Methodenartikel

Generatie en karakterisering van rechterventrikel myocardinfarct geïnduceerd door permanente ligatie van de rechter kransslagader bij muizen

DOI:

10.3791/63508

⸱

1 februari 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The First Clinical College of Dalian Medical University, 2Department of Cardiology, State Key Laboratory of Organ Failure Research, Nanfang Hospital, Southern Medical University, 3College of Pharmacy, Dalian Medical University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Er zijn verschillende verschillen tussen de rechter en linker ventrikels. De pathofysiologie van het rechterventrikelinfarct (RVI) is echter niet opgehelderd. In het huidige protocol wordt een reproduceerbare methode voor het genereren van RVI-muismodellen geïntroduceerd, die een middel kan bieden om het mechanisme van RVI te verklaren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rechterventrikelinfarct (RVI) is een veel voorkomende presentatie in de klinische praktijk. Ernstige RVI kan leiden tot fatale hemodynamische disfunctie en aritmie. In tegenstelling tot het veel gebruikte muismyocardinfarct (MI) -model dat wordt gegenereerd door linker coronaire slagaderligatie, wordt het RVI-muismodel zelden gebruikt vanwege de moeilijkheid die gepaard gaat met modelgeneratie. Onderzoek naar de mechanismen en behandeling van RVI-geïnduceerde RV-remodellering en disfunctie vereist diermodellen om de pathofysiologie van RVI bij patiënten na te bootsen. Deze studie introduceert een haalbare procedure voor het genereren van RVI-modellen in C57BL / 6J-muizen. Verder werd dit model gekarakteriseerd op basis van het volgende: evaluatie van de infarctgrootte 24 uur na MI, beoordeling van cardiale remodellering en functie met echocardiografie, RV-hemodynamische beoordeling en histologie van de infarctzone 4 weken na RVI. Daarnaast werd een coronaire vasculatuur gegoten om de coronaire arteriële opstelling in RV te observeren. Dit muismodel van RVI zou het onderzoek naar mechanismen van rechterhartfalen vergemakkelijken en nieuwe therapeutische doelen van RV-remodellering zoeken.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De rechter ventrikel (RV), lang beschouwd als een eenvoudige buis verbonden met de longslagader, is jarenlang ten onrechte verwaarloosd1. Er is echter de laatste tijd een toenemende belangstelling voor rv-functie, omdat het een essentiële rol speelt bij hemodynamische aandoeningen 2,3 en kan dienen als een onafhankelijke risicovoorspeller van hart- en vaatziekten 4,5,6,7. RV-ziekten omvatten RV-infarct (RVI), pulmonale arteriehypertensie en valvulaire ziekte8. In tegenstelling tot de immense belangstelling voor pulmonale arteriehypertensie is RVI verwaarloosdgebleven 7,9.

RVI, meestal vergezeld van inferieur-posterieur myocardinfarct 10,11, wordt veroorzaakt door occlusie van de rechter kransslagader (RCA). Volgens klinisch onderzoek induceert ernstige RVI waarschijnlijk hemodynamische stoornissen en aritmieën, zoals hypotensie, bradycardie en atrioventriculaire blok, geassocieerd met hogere ziekenhuismorbiditeit en mortaliteit 12,13,14. Rv-functie kon tot op zekere hoogte spontaan herstellen, zelfs zonder reperfusie15,16. Er bestaan verschillende morfologische en functionele verschillen tussen de linker ventrikel (LV) en RV17. Rv wordt verondersteld beter bestand te zijn tegen ischemie dan LV8, deels vanwege de uitgebreidere collaterale circulatievorming na RVI. Het verduidelijken van de verschillen tussen LV-infarct (LVI) en RVI en het identificeren van de onderliggende mechanismen zou nieuwe therapeutische doelen bieden voor hartregeneratie en ischemisch hartfalen. Vanwege de moeilijkheid die gepaard gaat met het genereren van RVI-muismodellen, is fundamenteel onderzoek naar RVI echter voornamelijk beperkt.

