laagste sleuf (28,23 cm van de vloer van het camber) om ruimte te bieden voor het aansluiten van het patchkabel. Zet het licht/donker testapparaat aan en stel de lichtintensiteit in op 55 lux.
    2. Gebruik dezelfde protocolinstellingen als die in 1.2.2 en 1.2.3, behalve dat Gegevensbakken op duur is ingesteld op 60 s in de instelling Nieuwe analyse om congruent te zijn met het laserstimulatieprotocol in stap 3.2.3.
    3. Schakel de aan/uit-laserknop in. Stel de laserpulsregelaar in om gedurende 1 minuut te stimuleren, gevolgd door 1 minuut zonder stimulatie gedurende 30 minuten.
    4. Wen ze aan muizen naar de testruimte met het licht aan gedurende 1 uur voorafgaand aan het testen.
    5. Start het protocol. Trek de uittrekbare lade buiten de geluidsdempende cabine om toegang te krijgen tot de licht/donker-kamer en de donkere insert.
    6. Houd de muis voorzichtig vast en koppel de glasvezelcanule op de muiskop aan het glasvezelpleisterkoord via een paringshuls (figuur 1D rechtsonder). Plaats de muis voorzichtig in de lichtzone en duw de lade in de cabine. Zorg ervoor dat het protocol automatisch het gedrag van muizen begint vast te leggen.
    7. Schakel na 1 minuut de pulsregelaar in en zet vervolgens de failsafe-toets op AAN. Zorg ervoor dat laserstimulatie van het beoogde hersengebied om de minuut plaatsvindt.
    8. Na 30 minuten wanneer het protocol automatisch stopt, zet u de failsafe-toets op UIT. Schakel vervolgens de pulsregelaar uit.
    9. Ontkoppel de muis en het glasvezel patchkoord. Breng de muis terug naar de thuiskooi.
    10. Reinig de kamer en het donkere inzetstuk zoals beschreven in stap 1.2.8.

4. Gemodificeerde open veldtest voor optogenetische muizen

  1. De opstelling van het apparaat
    1. Stabiliseer de roterende verbinding boven de kamer met behulp van een standaard en een klem (figuur 1E).
    2. Sluit het glasvezel patchsnoer met een lengte van 50 cm aan op de roterende verbinding. Controleer of de draaiverbinding soepel kan draaien.
    3. Stel de roterende verbinding in op de juiste hoogte op de standaard: zorg ervoor dat het glasvezel patchkoord slechts net elke hoek van de kamer kan bereiken, wat zal helpen om interferentie met muisbewegingen te voorkomen.
    4. Gebruik voor de rest van de opstelling dezelfde apparaatopstelling als in sectie 1 (licht/donker-assay), maar zonder de donkere insert.
  2. Gedragstestprocedure
    1. Zet het licht/donker testapparaat aan en stel de lichtintensiteit in op 55 lux.
    2. Gebruik dezelfde protocolinstellingen als in de gewijzigde licht/donker-test (sectie 3), behalve voor de instellingen voor nieuwe zone. Kies 1 volgende door Center in New Zone settings. Stel de periferie in op 3,97 cm van de omtrek en het midden op 19,05 × 19,05 cm.
    3. Schakel de aan/uit-laserknop in. Stel de laserpulsregelaar in om gedurende 1 minuut te stimuleren, gevolgd door 1 minuut zonder stimulatie gedurende 30 minuten.
    4. Voer gewenning en de rest van de test uit zoals beschreven in de stappen 3.2.4 tot en met 3.2.10, met uitzondering van twee wijzigingen in stap 3.2.6: plaats de muis voorzichtig in het midden van de kamer in plaats van in de lichtzone; houd de uittrekbare lade buiten de cabine vanwege het patchkoord dat op het hoofd van de muis is aangesloten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit gedragstestparadigma is ontworpen om licht-aversief gedrag te testen. Het kan worden uitgevoerd met behulp van zowel naïeve wildtype muizen als optogenetische muizen om lichtaversie in realtime te onderzoeken tijdens de stimulatie van een gerichte neuronale populatie.

Deze procedure is gebruikt om het effect van perifere CGRP-behandeling bij CD1- en C57BL/6J-muizen10,16 en optische stimulatie van neuronen in de posterieure thalamische kernen bij C57BL/

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De licht/donker-test wordt veel gebruikt om angstachtig gedrag te beoordelen12. De test is gebaseerd op de aangeboren afkeer van muizen tegen licht en hun drang om te verkennen wanneer ze in een nieuwe omgeving (lichtzone) worden geplaatst. Zoals we hier echter melden, kan deze test ook worden gebruikt om licht-aversief gedrag te beoordelen.

Het is van cruciaal belang om rekening te houden met het aantal en de noodzaak van pre-blootstellingen voorafgaand aan het testen....

