Methodenartikel

Staartaderdoorsnede bloeden model bij volledig verdoofde hemofilie A muizen

7.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62952

⸱

30 september 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Global Drug Discovery, Novo Nordisk A/S, 2Department of Veterinary and Animal Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 3Department of Biomedical Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 4Independent consultant, 5Catalyst Biosciences, 6Værløse Dyreklinik

In dit artikel

Samenvatting

Het refined tail vein transection (TVT) bloedingsmodel bij verdoofde muizen is een gevoelige in vivo methode voor de beoordeling van hemofiele bloedingen. Dit geoptimaliseerde TVT-bloedingsmodel gebruikt bloedverlies en bloedingstijd als eindpunten, verfijnt andere modellen en vermijdt de dood als eindpunt.

Samenvatting

Staartbloedingsmodellen zijn belangrijke hulpmiddelen in hemofilieonderzoek, met name voor de beoordeling van procoagulante effecten. Het overlevingsmodel voor staartaderdoorsnede (TVT) heeft in veel omgevingen de voorkeur gekregen vanwege de gevoeligheid voor klinisch relevante doses FVIII, terwijl andere gevestigde modellen, zoals het staartclipmodel, hogere niveaus van procoagulante verbindingen vereisen. Om overleving als eindpunt te vermijden, hebben we een TVT-model ontwikkeld dat bloedverlies en bloedingstijd als eindpunten en volledige anesthesie tijdens het hele experiment vaststelt. In het kort worden verdoofde muizen geplaatst met de staart ondergedompeld in een gematigde zoutoplossing (37 °C) en gedoseerd met de teststof in de rechter laterale staartader. Na 5 minuten wordt de linker laterale staartader getransecteerd met behulp van een sjabloongeleider, wordt de staart teruggebracht naar de zoutoplossing en worden alle bloedingsepisoden gedurende 40 minuten gevolgd en geregistreerd tijdens het verzamelen van het bloed. Als er geen bloeding optreedt na 10 minuten, 20 minuten of 30 minuten na het letsel, wordt het stolsel voorzichtig uitgedaagd door de snee twee keer af te vegen met een nat gaasje. Na 40 minuten wordt het bloedverlies gekwantificeerd door de hoeveelheid hemoglobine die in de zoutoplossing bloedt. Deze snelle en relatief eenvoudige procedure resulteert in consistente en reproduceerbare bloedingen. In vergelijking met het TVT-overlevingsmodel gebruikt het een meer humane procedure zonder afbreuk te doen aan de gevoeligheid voor farmacologische interventie. Bovendien is het mogelijk om beide geslachten te gebruiken, waardoor het totale aantal dieren dat moet worden gefokt, wordt verminderd, in overeenstemming met de principes van 3R's. Een mogelijke beperking in bloedingsmodellen is de stochastische aard van hemostase, die de reproduceerbaarheid van het model kan verminderen. Om dit tegen te gaan, zorgt handmatige stolselverstoring ervoor dat het stolsel tijdens de monitoring wordt uitgedaagd, waardoor primaire (bloedplaatjes) hemostase het bloeden stopt. Deze toevoeging aan de catalogus van bloedingsletselmodellen biedt een optie om procoagulante effecten op een gestandaardiseerde en humane manier te karakteriseren.

Inleiding

Diermodellen zijn essentieel voor het begrijpen van de pathogenese van hemofilie en het ontwikkelen en testen van behandelingsregimes en therapieën. De Factor VIII knock-out muis (F8-KO) is een veelgebruikt model voor de studie van hemofilie A 1,2. Deze muizen recapituleren de belangrijkste kenmerken van de ziekte en zijn op grote schaal gebruikt voor de ontwikkeling van behandelingen, zoals recombinante FVIII-producten 3,4,5 en gentherapiestrategieën 6,7.

Er zijn verschillende bloedingsletselmodellen voor het evalueren van de farmacologische effecten van verschillende hemostatische verbindingen in vivo. Een van deze stollingsmodellen is het overlevingsmodel voor staartadertranssectie bij muizen 8,9,10,11,12,13,14, dat het vermogen van hemofiele muizen meet om exsanguinatie na staarttranssectie te overleven. Deze methode werd meer dan vier decennia geleden15 jaar geleden geïntroduceerd en wordt nog steeds 9,16,17 gebruikt. Het model gebruikt echter overleving als eindpunt en vereist observatie van de dieren gedurende een periode van maximaal 24 uur, waarbij de dieren bij bewustzijn zijn en dus pijn en angst kunnen ervaren.