Een groot diermodel van RVI is gegenereerd door RCA te legen bij varkens18, wat gemakkelijker te bedienen is vanwege de zichtbare RCA. Ten opzichte van het grote diermodel heeft het muismodel de volgende voordelen: meer toegankelijkheid in genmanipulatie, lagere economische kosten en kortere experimentele periode 19,20. Hoewel eerder een muis RVI-model gericht op de invloed van RVI op de LV-functie werd gerapporteerd, werden de gedetailleerde stappen van de procedure, de moeilijkheden en belangrijkste werkingspunten en de modelkenmerken zoals hemodynamische veranderingen niet volledig geïntroduceerd 9,21.

Dit artikel biedt gedetailleerde chirurgische procedures voor het genereren van een muismodel van RVI. Bovendien werd dit model gekenmerkt door echocardiografische meting, invasieve hemodynamische evaluatie en histologische analyse. Verder werd een coronaire vasculatuurafgietsel uitgevoerd om de coronaire arteriële opstelling in RV te observeren. De techniek die in dit artikel wordt geïntroduceerd, zou beginners helpen om snel de generatie van het muis RVI-model te begrijpen met acceptabele bedrijfssterfte en betrouwbare evaluatiebenaderingen. Het muismodel van RVI zou helpen bij het onderzoeken van de mechanismen van rechterhartfalen en het zoeken naar nieuwe therapeutische doelen van RV-remodellering.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures werden uitgevoerd volgens de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals gepubliceerd door de Amerikaanse National Institutes of Health (NIH Publication No. 85-23, herzien in 1996) en werden goedgekeurd door de Animal Ethics Committee van Nanfang Hospital, Southern Medical University (Guangzhou, China). Gezonde mannelijke C57BL / 6J-muizen (8-10 weken oud; lichaamsgewicht, 25-30 g) werden verkregen van het Animal Center van de Southern Medical University. Vrouwelijke muizen kunnen ook worden gebruikt, maar het mengen van beide geslachten wordt niet aanbevolen vanwege de mogelijke invloeden van geslachtsverschillen. Na aankomst werden de muizen gehuisvest onder een 12-h/12-h donker/licht cyclus (3-4 muizen per kooi), met ad libitum voedsel en water.

1. Voorbereiding op de operatie

  1. Steriliseer chirurgische instrumenten door autoclaveren vóór de operatie. Stel het verwarmingskussen in op 37 °C.
  2. Anesthetiseer de muizen door een intraperitoneale injectie van 50 mg/kg pentobarbital (zie Tabel met materialen) om chirurgische pijn te verlichten. Plaats de muizen in aparte dozen voor anesthesie-inductie. Zorg voor de diepte van de anesthesie door de afwezigheid van een teenontwenningsreactie.
    OPMERKING: Het wordt ook aanbevolen om 1,5% isofluraan te gebruiken voor inhalatie-anesthesie omdat het beter is voor analgesie.
  3. Plaats de muizen liggend op het kussen door hun snijtanden met een hechtdraad te bevestigen en hun ledematen te immobiliseren met plakband. Zorg opnieuw voor de diepte van de anesthesie door de reflex te controleren.
  4. Verwijder het haar uit de nek tot xiphoid met een ontharingscrème. Desinfecteer het operatiegebied 3 keer met afwisselend antiseptische scrub en 75% alcohol en drapeer vervolgens het operatieveld.
  5. Voer intubatie uit volgens de onderstaande stappen.
    1. Stel de ademhalingsfrequentie van het dier met een mini-ventilator (zie Materiaaltabel) in op 150/min en het getijdenvolume op 300 μL.
      OPMERKING: Het is niet nodig om de positieve eind-expiratoire drukmodus te gebruiken.
    2. Trek de tong iets uit met een pincet, til de onderkaak op met een tongdepressor om de glottis bloot te leggen en voer intra-tracheale intubatie uit door een canule van 22 G in de glottis in te brengen.
    3. Schakel de mini-ventilator in en sluit de tracheale canule aan op de ventilator. Het fenomeen van thoracale golving die gelijk wordt aan de beademingsfrequentie duidt op succesvolle intubatie. Bevestig de canule met tape om uitglijden tijdens de operatie te voorkomen.