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door subsidies van de NIH NS R01 NS075599 en RF1 NS113839. De inhoud vertegenwoordigt niet de standpunten van VA of de regering van de Verenigde Staten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
ActiviteitsmonitorMed Assoc. IncSoftware voor het volgen van muisgedrag
Aangepaste acryl plankVoor het aanpassen van de hoogte van het LED-paneel
Donkere doosinzetMed Assoc. IncENV-511
DC voedingMed Assoc. IncSG-500T
Geregeld DC voedingMed Assoc. IncSG-506
Vezeloptische canuleDoricMFC_200/ 240-0.22_4.5mm_ZF1.25_FLT
Bacteriële wegwerpdoekjesSani-ClothSKU # Q55172
WarmtezifterWakefield490-6KAansluiten op LED-paneel
IR controller stroomkabelMed Assoc. IncSG-520USB-1
IR USB controllerMed Assoc. IncENV-520USB
VerbindingshulsDoricSLEEVE_ZR_1.25
Gemodificeerde LED-lichtpaneelGenaray SpectroSP-E-360DDagenlicht-gebalanceerde kleur (5600K)
VoedingMEAN WELL USASP-320-12Aansluiten op LED-paneel
Naadloze open veldkamerMed Assoc. IncENV-510S
Geluidsdempende cabineMed Assoc. IncENV-022MD-027
Standaard en klem
Drie 16-straal IR-arraysMed Assoc. IncENV-256