Bloedingsmodellen van kortere duur en onder volledige anesthesie zijn eerder beschreven, zoals het staartclipmodel (ook bekend als de staartpunt)8,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28 . Niettemin, voor een volledige normalisatie van bloedverlies na de bloedingsuitdaging, vereisen deze modellen doses procoagulantia (bijv. FVIII) die veel hoger zijn dan die welke klinisch worden toegediend29. Een ander letselmodel onder anesthesie, de vena saphena-bloedingsmethode, is gevoelig voor lagere doses procoagulante verbindingen30, maar vereist een hoog niveau van experimentele interventie omdat de stolsels vaak moeten worden verstoord (in tegenstelling tot 3 keer in het gepresenteerde model).

Standaardisatie naar een gemeenschappelijk protocol voor het testen van nieuwe procoagulante verbindingen zou de gegevensvergelijking tussen laboratoria aanzienlijk vergemakkelijken 31,32,33. In TVT-modellen is er nog geen overeenstemming over bestudeerde eindpunten (bloedverlies 7,26, bloedingstijd 9,34 en overlevingspercentage35,36), en de experimentele lengte varieert tussen studies13.

Ons primaire doel is om een geoptimaliseerd model te beschrijven en te karakteriseren met een hoge reproduceerbaarheid, de mogelijkheid om on-demand te bestuderen, evenals een profylactische behandeling, gevoeligheid voor farmacologische interventie gelijkwaardig aan het overlevingsmodel, maar zonder dood of bijna-dood als eindpunten te gebruiken. Om pijn en angst te verminderen, mogen de dieren niet bij bewustzijn zijn tijdens het bloeden en moet een ethischer eindpunt worden geïmplementeerd37.

Staartclipmodellen worden over het algemeen uitgevoerd in een van de twee varianten, ofwel het amputeren van de punt van de staart, bijvoorbeeld amputatie van 1-5 mm 18,19,20,21,23,24 of, in een meer ernstige variant, getranseceerd bij een staartdiameter rond 1-3 mm 8,22,25 . Dit veroorzaakt een gecombineerde arterioveneuze bloeding, omdat de laterale en dorsale aderen en ventrale slagader meestal worden doorgesneden, en in het algemeen, hoe groter de amputatie, hoe lager de gevoeligheid voor een procoagulante verbinding. Bovendien, omdat de staartpunt wordt geamputeerd, wordt de arterioveneuze verwonding blootgesteld zonder enig tegengesteld weefsel; dus, althans in theorie, is het anders dan de meest voorkomende hemofiele bloedingen.

Zoals de naam al aangeeft, is alleen de ader gewond in staartadertranssectiemodellen zoals beschreven in dit artikel, wat resulteert in een uitsluitend veneuze bloeding. Omdat het vat niet volledig is afgebroken, zal het letsel naar verwachting kleiner zijn dan in de amputatiemodellen en blijft het weefsel rond de snee, waaraan een stolsel zich kan hechten, behouden. Bovendien is er een lagere bloeddruk in de ader in tegenstelling tot de slagader. Deze factoren dragen bij aan een verhoogde gevoeligheid ten opzichte van amputatiemodellen, zodat normalisatie van bloedingen kan worden bereikt met klinisch relevante doses vervangingstherapie, bijvoorbeeld met rFVIII bij hemofilie A, wat nuttig is voor het evalueren van de omvang en duurzaamheid van effecten van procoagulante behandeling 26,38,39.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle in dit protocol beschreven procedures zijn goedgekeurd door de animal welfare body van Novo Nordisk A/S en de Deense inspectie voor dierproeven, het Deense ministerie van Voedselvoorziening, Landbouw en Visserij. De geoptimaliseerde 40 minuten methode omvat anesthesie en doseringstijd in het ontwerp (figuur 1). Hemofiele muizen van beide geslachten tussen 10-16 weken oud zijn vereist voor deze procedure.