2. Permanente ligatie van de rechter kransslagader

  1. Sluit de elektrocardiografie (ECG) elektroden (zie Materiaaltabel) correct aan op de ledematen van de muis en neem het ECG op.
    OPMERKING: Een van de II-, III- of AVF-leads wordt geselecteerd als bewakingslood; Lood III is geschikter.
  2. Open de kist.
    1. Maak een 1 cm lange incisie in de huid parallel aan de derde rechter rib met een oogheelkundige schaar. Bepaal de derde intercostal opnieuw en zorg voor voldoende ruimte volgens de borstbeenhoek.
      OPMERKING: De richting van de huidincisie wordt gemaakt van de borstbeenhoek naar de rechter voorste axillaire lijn.
    2. Scheid en knip de pectoralis major en pectoralis minor spieren met een schaar en microtang boven de derde intercostale ruimte. Scheid daarna botweg de intercostale spier met een elleboogstang om het chirurgische veld bloot te leggen.
      OPMERKING: Slechts een klein deel van de borstspieren hoeft te worden doorgesneden en dan wordt een stompe scheiding aanbevolen om het hart bloot te leggen.
    3. Snijd het hartzakje in. Til het rechter atrium op met steriel katoen en lileer de RCA met een steriele 8-0 nylondraad met een ligatiebereik van 3-5 mm. Na het legen van de RCA toont het monitoring-ECG (lood III) st-segmenthoogte.
      OPMERKING: Omdat de RCA van de muis onzichtbaar is, moet de anatomische locatie zorgvuldig worden bevestigd. Het myocard van de RV is veel dunner dan dat van de LV. Daarom is het moeilijk om de diepte van de ingebrachte naald te begrijpen. Het is gemakkelijk om sinus bradycardie en atrioventriculaire blok te induceren als de diepte van de ingebrachte naald te diep is en het ligatiebereik te groot is.
  3. Verwijder de steriele katoenen en hechtspieren en huid met een steriele 5-0 nylondraad om de intercostale incisie te sluiten. Desinfecteer de huid opnieuw met 75% alcohol en huisvest de muis na de operatie.
    OPMERKING: De goed gehechte spier is belangrijk voor het vermijden van aerothorax. Een steriele drainagebuis wordt in de borstholte geplaatst tot de voltooiing van de borstsluiting en vervolgens wordt de borstholte geëvacueerd door een injectiespuit die de drainagebuis verbindt.
    OPMERKING: Na de operatie worden muizen op een verwarmingskussen geplaatst. Pijnstillers zoals buprenorfine (0,1 mg/kg lichaamsgewicht, subcutane injectie) zijn nodig om de pijn van de dieren na de operatie te verminderen. De verwachte complicaties zijn sinus bradycardie en atrioventriculaire blok, en het sterftecijfer na de operatie is 10-20%.

3. Echocardiografische beoordeling van de RV-functie na de operatie

OPMERKING: Gebruik voor echocardiografie een MS400D-sonde met een middenfrequentie van 30 MHz, aangesloten op een echografiesysteem met hoge resolutie (zie Materiaaltabel). Het echocardiografie-onderzoek wordt 4 weken na de operatie uitgevoerd.