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Loder, S., Sheikh, H. U., Loder, E. The prevalence, burden, and treatment of severe, frequent, and migraine headaches in US minority populations: statistics from National Survey studies. Headache. 55 (2), 214-228 (2015).
  2. Collaborators, G. B. D. H. Global, regional, and national burden of migraine and tension-type headache, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet Neurology. 17 (11), 954-976 (2018).
  3. GBD 2017 Disease and Injury Incidence and Prevalence Collaborators. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
  4. international headache society. Headache classification committee of the international headache society (IHS). The international classification of headache disorders, 3rd edition. Cephalalgia. 38 (1), 1(2018).
  5. Edvinsson, L., Haanes, K. A., Warfvinge, K., Krause, D. N. CGRP as the target of new migraine therapies - successful translation from bench to clinic. Nature Reviews Neurology. 14 (6), 338-350 (2018).
  6. Rapoport, A. M., McAllister, P. The headache pipeline: Excitement and uncertainty. Headache. 60 (1), 190-199 (2020).
  7. Maasumi, K., Michael, R. L., Rapoport, A. M. CGRP and Migraine: The role of blocking calcitonin gene-related peptide ligand and receptor in the management of Migraine. Drugs. 78 (9), 913-928 (2018).
  8. Caronna, E., Starling, A. J. Update on calcitonin gene-related peptide antagonism in the treatment of migraine. Neurologic Clinics. 39 (1), 1-19 (2021).
  9. Eftekhari, S., Edvinsson, L. Possible sites of action of the new calcitonin gene-related peptide receptor antagonists. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 3 (6), 369-378 (2010).
  10. Mason, B. N., et al. Induction of migraine-like photophobic behavior in mice by both peripheral and central cgrp mechanisms. Journal of Neuroscience. 37 (1), 204-216 (2017).
  11. Russell, M. B., Rasmussen, B. K., Fenger, K., Olesen, J. Migraine without aura and migraine with aura are distinct clinical entities: A study of four hundred and eighty-four male and female migraineurs from the general population. Cephalalgia. 16 (4), 239-245 (1996).
  12. Crawley, J. N. Exploratory behavior models of anxiety in mice. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 9 (1), 37-44 (1985).
  13. Crawley, J., Goodwin, F. K. Preliminary report of a simple animal behavior model for the anxiolytic effects of benzodiazepines. Pharmacology, Biochemistry and Behavior. 13 (2), 167-170 (1980).
  14. Recober, A., et al. Role of calcitonin gene-related peptide in light-aversive behavior: implications for migraine. Journal of Neuroscience. 29 (27), 8798-8804 (2009).
  15. Recober, A., Kaiser, E. A., Kuburas, A., Russo, A. F. Induction of multiple photophobic behaviors in a transgenic mouse sensitized to CGRP. Neuropharmacology. 58 (1), 156-165 (2010).
  16. Kaiser, E. A., Kuburas, A., Recober, A., Russo, A. F. Modulation of CGRP-induced light aversion in wild-type mice by a 5-HT(1B/D) agonist. Journal of Neuroscience. 32 (44), 15439-15449 (2012).
  17. Kuburas, A., et al. PACAP induces light aversion in mice by an inheritable mechanism independent of CGRP. Journal of Neuroscience. , (2021).
  18. Russo, A. F. Calcitonin gene-related peptide (CGRP): a new target for migraine. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55, 533-552 (2015).
  19. Sowers, L. P., et al. Stimulation of Posterior Thalamic Nuclei Induces Photophobic Behavior in Mice. Headache. 60 (9), 1961-1981 (2020).
  20. Afridi, S. K., et al. A positron emission tomographic study in spontaneous migraine. Archives of Neurology. 62 (8), 1270-1275 (2005).
  21. Mason, B. N., et al. Vascular actions of peripheral CGRP in migraine-like photophobia in mice. Cephalalgia. 40 (14), 1585-1604 (2020).
  22. Guo, S., Vollesen, A. L. H., Olesen, J., Ashina, M. Premonitory and nonheadache symptoms induced by CGRP and PACAP38 in patients with migraine. Pain. 157 (12), 2773-2781 (2016).
  23. Christensen, C. E., et al. Migraine induction with calcitonin gene-related peptide in patients from erenumab trials. Journal of Headache and Pain. 19 (1), 105(2018).
  24. Younis, S., et al. Investigation of distinct molecular pathways in migraine induction using calcitonin gene-related peptide and sildenafil. Cephalalgia. 39 (14), 1776-1788 (2019).
  25. Asghar, M. S., et al. Evidence for a vascular factor in migraine. Annals of Neurology. 69 (4), 635-645 (2011).
  26. Ueno, H., et al. Effects of repetitive gentle handling of male C57BL/6NCrl mice on comparative behavioural test results. Scientific Reports. 10 (1), 3509(2020).
  27. Campos, A. C., Fogaca, M. V., Aguiar, D. C., Guimaraes, F. S. Animal models of anxiety disorders and stress. Revista Brasileira De Psiquiatria. 35, 101-111 (2013).
  28. Kuburas, A., Thompson, S., Artemyev, N. O., Kardon, R. H., Russo, A. F. Photophobia and abnormally sustained pupil responses in a mouse model of bradyopsia. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (10), 6878-6885 (2014).
  29. Goadsby, P. J., Edvinsson, L., Ekman, R. Vasoactive peptide release in the extracerebral circulation of humans during migraine headache. Annals of Neurology. 28 (2), 183-187 (1990).
  30. Lassen, L. H., et al. CGRP may play a causative role in migraine. Cephalalgia. 22 (1), 54-61 (2002).
  31. Cernuda-Morollon, E., et al. Interictal increase of CGRP levels in peripheral blood as a biomarker for chronic migraine. Neurology. 81 (14), 1191-1196 (2013).
  32. Chanda, M. L., et al. Behavioral evidence for photophobia and stress-related ipsilateral head pain in transgenic Cacna1a mutant mice. Pain. 154 (8), 1254-1262 (2013).
  33. Mahmoudi, J., et al. Cerebrolysin attenuates hyperalgesia, photophobia, and neuroinflammation in a nitroglycerin-induced migraine model in rats. Brain Research Bulletin. 140, 197-204 (2018).
  34. Farajdokht, F., Babri, S., Karimi, P., Mohaddes, G. Ghrelin attenuates hyperalgesia and light aversion-induced by nitroglycerin in male rats. Neuroscience Letters. 630, 30-37 (2016).
  35. Jacob, W., et al. Endocannabinoids render exploratory behaviour largely independent of the test aversiveness: Role of glutamatergic transmission. Genes, Brain, and Behavior. 8 (7), 685-698 (2009).
  36. Thiels, E., Hoffman, E. K., Gorin, M. B. A reliable behavioral assay for the assessment of sustained photophobia in mice. Current Eye Research. 33 (5), 483-491 (2008).
  37. Ramachandran, R., et al. Role of Toll-like receptor 4 signaling in mast cell-mediated migraine pain pathway. Molecular Pain. 15, 1744806919867842(2019).
  38. Marek, V., et al. Implication of Melanopsin and Trigeminal Neural Pathways in Blue Light Photosensitivity in vivo. Frontiers in Neuroscience. 13, 497(2019).
  39. Christensen, S. L. T., Petersen, S., Sorensen, D. B., Olesena, J., Jansen-Olesen, I. Infusion of low dose glyceryl trinitrate has no consistent effect on burrowing behavior, running wheel activity and light sensitivity in female rats. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 80, 43-50 (2016).
  40. De Vera Mudry, M. C., Kronenberg, S., Komatsu, S., Aguirre, G. D. Blinded by the light: retinal phototoxicity in the context of safety studies. Toxicologic Pathology. 41 (6), 813-825 (2013).
  41. White, D. A., Fritz, J. J., Hauswirth, W. W., Kaushal, S., Lewin, A. S. Increased sensitivity to light-induced damage in a mouse model of autosomal dominant retinal disease. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (5), 1942-1951 (2007).
  42. Song, D., et al. Retinal pre-conditioning by CD59a knockout protects against light-induced photoreceptor degeneration. PloS One. 11 (11), 0166348(2016).
  43. Matynia, A., et al. Light aversion and corneal mechanical sensitivity are altered by intrinscally photosensitive retinal ganglion cells in a mouse model of corneal surface damage. Experimental Eye Research. 137, 57-62 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Light AversionMigraine Mouse ModelPhotophobia BehaviorLight Dark AssayOpen Field AssayCGRP InjectionOptogenetic StimulationPosterior Thalamic NucleiAnxiety AssessmentChannelrhodopsin 2 Mice

Gerelateerde artikelen