1. Voorbereidingen voorafgaand aan het onderzoek

  1. Bereid de doseeroplossingen in de juiste concentraties.
  2. Start het waterbad en verwarm tot 37 °C. Vul de centrifugebuizen van 15 ml voor bloedafname met zoutoplossing (0,9% NaCl).
  3. Plaats de zoutbuizen van 15 ml ten minste 15 minuten voor aanvang van het experiment in de gaten in de verwarmde bodemplaat.
  4. Identificeer de muizen en noteer hun gewicht. Vermijd het hanteren van muizen meer dan nodig, omdat dit stress kan veroorzaken en het onderzoek kan beïnvloeden.
  5. Bereid het werkstation in de zuurkast voordat u verder gaat, zodat alles binnen handbereik is: servetten, staarthouder, gaas, spuiten, scalpels, stopwatches en bloedstroomnotatiepapier.
  6. Plaats de staartmarkering en snijblokken op de verwarmingsplaat - koude blokken zullen de aderen doen samentrekken en daardoor de bloeding beïnvloeden.

2. Anesthesie

  1. Voer de isofluraan-anesthetische procedure uit in een zuurkast.
  2. Stel de gasverdamper in op in eerste instantie 5% isofluraan in 30% O2/70% N2O in de anesthesiekamer met een stroom van 1 l/min. Geef de anesthesiekamer voldoende tijd om te vullen (ongeveer 5 minuten, afhankelijk van het kamervolume en het gasdebiet). Zorg voor een snelle inductie (minder dan een minuut).
  3. Plaats de muizen in de anesthesiekamer totdat ze het bewustzijn verliezen.
    OPMERKING: Dit moet binnen een minuut of minder gebeuren als de kamer voldoende gevuld is.
  4. Zorg voor een goede verdoving door de afwezigheid van pijnlijke reactie op de pedaalreflex (stevige teenknijpen).
  5. Plaats de muizen op de verwarmingsplaat en zorg ervoor dat de neus in de neuskegel zit.
  6. Verlaag de anesthesie tot een onderhoudsniveau van 2% isofluraan in 30% O2/70% N2O en plaats een plastic deksel boven de muizen om het warmteverlies te verminderen. Breng een geschikte oogzalf aan om uitdroging tijdens de narcose te voorkomen.
  7. Markeer de staart met een diameter van 2,5 mm met behulp van het staartmarkeringsblok. Forceer de staart niet in de spleet in het blok - deze moet goed passen (aanvullende figuur 1)
  8. Plaats de staart minstens 5 minuten in de zoutoplossingsbuis om te zorgen voor een warme staartader die optimaal is voor intraveneuze (i.v.) dosering.

3. Dosering van de testoplossing

  1. Plaats één muis in de staarthouder met de neus in een anesthesiemasker.
  2. Doseer het dier met de verbinding van belang (in dit geval rFVIII) en start onmiddellijk de stopwatch (t = 0).
  3. Plaats de muis terug op de verwarmingsplaat met de staart in de zoutbuis. Herhaal de procedure met de andere muizen.

4. Het uitvoeren van staartaderdoorsnede

  1. Voer de staartaderdoorsnede precies 5 minuten na toediening uit. Plaats de staart in het snijblok en draai 90° om de ader bloot te leggen (aanvullende figuur 2).
  2. Voer de snede uit aan de andere kant/ader van waaruit de testoplossing is gedoseerd.
  3. Trek het # 11 scalpelblad door de spleet van het snijblok dat de staart vasthoudt om bloedingen te veroorzaken. Reset de stopwatch en breng de staart onmiddellijk terug naar de zoutoplossing.

5. Observatietijd en uitdagingen

  1. Observeer de bloeding en annoteer het begin en de stop van het bloeden gedurende 40 minuten; annoteer het op het bloedstroomnotatiepapier.
    OPMERKING: Deze visuele beoordeling van bloedingen kan enigszins variëren als gevolg van subjectiviteit.
  2. De primaire bloeding moet stoppen binnen 3 minuten nadat de snee is gemaakt. Als dit niet het geval is, diskwalificeer dan de muis, euthanaseer en vervang (het niet stoppen van de primaire bloeding kan wijzen op een te ernstig letsel of een gebrek aan primaire hemostase, zoals bij vWF KO-muizen).
  3. Als er geen bloeding is na 10 minuten, 20 minuten en 30 minuten na het letsel, daag dan de staartsnede uit zoals beschreven in stap 4-5.
  4. Gebruik een gaasje gedrenkt in warme zoutoplossing uit een aparte buis die in het waterbad wordt bewaard. Til de staart uit de zoutoplossing en veeg twee keer zachtjes met het natte gaas in distale richting over de staartsnede.
  5. Dompel na elke uitdaging de staart onmiddellijk opnieuw onder in de zoutbuis.
  6. Stop bij t=40 min de bloedafname door de staart uit de zoutbuis te verwijderen.

