Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een vereenvoudigd model voor heterotopische hartkleptransplantatie bij knaagdieren

2.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62948

⸱

21 september 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een eenvoudige en efficiënte methode voor de transplantatie van aortaklepblaadjes onder de niercapsule om de studie van alloreactiviteit van hartkleppen mogelijk te maken.

Samenvatting

Er is een dringende klinische behoefte aan hartklepvervangingen die bij kinderen kunnen groeien. Hartkleptransplantatie wordt voorgesteld als een nieuw type transplantatie met het potentieel om duurzame hartkleppen te leveren die in staat zijn tot somatische groei zonder dat antistolling nodig is. De immunobiologie van hartkleptransplantaties blijft echter onontgonnen, wat de noodzaak benadrukt voor diermodellen om dit nieuwe type transplantatie te bestuderen. Eerdere rattenmodellen voor heterotopische aortakleptransplantatie in de abdominale aorta zijn beschreven, hoewel ze technisch uitdagend en duur zijn. Om deze uitdaging aan te gaan, werd een niersubcapsulair transplantatiemodel ontwikkeld bij knaagdieren als een praktische en meer eenvoudige methode voor het bestuderen van de immunobiologie van hartkleptransplantatie. In dit model wordt een enkele aortaklepfolder geoogst en in de renale subcapsulaire ruimte ingebracht. De nier is gemakkelijk toegankelijk en het getransplanteerde weefsel is veilig opgenomen in een subcapsulaire ruimte die goed gevasculariseerd is en geschikt is voor verschillende weefselgroottes. Bovendien, omdat een enkele rat drie donoraortablaadjes kan leveren en een enkele nier meerdere plaatsen voor getransplanteerd weefsel kan bieden, zijn er minder ratten nodig voor een bepaald onderzoek. Hier wordt de transplantatietechniek beschreven, die een belangrijke stap voorwaarts biedt in het bestuderen van de transplantatieimmunologie van hartkleptransplantatie.

Inleiding

Aangeboren hartafwijkingen zijn de meest voorkomende aangeboren handicap bij mensen en treffen elk jaar 7 op de 1.000 levend geboren kinderen1. In tegenstelling tot volwassen patiënten waarbij verschillende mechanische en bioprothesekleppen routinematig worden geïmplanteerd, hebben pediatrische patiënten momenteel geen goede opties voor klepvervanging. Deze conventionele implantaten hebben niet het potentieel om te groeien bij ontvangende kinderen. Als gevolg hiervan zijn morbide heroperaties nodig om de hartklepimplantaten te vervangen voor achtereenvolgens grotere versies naarmate de kinderen groeien, waarbij getroffen kinderen vaak tot vijf of meer openhartoperaties in hun leven nodig hebben 2,3. Studies hebben aangetoond dat de vrijheid van interventie of overlijden significant slecht is voor zuigelingen dan oudere kinderen, waarbij 60% van de baby's met prothetische hartkleppen binnen 3 jaar na hun eerste operatie opnieuw wordt geopereerd of sterft4. Daarom is er een dringende behoefte aan het leveren van een hartklep die kan groeien en de functie bij pediatrische patiënten kan behouden.

Decennialang zijn pogingen om groeiende hartklepvervangingen te leveren gericht op tissue engineering en stamcellen. Pogingen om deze kleppen naar de kliniek te vertalen zijn tot nu toe echter mislukt 5,6,7,8. Om dit aan te pakken, wordt een hartkleptransplantatie voorgesteld als een meer creatieve operatie voor het leveren van groeiende hartklepvervangingen met het vermogen om zichzelf te herstellen en trombogenese te voorkomen. In plaats van het hele hart te transplanteren, wordt alleen de hartklep getransplanteerd en zal dan met het ontvangende kind meegroeien, vergelijkbaar met conventionele harttransplantaties of een Ross pulmonale handtekening 9,10,11. Postoperatief zullen ontvangende kinderen immunosuppressie krijgen totdat de getransplanteerde klep kan worden vervangen door een mechanische prothese van volwassen formaat wanneer de groei van de klep niet langer nodig is. De transplantatiebiologie van hartkleptransplantatietransplantaten blijft echter onontgonnen. Daarom zijn diermodellen nodig om dit nieuwe type transplantatie te bestuderen.