  1. Verdoof de muis met 3% isofluraan via inhalatie.
  2. Plaats de muis in rugligging op een ultrasoon platform voor dierfixatie en ultrasone bediening. Plak de klauwen op de elektrode om een ECG-opname te verkrijgen via een systeem dat aan de ultrasone machine is bevestigd.
  3. Controleer de hartslag via ECG en houd deze tussen 450-550 slagen / min door de verdovingsconcentratie tussen 1,5% en 3% aan te passen.
  4. Verwijder het haar van de borst van de muis met een ontharingscrème en breng ultrasone gel aan op de huid van de borst.
  5. Stel het platform in op de horizontale positie. Oriënteer de transducer evenwijdig aan het linkerbeen en verkrijg het linkerventrikelbeeld met lange as. Draai de sonde 90° met de klok mee om de LV-weergave met korte as te verkrijgen. Druk op de Cine store-knop om de afbeeldingen op te slaan.
    OPMERKING: De linkerbovenhoek van het platform is op het laagste punt gekanteld. De LV korte-as rotatiehoek van de transducer wordt gehandhaafd terwijl de transducer is gericht op de rechterschouder van de muis.
  6. Beweeg verticaal naar beneden op de transducer en behoud de positie over de bovenbuik en onder het middenrif van de muis onder de B-modus. Pas de positie van het platform enigszins aan door de x- en y-assen te draaien totdat de RV, het rechteratrium (RA), het linkeratrium (LA) en lv duidelijk zichtbaar zijn op het scherm. Sla apicale afbeeldingen met vier kamers op door op de knop Cine store of Frame Store te drukken.
    OPMERKING: B-modus wordt gebruikt om de tweedimensionale (2D) weergave van het hart weer te geven.
  7. Druk op M-mode; nadat de 2x-indicatorlijn verschijnt, zoekt u de indicatorlijn bij de tricuspidalisklepopening om de beweging van het tricuspidalis ringvormige vlak te verkrijgen. Druk op de knop Cine Store of Frame Store om gegevens en afbeeldingen op te slaan.
    OPMERKING: M-modus betekent bewegingsmodus, die de beweging van het hart of vat in een kromme vorm onthult.
  8. Druk op de knop Meten om naar de meetmodus te gaan. Klik op de knop Gebiedsmeting om te zoneren in RV en LV. Bereken het gebied van RV en LV om de oppervlakteverhouding van RV tot LV te verkrijgen.
    1. Klik op de knop Tijdlijn en maak twee basislijnen om het bewegingsbereik van het tricuspidalis ringvormige vlak tijdens de systolische en diastolische perioden te definiëren. Klik op de knop Afstand en meet de afstand tussen twee basislijnen om tricuspidalis ringvormige vlak systolische excursie (TAPSE) te verkrijgen.
  9. Kantel de linkerkant van het platform op het laagste punt. Houd de sonde in een hoek van 30° ten opzichte van de horizontale as langs de rechter voorste oksellijn. Draai de x- en y-assen van het platform om de rv weer te geven.
    1. Druk op de M-modusknop en zoek de indicatorlijn op het hyperechoïsche punt van het septum om het M-modusbeeld van de RV-interface te verkrijgen. Druk op de Cine store-knop om de foto op te slaan.
  10. Open de M-modusafbeelding van de RV-interface, druk op de knop Meten om naar de meetmodus te gaan. Meet de RV-binnenafstand aan het einde van diastole (RVIDd), RV-ejectiefractie (RVEF) en RV-fractieverkorting (RVFS) met behulp van het ingebouwde meetinstrument van het echocardiografische systeem.
  11. Stop met het toedienen van isofluraan en plaats de muis gedurende 3-5 minuten op het verwarmingskussen totdat deze weer bij bewustzijn komt. Breng de muis daarna terug naar zijn kooi met een licht / donkercyclus van 12 uur.

4. Invasieve metingen van RV hemodynamische

OPMERKING: RV hemodynamisch wordt beoordeeld door middel van rechter hartkatheterisatie 4 weken na RVI. Een katheter van 1,0 F samen met een bewakingssysteem wordt toegepast.