6. Bloedafname

  1. Na t = 40 min, verkrijg bloedmonsters uit de supraorbitale ader.

7. Euthanasie

  1. Euthanaseer de muizen door cervicale dislocatie terwijl ze nog steeds onder volledige anesthesie zijn.

8. Behandeling van monsters

  1. Centrifugeer de 15 ml bloedafnamebuizen met zoutoplossing op 4000 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
  2. Gooi het supernatant uit de buizen van 15 ml weg, resuspenseer de pellet in 2-14 ml erytrocyten (RBC) lyserende oplossing en verdun het vervolgens totdat het een lichte koffiekleur bereikt.
  3. Noteer het totale volume (volume bloed + volume erytrocyten (RBC) lysing-oplossing toegevoegd met behulp van de schaalverdelingsmarkeringen op de buis).
  4. Breng 2 ml van de verdunning over naar een hemoglobinebuis en koel deze tot de hemoglobineanalyse.
  5. Bepaal het bloedverlies door de hemoglobineconcentratie in de zoutoplossing te meten. Meet de absorptie bij 550 nm op een microplaatlezer (Materiaaltabel).
  6. Converteer de absorptie naar nmol hemoglobine met behulp van een standaardcurve bereid uit menselijk hemoglobine (Tabel van materialen) en corrigeer voor de verdunning met RBC-lysingoplossing.

9. Statistische analyses

  1. Analyseer de gegevens met behulp van de juiste software. Hier werd GraphPad Prism software gebruikt. Over een reeks studies bleken de volgende statistische methoden goed te presteren.
    OPMERKING: Om bloedverlies, bloedingstijd, blootstelling, bloedplaatjesaantallen en hematocriet te analyseren; Brown-Forsythe en Welch ANOVA-test werd gebruikt (omdat de gegevens continu waren, maar zonder variantiehomogeniteit van de residuen) waarbij dunnett's test werd toegepast om te corrigeren voor meerdere vergelijkingen. Een Pearson's test werd gebruikt om te testen op correlaties tussen bloedingstijd, bloedverlies en doses. Om de ED50-waarden te bepalen, werd een inverse log (dosis) responsvergelijking met vier parameters aangepast aan bloedings- en bloedverliesgegevens. Om het gendereffect te analyseren, werd een tweeweg ANOVA-test gebruikt, waarbij Bonferroni-correctie werd toegepast om te corrigeren voor meerdere vergelijkingen. Het significantieniveau werd gedefinieerd als P < 0,05. Gegevens worden weergegeven als middel ± SEM.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Om de toepasbaarheid van het geoptimaliseerde model te beoordelen, werd een studie uitgevoerd bij F8-KO (C57BL genetische achtergrond) muizen toegediend met een commercieel beschikbare recombinante factor VIII vervangingstherapie (rFVIII); er werden vier verschillende doses getest: 1 IE/kg, 5 IE/kg, 10 IE/kg en 20 IE/kg. Verder testten we de overeenkomstige (negatieve) controle van het voertuig in F8-KO-muizen en wildtype (WT) -groepen met behulp van C57BL-muizen als een positieve controlegroep om het responsbereik in he...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze geoptimaliseerde methode van staartaderdoorsnede (TVT) heeft verschillende voordelen ten opzichte van de TVT-overlevingsmethode. De dieren worden volledig verdoofd voor de gehele duur van het onderzoek, wat het hanteren van muizen gemakkelijker maakt en het welzijn van de dieren verhoogt. Verder is, in tegenstelling tot het TVT-overlevingsmodel, nachtelijke observatie niet vereist, en dit geoptimaliseerde model biedt de mogelijkheid om bloedverlies te meten en de exacte bloedingstijd gedurende 40 minuten te observer...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs zijn of waren werknemers en/of aandeelhouders van Novo Nordisk A/S op het moment dat dit onderzoek werd uitgevoerd.