Verschillende rattenmodellen zijn eerder beschreven voor heterotopische transplantatie van de aortaklep in de abdominale aorta 12,13,14,15,16,17,18. Deze modellen zijn echter onbetaalbaar lastig en vereisen vaak getrainde chirurgen om succesvol te opereren. Bovendien zijn ze duur en tijdrovend19. Een nieuw rattenmodel werd ontwikkeld om een eenvoudiger diermodel te creëren voor het bestuderen van de immunobiologie van hartkleptransplantaties. Enkele aortaklepblaadjes worden weggesneden en in de renale subcapsulaire ruimte ingebracht. De nier is bijzonder geschikt om transplantaatafstoting te bestuderen, omdat deze sterk gevasculariseerd is met toegang tot circulerende immuuncellen20,21. Terwijl verschillende anderen een niersubcapsulair model hebben gebruikt om de transplantatiebiologie van andere allografttransplantaties zoals pancreas, lever, nieren en hoornvlies 22,23,24,25,26,27 te bestuderen, is dit de eerste beschrijving van transplantatie van hartweefsel in deze positie. Hier wordt de transplantatietechniek beschreven, die een belangrijke stap voorwaarts biedt in het bestuderen van de transplantatieimmunologie van hartkleptransplantatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De studie werd goedgekeurd door het Committee of Animal Research volgens de National Institutes of Health Guide for Care and Use of Laboratory Animals.

1. Informatie over het diermodel (ratten)

  1. Gebruik een operatiemicroscoop (zie Materiaaltabel) met een vergroting tot 20x voor alle chirurgische ingrepen.
  2. Gebruik syngene (zoals Lewis-Lewis) of allogene (zoals Lewis-Brown Norway) stammen voor de transplantaties als dat nodig is voor het experiment.
  3. Gebruik ratten van leeftijd tussen 5-7 weken en lichaamsgewicht van 100-200 g die geschikt zijn voor de experimentele vraag.

2. Verwijdering van bont, voorbereiding van de huid en anesthesie

  1. Voer alle bewerkingen uit onder steriele omstandigheden.
    OPMERKING: De stap wordt uitgevoerd in een speciale chirurgische ruimte en onder steriele omstandigheden.
  2. Plaats de ratten in een inductiekamer voor verdoving en induceer anesthesie met 5% isofluraan in zuurstof. Onderhoud anesthesie met 3,5% isofluraan in zuurstof gedurende de hele procedure.
  3. Verwijder voor de donoroperatie de vacht van de rat van de navelstreng naar de sternale inkeping met behulp van bontknippers. Voor de ontvangende operatie, knip het haar over het chirurgische veld aan de achterste oksellijn van de ribben naar het bekken. Bereid vervolgens de huid voor met een chirurgisch ontsmettingsmiddel.
  4. Verkrijg een chirurgisch niveau van anesthesie voordat u de procedure start. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie door de tenen van de rat stevig samen te drukken met een tang. Als de rat zich terugtrekt voor pijn, titreer dan het verdovingsmiddel indien nodig.
  5. Controleer de ademhalingsfrequentie en de diepte van de anesthesie klinisch gedurende de hele procedure; het niveau van isofluraan wordt zo nodig aangepast om een ademhalingsfrequentie van 55-65 ademhalingen /min te handhaven.

3. Donoroperatie

  1. Bereid en verdoof de rat zoals vermeld in stap 2. Snijd de huid van de xiphoid tot de sternale inkeping met behulp van een ontleedschaar. Voer een sternectomie uit door de ribben aan elke kant lateraal naar het borstbeen te snijden totdat optimale toegang tot het hart is bereikt.
  2. Hepariniseer de rat met een injectie van 100 U/100 g in het linkeratrium.
  3. Offer de donor op via exsanguinatie.
  4. Snijd de thymus weg om de visualisatie van de grote vaten te verbeteren. Verwijder vervolgens het hart en bloc met de opgaande aorta tot het niveau van de onnoemelijke slagader.

4. Bereiding van aortaklepblaadjes

  1. Plaats het donorhart in een steriele petrischaal onmiddellijk na de cardiectomie. Ontleed het donorhart in een ijskoude koelcelbuffer (zie Materiaalopgave).
  2. Gebruik een tang en Vannas-veerschaar om het donorhart te ontleden totdat alleen de aortawortel overblijft met een ventriculaire manchet van 1 mm proximaal aan de aortaklep.
  3. Open de aortaklep door een longitudinale snede te maken om de sinus van Valsalva tussen de linker en niet-coronaire sinussen te openen om alle drie de blaadjes te visualiseren.
    OPMERKING: De snede moet de volledige lengte van de sinus van Valsalva zijn. De werkelijke afmetingen zijn afhankelijk van de grootte van de rat.
  4. Snijd elke aortaklepblaadje afzonderlijk weg. Gebruik in het bijzonder een stompe tang om de rand van de folder vast te pakken en gebruik vannas-veerschaar om de folder weg te snijden door van de ene commissure naar de annulus te snijden en vervolgens naar de volgende commissure.
    OPMERKING: Wees er speciaal op dat u alleen de rand van de bijsluiter vastgrijpt om verstoring van de valvulaire endotheelcellen te minimaliseren.
  5. Bewaar de monsters na excisie van de bijsluiter in een ijskoude opslagbufferoplossing totdat ze klaar zijn om in de ontvangende rat te worden geïmplanteerd. Implanteer alle bijsluiters binnen 4 uur na koude opslag.