  1. Verdoof de muis met een intraperitoneale injectie van 50 mg/kg natriumpentobarbital (zie Materialentabel).
  2. Nadat u het verdwijnen van de pedaalontwenningsreflex hebt bevestigd, houdt u de muis in rugligging en immobiliseert u deze met plakband.
  3. Scheer het borsthaar van de sternale hoek naar de xiphoid. Desinfecteer het operatiegebied met 75% alcohol.
  4. Voer tracheale intubatie uit en stel de parameter van de dierlijke ventilator in zoals beschreven in stappen 1.5.2-1.5.3.
  5. Maak een bilaterale incisie van 1 cm op de huid boven het xiphoid-proces en transect het diafragma en de rib met een oogheelkundige schaar om het hart bloot te leggen.
  6. Prik de rechter ventrikelvrije wand met een naald van 32 G. Verwijder de naald en druk de wond met katoen om het bloeden te stelpen.
  7. Breng de punt van de katheter via de prikplaats in de rechterkamer en duw de katheter langzaam naar voren. Pas de positie van de tip aan om een typische RV-drukgolfvorm te verkrijgen die wordt weergegeven op een monitor en opnamesysteem.
    OPMERKING: Rechter halsader is ook een geschikte route voor hemodynamische meting.
  8. Na 10 minuten stabilisatie, registreer de gegevens van RV systolische bloeddruk (RVSBP), RV einddiastolische druk (RVEDP) en RV dP / dt. Klik op de knop Selecteren om hartcycli voor berekening te selecteren en klik vervolgens op de knop Analyseren om de gemiddelde waarden van de geselecteerde cycli te berekenen.
  9. Verwijder de katheter na voltooiing van de opname en plaats deze vervolgens in de normale zoutoplossing.
  10. Euthanaseer de muis met een intraperitoneale injectie van overdosering pentobarbital natrium (150 mg / kg) en offer het vervolgens op door cervicale dislocatie.
  11. Verzamel het hart en het scheenbeen voor histologische analyse.

5. Coronair vasculair gips met behulp van een vasculair gietmiddel

  1. Hepariniseer de muis met een intraperitoneale injectie van 200 IE/ml heparinenatrium bij 2000 IE/kg (zie Materialentabel).
  2. Verdoof de muis met een intraperitoneale injectie van 50 mg/kg natriumpentobarbital.
  3. Leg het dier op de pad en intubeer voor kunstmatige ventilatie volgens de stappen 1.5.2-1.5.3.
  4. Open de borst met een chirurgische schaar zoals beschreven in stap 4.5 en leg het hart bloot.
  5. Maak een inkeping van 3 mm met een oogheelkundige schaar op de rechter boezems en perfundeer het hart met 5 ml normale zoutoplossing door de harttop met een injector.
  6. Blokkeer het bloed uit de aorta met een aortaklem en perfundeer 0,1 ml nitroglycerine (1 mg / ml) door de harttop met een injector om de kransslagader te verwijden.
  7. Bereid het gegoten reagens door de ingrediënten in de kit te mengen volgens de instructies van de fabrikant (zie Tabel met materialen).
    OPMERKING: Het wordt aanbevolen om het gegoten reagens en de perfusie gelijktijdig met normale zoutoplossing en nitroglycerine te bereiden om microvasculaire sluiting te voorkomen.
  8. Perfundeer het hart met 1 ml gegoten reagens door de harttop en wacht tot 2-3 uur.
  9. Erodeer het hart met 50% natriumhydroxide gedurende 2-3 dagen en verwijder het spierweefsel of bindweefsel door te spoelen met een normale zoutoplossing.
  10. Maak foto's onder een camera.
    LET OP: Het gegoten reagens is schadelijk voor de ogen, huid en luchtwegen. Natriumhydroxide is corrosief. Het dragen van beschermende handschoenen, een bril en een laboratoriumjas is vereist. Het gegoten reagens moet in een zuurkast worden bereid.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze studie werden muizen willekeurig toegewezen aan de RVI (n = 11) of sham-operatie (n = 11) groep. Het coronaire gips in 2 normale muizenharten is weergegeven in figuur 1A. Als reactie op RCA-ligatie werd st-segmentverhoging waargenomen in lood III van het ECG (figuur 1B). Bovendien toonde 2,3,5-trifenyl tetrazoliumchloride (TTC) kleuring aan dat het infarctgebied 45% van de RV-vrije wand uitmaakt op 24 uur postoperatief (figuur 1C,D