Dankbetuigingen

Esther Bloem en Thomas Nygaard worden erkend voor ondersteuning bij metingen van FVIII in plasma. Bo Alsted is erkend voor het tekenen en bewerken van de sjabloon en het snijden van blokken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#11 Scalpel bladeSwann-Morton503
15 mL centrifuge tubesGreiner Bio-One, Oostenrijk188271
30 G naalden verbonden met 300 µL precisie (insuline) spuiten voor doseringBD Micro-Fine + U-100 insulinespuit320830
AdvateTakeda, JapanRecombinant factor VIII vervangende therapie (rFVIII)
Alcohol pads 70% ethanolHartmann, Soft-Zellin999 979
CentrifugeOmnifuge 2.0 RS, Heraus Sepatech
Snijsjabloon (roestvrij staal)Zelf geproduceerd, u bent welkom om contact op te nemen met de auteurs voor de exacte tekeningenAanvullende figuur 2: Groottespecificaties: 20 mm x 40 mm x 10 mm (L x B x H). Groef: 3 mm diepte en 3 mm breedte; straal 1,5 mm
Erytrocyten (RBC) lysing oplossingLysebio, ABX Diagnostics906012
Gaas
Hematologisch analyseapparaatSysmexCT-2000iv
Verwarmingslamp op standaardPhillipsIR250
Verwarmingskussen met thermostaatCMAmodel 150
Hemoglobine standaarden en controles - 8,81 mmol / l batchafhankelijkHemoCue, DenemarkenHemoCue kalibratie, 707037Standaarden en controles zijn gemaakt van 2 verschillende glazen HemoCue kalibratie. De waarde wordt bepaald volgens de Internationale Referentiemethode voor Hemoglobine (ICSH).
Isofluoraan anesthesiesysteem compleet met buizen, maskers en inductieboxSigma Delta Dameca
IsofluraanBaxter26675-46-7
Vergrootglas met verlichtingEschenbach
Meetsjabloon (Aluminium)Zelf geproduceerd, u bent welkom om contact op te nemen met de auteurs voor de exacte tekeningenAanvullende figuur 1: Groottespecificaties: 20 mm x 40 mm x 10 mm (L x B x H). Groef: 2,5 mm diepte en 2,5 mm breedte; straal 1,25 mm
Micropipetten + tipsFinnpipette
FotometerMolecular Devices Corporation, CA, VSSpectraMax 340 fotometer
Prism SoftwareGraphPad, San Diego, CA, VSVersie 9.0.1
Stollingsvloeistof 0,9% NaClFresenius Kabi, Zweden883264
Speciale staartmarkeringsblok voor TVT staartdoorsnijding
Staarthouder
Vakuum vloeistofzuigingVacusafe comfort, IBS
Waterbad en thermostaatTYP 3/8 Julabo