5. Werking van de ontvanger

  1. Bereid en verdoof de rat zoals vermeld in stap 2. Gebruik een verwarmingskussen dat op 36-38 °C wordt gehouden om de operatie uit te voeren.
  2. Dien buprenorfine (0,03 mg/kg subcutaan) toe aan alle ontvangende ratten vóór de operatie en elke 6-12 uur postoperatief indien nodig om de pijn te verlichten.
  3. Plaats de rat in een rechter laterale lighouding om toegang te krijgen tot de linker nier.
    OPMERKING: De linker nier heeft de voorkeur vanwege de meer caudale positie ten opzichte van de rechter nier.
  4. Snijd de huid over de flank in de lengterichting over 1-inch met behulp van een schaar.
    OPMERKING: De incisie moet kleiner blijven dan de grootte van de nier om voldoende spanning te bieden om te voorkomen dat de nier zich tijdens de procedure terugtrekt in de buikholte.
  5. Snijd op dezelfde manier de onderliggende buikwand in.
  6. Externaliseer de nier
    1. Gebruik de duim en wijsvinger om dorsaal en ventraal lichte druk uit te oefenen terwijl u een gebogen tang gebruikt om de caudale pool van de nier door de buik- en huidincisie te tillen. Externaliseer het schedeluiteinde van de nier op dezelfde manier.
    2. Als alternatief kan de nier worden geëxternaliseerd door het perirenale vet te grijpen en met lichte spanning omhoog te trekken.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat u de nier of de niervaten niet rechtstreeks vastpakt.
    3. Zodra de nier is geëxternaliseerd, houd deze vochtig met een warme zoutoplossing die op de nier wordt gesijpeld.
  7. Maak een subcapsulair vak.
    1. Oefen lichtjes druk uit op de niercapsule met behulp van één set stompe tangen, zodat de niercapsule duidelijk kan worden onderscheiden van het onderliggende parenchym. Gebruik tegelijkertijd een andere set stompe tangen, pak de capsule voorzichtig vast en trek voorzichtig omhoog om een gat in de capsule te maken.
      OPMERKING: Vanwege de delicate aard van de capsule is minimale kracht vereist om deze incisie tot stand te brengen.
    2. Blijf een stompe tang gebruiken om de incisie uit te breiden totdat er een ruimte van ~ 2 mm is gecreëerd om de aortaklepfolder te huisvesten.
    3. Ontwikkel een ondiepe subcapsulaire zak die iets groter is dan de klepfolder, terwijl u de rand van de incisie met één tang optilt en een stompe sonde onder de niercapsule voortbeweegt.
  8. Transplanteer de aortaklep in de subcapsulaire zak.
    1. Haal de aortablaadje uit de koelcel en plaats deze in het chirurgische veld.
    2. Terwijl u de rand van de vezelige capsule optilt, plaatst u de aortablaadje in de subcapsulaire zak met een stompe tang.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat het weefsel ver genoeg van de incisie verwijderd is, zodat het stevig onder de capsule is bevestigd. Er moet voor worden gezorgd dat schade aan het onderliggende parenchym of verder scheuren van de vezelige capsule wordt voorkomen.
    3. De incisie in het nierkapsel kan open worden gelaten.
  9. Duw de nier voorzichtig terug naar zijn anatomische positie met behulp van tegentractie aangebracht op de incisieranden.
  10. Sluit de abdominale incisie met een lopende steriele chirurgische hechting. Sluit de schil met nietjes.
  11. Postoperatieve zorg
    1. Plaats de rat na de operatie in een schone kooi op een verwarmingskussen met toegang tot voedsel en water.
    2. Controleer het dier dagelijks om te beoordelen op routinematige wondgenezing en tekenen van pijn of angst. Verwijder de nietjes na 7-10 dagen.