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sicard en collega's uit Frankrijk rapporteerden voor het eerst een muismodel van RVI in 2019, dat het chirurgische proces beschreef en zich richtte op de interactie tussen LV en RV na RVI9. Tot op heden heeft echter geen enkele studie gemeld dat dit model voor verdere studies wordt gebruikt. Een meer gedetailleerde procedure zou nuttig zijn voor onderzoekers om het muismodel van RVI te gebruiken voor onderzoek. In tegenstelling tot het rapport van Sicard et al.9, hebben we ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (82073851 to Sun) en de National China Postdoctoral Science Foundation (2021M690074 aan Lin).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2,3,5-trifenyltetrazoliumchlorideSigmaT8877Voor TTC-kleuring
Animal Mini VentilatorHavardType 845Voor kunstmatige ventilatie
Animal ultrasoon systeem VEVO2100Visual SonicVEVO2100Meting voor Doppler stroomsnelheid en AS plaque
Batson’s #17 Anatomisch CorrosiekitPolyscience Inc7349Voor vaatcasting
buprenorfineIsoreag1134630-70-8Om de pijn van muizen na een operatie te verminderen
C57BL/6J muizen + D29A1A2:D27Animal Center of South Medical University-Voor de generatie van het muizen RVI-model
CameraSangnondVoor het maken van foto's
Koude licht verlichterOlympusILD-2Licht voor operatie
elektrocardiograafADI InstrumentADAS1000Voor het opnemen van elektrocardiogram
HaarverwijderingscrèmeReckitt BenchiserRQ/B 33 Type 2Muishair verwijderen
Warmtepad- thermostaat chirurgisch systeem (ALC-HTP-S1)SHANGHAI ALCOTT BIOTECH COALC-HTP-S1Verwarming
Hematoxylinen-eosine kleurstofLeageneDH0003Hematoxyline-eosine kleuring
Heparine natriumzoutMacklinH837056Voor heparinisering
IsofluraanRWD life scienceR510-22Inhalatieanesthesie
In het lab gemaakte spatelWerkt als een laryngoscoop
In het lab gemaakte tracheale canuleVoor intubatie
Matrx VIP 3000 Isofurane VerdamperMidmark CorporationVIP 3000Anesthetisatie
Medische nylonnaad (5-0)Ningbo Medical Needle Co.5-0Voor borstschuif
Microchirurgische elleboogtweezersRWD life scienceF11021-11Voor chirurgie
Microchirurgische schaarNAPOXMB-54-1Voor arteriotomy
Millar CatheterAD Instruments, Shanghai1.0FMeting van drukgradient
MS400D ultrasone sondeVisual SonicMS400DMeting voor Doppler stroomsnelheid en AS plaque
naaldtangVisual SonicF31006-12Voor chirurgie
nitroglycerineBEIJING YIMIN MEDICINE CoVoor het verwijden van de kransslagader
Ophthalmische schaarRWD life scienceS11022-14Voor chirurgie
Pentobarbital natriumzoutMerck25MGAnesthetisatie
PowerLab Multi-Directional Fysiologisch OpnamesysteemAD Instruments, Shanghai4/35Drukregistratie
Precisie elektronische weegschaalDenver InstrumentTB-114Weegschaal
Zijden naad (8-0)Ningbo Medical Needle Co.6-0Coronaire arteriën ligatie
Kleine dier microchirurgie apparatuurNapoxMA-65Chirurgische instrumenten
weefseltangVisual SonicF-12007-10Voor chirurgie
weefselschaarVisual SonicS13052-12Open borst voor hemodynamische meting
Transmissie GelGuang Gong pai250MLVoorbereiding voor Echocardiografie meting
Vasculair KlemmenVisual SonicR31005-06Voor het blokkeren van bloed uit de aorta