Referenties

  1. Bi, L., et al. Targeted disruption of the mouse factor VIII gene produces a model of haemophilia A. Nature Genetics. 10 (1), 119-121 (1995).
  2. Bi, L., et al. Further characterization of factor VIII-deficient mice created by gene targeting: RNA and protein studies. Blood. 88 (9), 3446-3450 (1996).
  3. Stennicke, H. R., et al. A novel B-domain O-glycoPEGylated FVIII (N8-GP) demonstrates full efficacy and prolonged effect in hemophilic mice models. Blood. 121 (11), 2108-2116 (2013).
  4. Shapiro, A. D. Anti-hemophilic factor (recombinant), plasma/albumin-free method (octocog-alpha; ADVATE) in the management of hemophilia A. Vascular Health and Risk Management. 3 (5), 555-565 (2007).
  5. Recht, M., et al. Clinical evaluation of moroctocog alfa (AF-CC), a new generation of B-domain deleted recombinant factor VIII (BDDrFVIII) for treatment of haemophilia A: demonstration of safety, efficacy, and pharmacokinetic equivalence to full-length recombinant factor VIII. Haemophilia. 15 (4), 869-880 (2009).
  6. Miao, C. H., et al. CD4+FOXP3+ regulatory T cells confer long-term regulation of factor VIII-specific immune responses in plasmid-mediated gene therapy-treated hemophilia mice. Blood. 114 (19), 4034-4044 (2009).
  7. Milanov, P., et al. Engineered factor IX variants bypass FVIII and correct hemophilia A phenotype in mice. Blood. 119 (2), 602-611 (2012).
  8. Dumont, J. A., et al. Prolonged activity of a recombinant factor VIII-Fc fusion protein in hemophilia A mice and dogs. Blood. 119 (13), 3024-3030 (2012).
  9. Pan, J., et al. Enhanced efficacy of recombinant FVIII in noncovalent complex with PEGylated liposome in hemophilia A mice. Blood. 114 (13), 2802-2811 (2009).
  10. Liu, T., et al. Improved coagulation in bleeding disorders by Non-Anticoagulant Sulfated Polysaccharides (NASP). Journal of Thrombosis and Haemostasis. 95 (1), 68-76 (2006).
  11. Brooks, A. R., et al. Glycoengineered factor IX variants with improved pharmacokinetics and subcutaneous efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 11 (9), 1699-1706 (2013).
  12. Baru, M., et al. Factor VIII efficient and specific non-covalent binding to PEGylated liposomes enables prolongation of its circulation time and haemostatic efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 93 (6), 1061-1068 (2005).
  13. Molina, E. S., Fujita, A., Sogayar, M. C., Demasi, M. A. A quantitative and humane tail bleeding assay for efficacy evaluation of antihaemophilic factors in haemophilia A mice. Haemophilia. 20 (6), 392-398 (2014).
  14. Broze, G. J., Yin, Z. F., Lasky, N. A tail vein bleeding time model and delayed bleeding in hemophiliac mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 85 (4), 747-748 (2001).
  15. Dejana, E., Callioni, A., Quintana, A., de Gaetano, G. Bleeding time in laboratory animals. II - A comparison of different assay conditions in rats. Thrombosis Research. 15 (1-2), 191-197 (1979).
  16. Girard, T. J., Lasky, N. M., Grunz, K., Broze, G. J. Suppressing protein Z-dependent inhibition of factor Xa improves coagulation in hemophilia A. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 17 (1), 149-156 (2019).
  17. Zhang, J. P., et al. Curing hemophilia A by NHEJ-mediated ectopic F8 insertion in the mouse. Genome Biology. 20 (1), 276(2019).
  18. Sambrano, G. R., Weiss, E. J., Zheng, Y. W., Huang, W., Coughlin, S. R. Role of thrombin signalling in platelets in haemostasis and thrombosis. Nature. 413 (6851), 74-78 (2001).
  19. Tranholm, M., et al. Improved hemostasis with superactive analogs of factor VIIa in a mouse model of hemophilia A. Blood. 102 (10), 3615-3620 (2003).
  20. Mei, B., et al. Rational design of a fully active, long-acting PEGylated factor VIII for hemophilia A treatment. Blood. 116 (2), 270-279 (2010).
  21. Karpf, D. M., et al. Prolonged half-life of glycoPEGylated rFVIIa variants compared to native rFVIIa. Thrombosis Research. 128 (2), 191-195 (2011).
  22. Ivanciu, L., et al. A zymogen-like factor Xa variant corrects the coagulation defect in hemophilia. Nature Biotechnology. 29 (11), 1028-1033 (2011).
  23. Ostergaard, H., et al. Prolonged half-life and preserved enzymatic properties of factor IX selectively PEGylated on native N-glycans in the activation peptide. Blood. 118 (8), 2333-2341 (2011).
  24. Maroney, S. A., et al. Absence of hematopoietic tissue factor pathway inhibitor mitigates bleeding in mice with hemophilia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3927-3931 (2012).
  25. Holmberg, H. L., Lauritzen, B., Tranholm, M., Ezban, M. Faster onset of effect and greater efficacy of NN1731 compared with rFVIIa, aPCC and FVIII in tail bleeding in hemophilic mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 7 (9), 1517-1522 (2009).