6. Verzameling van weefsel voor analyse

  1. Op geselecteerde eindpunten na transplantatie, euthanaseer het dier door exsanguinatie. Voer specifiek een mediane laparotomie uit en transect de abdominale aorta onder 5% isofluraan in zuurstof.
  2. Mobiliseer de nier en snijd deze weg door de nierslagader, ader en urineleider met een schaar door te snijden.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u het gebied met de getransplanteerde bijsluiter niet begrijpt.
  3. Plaats de nier 's nachts in formaline, integreer deze in paraffine en sectie het voor de gewenste kleuring. Oriënteer het monster met de niercapsule naar voren gericht en het nierparenchym naar achteren gericht.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een grafische weergave van het experimentele ontwerp is voorzien voor het rattenmodel (figuur 1). Daarnaast is een aortawortel ontleed uit het hart van de donor en een individuele aortaklepfolder die is voorbereid voor implantatie ook weergegeven in figuur 2. Vervolgens wordt een representatief beeld getoond van de positie van de aortaklepfolder onder de niercapsule voor implantatie in figuur 3A en na 3, 7 en 28 dagen bij de ontvang...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Belang en potentiële toepassingen
Hoewel mechanische en bioprothese hartkleppen routinematig worden gebruikt bij volwassen patiënten die klepvervanging nodig hebben, missen deze kleppen het potentieel om te groeien en zijn daarom suboptimaal voor pediatrische patiënten. Hartkleptransplantatie is een experimentele operatie die is ontworpen om groeiende hartklepvervangingen te leveren voor pasgeborenen en baby's met een aangeboren hartaandoening. In tegenstelling tot de transplantatie-immunobiologie van...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat het onderzoek is uitgevoerd bij afwezigheid van commerciële of financiële relaties die kunnen worden opgevat als een potentieel belangenconflict.

Dankbetuigingen

Figuur 1 is gemaakt met biorender.com. Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door het AATS Foundation Surgical Investigator Program aan TKR, het Children's Excellence Fund van het Department of Pediatrics aan de Medical University of South Carolina aan TKR, een Emerson Rose Heart Foundation-subsidie aan TKR, filantropie door senator Paul Campbell aan TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) aan JHK en BG, en de Medical University of South Carolina College of Medicine Pre-clerkship FLEX Research Fund naar MAH.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% Sodium Chlordie, USPBaxterNDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910EthiconJ415H
7.5% Povidone-IodineCareFusion29904-004
70% ETOHFisher ScientificBP82031GAL
Anesthesia inductiekamerHarvard Apparatus75-2030Luchtdichte inductiekamer voor ratten
AnesthesieapparaatHarvard Apparatus75-0238Mobiel anesthesiesysteem met passieve afzuiging
AnesthesiemaskerHarvard Apparatus59-8255Anesthesiemasker voor ratten
Brown Norway ratten (BN/Crl)Charles RiverStrain Code 091Mannetje, 5-7 weken, 100-200 g
Buprenorfinehydrochloride, 0,3 mg/mLPAR PharmaceuticalNDC 42023-179-050,03 mg/kg, subcutaan toegediend
Elektrische haarsnijderWAHL79434
Elektrisch verwarmingskussenHarvard Apparatus72-0492Gehandhaafd op 36-38 °C
HeparineSagent PharmaceuticalsNDC 25021-400-10100U/100g injectie in het linker atrium
Insulinespuit, 1 mLFisher Scientific14-841-33
Iristang gebogenWorld Precision Instruments15917
Iristang rechtWorld Precision Instruments15916
Isofluraan, USPPiramal Critical CareNDC 66794-017-25Geïnduceerd met 5% isofluraan in zuurstof en gehandhaafd met 3,5% isofluraan in zuurstof
Lewis ratten (LEW/ Crl)Charles RiverStrain Code 004Mannetje, 5-7 weken, 100-200 g
MicrotangWorld Precision Instruments500233Dumont #5
MicroschaarWorld Precision Instruments501930Verenschaar Vannas
NaaldhouderWorld Precision Instruments500226Ryder naaldhouder
OperatiemicroscoopAmScopeSM-3BZ-80S3,5x - 90x Stereomicroscoop
PetrischaalFisher ScientificFB0875714
Petrolatum oogzalfDechraNDC 17033-211-38
HuidklittenEthiconPXR35Proximate 35
Steriele wattenPuritan25-806 1WC
Steriele gaasjesFisher Scientific22-037-902
Chirurgische schaarWorld Precision Instruments1962CMetzenbaum schaar
University of Wisconsin buffer (Servator B)S.A.L.F S.p.A.6484A1Opgeslagen bij 4 °C

Referenties

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271(2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
  30. O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Heterotope transplantatierenale subcapsulaire modelaortaklepflaprodententransplantatiemodeltransplantimmunobiologieimplantatie van klepflaphistologische kleuringimmunohistochemische analyseglad spieractine
Een vereenvoudigd model voor heterotopische hartkleptransplantatie bij knaagdieren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.