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rallidis, L. S., Makavos, G., Nihoyannopoulos, P. Right ventricular involvement in coronary artery disease: role of echocardiography for diagnosis and prognosis. Journal of the American Society of Echocardiography: Official Publication of the American Society of Echocardiography. 27 (3), 223-229 (2014).
  2. Frangogiannis, N. G. Fibroblasts and the extracellular matrix in right ventricular disease. Cardiovascular Research. 113 (12), 1453-1464 (2017).
  3. Ondrus, T., et al. Right ventricular myocardial infarction: From pathophysiology to prognosis. Experimental & Clinical Cardiology. 18 (1), 27-30 (2013).
  4. Badagliacca, R., et al. Right ventricular concentric hypertrophy and clinical worsening in idiopathic pulmonary arterial hypertension. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (11), 1321-1329 (2016).
  5. Verhaert, D., et al. Right ventricular response to intensive medical therapy in advanced decompensated heart failure. Circulation: Heart Failure. 3 (3), 340-346 (2010).
  6. Chen, K., et al. RNA interactions in right ventricular dysfunction induced type II cardiorenal syndrome. Aging (Albany NY). 13 (3), 4215-4241 (2021).
  7. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. Journal of Visualized Experiments. (147), e59431(2019).
  8. Harjola, V. P., et al. Contemporary management of acute right ventricular failure: A statement from the heart failure association and the working group on pulmonary circulation and right ventricular function of the European society of cardiology. European Journal of Heart Failure. 18 (3), 226-241 (2016).
  9. Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: a novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
  10. Goldstein, J. A. Pathophysiology and management of right heart ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 40 (5), 841-853 (2002).
  11. Stiermaier, T., et al. Frequency and prognostic impact of right ventricular involvement in acute myocardial infarction. Heart. 0, 1-8 (2020).
  12. Zehender, M., et al. Right ventricular infarction as an independent predictor of prognosis after acute inferior myocardial infarction. The New England Journal of Medicine. 328 (14), 981-988 (1993).
  13. Brodie, B. R., et al. Comparison of late survival in patients with cardiogenic shock due to right ventricular infarction versus left ventricular pump failure following primary percutaneous coronary intervention for ST-elevation acute myocardial infarction. The American Journal of Cardiology. 99 (4), 431-435 (2007).
  14. Konstam, M. A., et al. Evaluation and management of right-sided heart failure: A scientific statement from the american heart association. Circulation. 137 (20), 578-622 (2018).
  15. Leferovich, J. M., et al. Heart regeneration in adult MRL mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9830-9835 (2001).
  16. Dell'Italia, L. J., et al. Hemodynamically important right ventricular infarction: Follow-up evaluation of right ventricular systolic function at rest and during exercise with radionuclide ventriculography and respiratory gas exchange. Circulation. 75 (5), 996-1003 (1987).
  17. Friedberg, M. K., Redington, A. N. Right versus left ventricular failure: differences, similarities, and interactions. Circulation. 129 (9), 1033-1044 (2014).
  18. Haraldsen, P., Lindstedt, S., Metzsch, C., Algotsson, L., Ingemansson, R. A porcine model for acute ischaemic right ventricular dysfunction. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (1), 43-48 (2014).
  19. Ren, L., Colafella, K. M. M., Bovée, D. M., Uijl, E., Danser, A. H. J. Targeting angiotensinogen with RNA-based therapeutics. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 29 (2), 180-189 (2020).
  20. Hacker, T. A. Animal models and cardiac extracellular matrix research. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1098, 45-58 (2018).
  21. Chien, T. M., et al. Double right coronary artery and its clinical implications. Cardiology in the Young. 24 (1), 5-12 (2014).
  22. Zhu, Y., et al. Characterizing a long-term chronic heart failure model by transcriptomic alterations and monitoring of cardiac remodeling. Aging (Albany NY). 13 (10), 13585-13614 (2021).
  23. Cui, M., et al. Nrf1 promotes heart regeneration and repair by regulating proteostasis and redox balance. Nature Communications. 12 (1), 5270(2021).
  24. Meyer, P., et al. Effects of right ventricular ejection fraction on outcomes in chronic systolic heart failure. Circulation. 121 (2), 252-258 (2010).
  25. Dunmore-Buyze, P. J., et al. Three-dimensional imaging of the mouse heart and vasculature using micro-CT and whole-body perfusion of iodine or phosphotungstic acid. Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (5), 383-390 (2014).
  26. Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  27. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2+ bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Rechterventrikelinfarctligatie van de kransslagadermuisinfarctmodelcardiale remodelleringechocardiografische beoordelingRV hemodynamiekevaluatie van de infarctgroottetricuspidalisannulaire vlakMasson kleuringgietmodel van de coronaire vasculatuur

Gerelateerde artikelen