  26. Johansen, P. B., Tranholm, M., Haaning, J., Knudsen, T. Development of a tail vein transection bleeding model in fully anaesthetized haemophilia A mice - characterization of two novel FVIII molecules. Haemophilia. 22 (4), 625-631 (2016).
  27. Ferrière, S., et al. A hemophilia A mouse model for the in vivo assessment of emicizumab function. Blood. 136 (6), 740-748 (2020).
  28. Elm, T., et al. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of a new recombinant FVIII (N8) in haemophilia A mice. Haemophilia. 18 (1), 139-145 (2012).
  29. Björkman, S. Prophylactic dosing of factor VIII and factor IX from a clinical pharmacokinetic perspective. Haemophilia. 9, Suppl 1 101-108 (2003).
  30. Pastoft, A. E., et al. A sensitive venous bleeding model in haemophilia A mice: effects of two recombinant FVIII products (N8 and Advate). Haemophilia. 18 (5), 782-788 (2012).
  31. Saito, M. S., et al. New approaches in tail-bleeding assay in mice: improving an important method for designing new anti-thrombotic agents. International Journal of Experimental Pathology. 97 (3), 285-292 (2016).
  32. Liu, Y., Jennings, N. L., Dart, A. M., Du, X. J. Standardizing a simpler, more sensitive and accurate tail bleeding assay in mice. World Journal of Experimental Medicine. 2 (2), 30-36 (2012).
  33. Greene, T. K., et al. Towards a standardization of the murine tail bleeding model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 8 (12), 2820-2822 (2010).
  34. Cerullo, V., et al. Correction of murine hemophilia A and immunological differences of factor VIII variants delivered by helper-dependent adenoviral vectors. Molecular Therapy. 15 (12), 2080-2087 (2007).
  35. Shi, Q., et al. Factor VIII ectopically targeted to platelets is therapeutic in hemophilia A with high-titer inhibitory antibodies. Journal of Clinical Investigation. 116 (7), 1974-1982 (2006).
  36. Parker, E. T., Lollar, P. A quantitative measure of the efficacy of factor VIII in hemophilia A mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 89 (3), 480-485 (2003).
  37. Stokes, W. S. Reducing Unrelieved Pain and Distress in Laboratory Animals Using Humane Endpoints. ILAR Journal. 41 (2), 59-61 (2000).
  38. Stagaard, R., et al. Abrogating fibrinolysis does not improve bleeding or rFVIIa/rFVIII treatment in a non-mucosal venous injury model in haemophilic rodents. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (7), 1369-1382 (2018).
  39. Stagaard, R., et al. Absence of functional compensation between coagulation factor VIII and plasminogen in double-knockout mice. Blood Advances. 2 (22), 3126-3136 (2018).
  40. Bolton-Maggs, P. H., Pasi, K. J. Haemophilias A and B. Lancet. 361 (9371), 1801-1809 (2003).
  41. Lloyd Jones, M., Wight, J., Paisley, S., Knight, C. Control of bleeding in patients with haemophilia A with inhibitors: a systematic review. Haemophilia. 9 (4), 464-520 (2003).
  42. Sixma, J. J., vanden Berg, A. The haemostatic plug in haemophilia A: a morphological study of haemostatic plug formation in bleeding time skin wounds of patients with severe haemophilia A. British Journal of Haematology. 58 (4), 741-753 (1984).
  43. Proulle, V., et al. Recombinant activated factor VII-induced correction of bleeding tendency in genetically engineered von Willebrand disease type 2B mice evaluated using new tail transection bleeding models. International Society on Thrombosis and Haemostasis Congress. , (2017).
  44. Rode, F., et al. Preclinical pharmacokinetics and biodistribution of subcutaneously administered glycoPEGylated recombinant factor VIII (N8-GP) and development of a human pharmacokinetic prediction model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (6), 1141-1152 (2018).
  45. Holmberg, H., et al. GlycoPEGylated rFVIIa (N7-GP) has a prolonged hemostatic effect in hemophilic mice compared with rFVIIa. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 9 (5), 1070-1072 (2011).
  46. Kawecki, C., et al. Posters Abstracts - Thrombin-mediated Activation of Factor VIII is Insufficient to Produce All Necessary Cofactor Activity in vivo. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 3, 1(2019).
  47. Johansen, P., et al. In vivo effect of recombinant FVIIA (NOVOSEVEN®) and RFIX in a refined tail vein transection bleeding model in mice with haemophilia A and B: PO147-MON. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 13, (2015).
  48. Enoksson, M., et al. Enhanced potency of recombinant factor VIIa with increased affinity to activated platelets. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 18 (1), 104-113 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

StaartbloedingsmodelBloedverliesmetingBloedingstijdProcoagulante effectenRecombinant factor VIIIGeanestheseerde muizenStolseldisruptieHemoglobineanalyse

Gerelateerde artikelen