Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Fabricage van maatgecontroleerde en emulsievrije Chitosan-Genipin-microgels voor tissue engineering-toepassingen

3.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63857

⸱

13 april 2022

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Biological Engineering, Colorado School of Mines, 2Department of Orthopedics, University of Colorado Anschutz Medical Campus

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft een niet-emulsie-gebaseerde methode voor de fabricage van chitosan-genipin microgels. De grootte van deze microgels kan nauwkeurig worden gecontroleerd en ze kunnen pH-afhankelijke zwelling vertonen, in vivo afbreken en worden geladen met therapeutische moleculen die in de loop van de tijd op een duurzame manier vrijkomen, waardoor ze zeer relevant zijn voor tissue engineering-toepassingen.

Samenvatting

Chitosan microgels zijn van groot belang in tissue engineering vanwege hun brede scala aan toepassingen, lage kosten en immunogeniciteit. Chitosan-microgels worden echter vaak vervaardigd met behulp van emulsiemethoden die organische oplosmiddelspoelingen vereisen, die giftig en schadelijk zijn voor het milieu. Het huidige protocol presenteert een snelle, niet-cytotoxische, niet-emulsie-gebaseerde methode voor het vervaardigen van chitosan-genipin microgels zonder de noodzaak van organische oplosmiddelspoelingen. De hierin beschreven microgels kunnen worden vervaardigd met nauwkeurige maatcontrole. Ze vertonen aanhoudende afgifte van biomoleculen, waardoor ze zeer relevant zijn voor weefseltechnologie, biomaterialen en regeneratieve geneeskunde. Chitosan is gekruist met genipin om een hydrogelnetwerk te vormen en vervolgens door een spuitfilter te gaan om de microgels te produceren. De microgels kunnen worden gefilterd om een reeks maten te creëren en ze vertonen pH-afhankelijke zwelling en degraderen in de loop van de tijd enzymatisch. Deze microgels zijn gebruikt in een rattengroeiplaatletselmodel en er werd aangetoond dat ze een verhoogd kraakbeenweefselherstel bevorderen en volledige afbraak vertonen na 28 dagen in vivo. Vanwege hun lage kosten, hoge gemak en gemak van fabricage met cytocompatibele materialen, presenteren deze chitosan microgels een opwindende en unieke technologie in tissue engineering.

Inleiding

De groeischijf, ook bekend als de physis, is de kraakbeenstructuur aan het einde van lange botten die de groei bij kinderen bemiddelt. Als de groeischijf gewond raakt, kan zich herstelweefsel vormen dat bekend staat als een "benige staaf", die de normale groei onderbreekt en groeiafwijkingen of hoekige misvormingen kan veroorzaken. Epidemiologische gegevens hebben aangetoond dat 15% -30% van alle skeletletsels bij kinderen gerelateerd zijn aan de groeischijf. Benige staafvorming komt voor bij maximaal 30% van deze verwondingen, waardoor groeischijfletsels en de bijbehorende behandeling een significant klinisch manifestatieprobleemzijn 1,2,3,4. Wanneer benige staafvorming optreedt, is de meest voorkomende behandelingsweg het resectie van de benige staaf en het inbrengen van een interpositief materiaal, zoals silicium of vetweefsel5. Patiënten die een benige staafresectieoperatie ondergaan, hebben echter vaak een slechte prognose voor volledig herstel, omdat er momenteel geen behandeling is die een gewonde groeischijf volledig kan herstellen 6,7,8. In het licht van deze tekortkomingen is er een kritieke behoefte aan effectieve strategieën voor de behandeling van groeischijfletsels, zowel bij het voorkomen van de vorming van een benige staaf als bij het regenereren van gezond feyseaal kraakbeenweefsel.

Hydrogel microdeeltjes, of microgels, hebben onlangs belangstelling gekregen als injecteerbare steigers die langdurige afgifte van therapeutica kunnen bieden9. Vanwege hun hoge tonijnbaarheid en biocompatibiliteit zijn microgels ook zeer geschikt voor bioactieve factor of celinkapseling. Microgels kunnen worden gemaakt van verschillende materialen, variërend van synthetische polymeren, zoals polyethyleenglycol (PEG), tot natuurlijke polymeren zoals alginaat of chitosan 10,11,12. Van Chitosan is aangetoond dat het verschillende gunstige effecten heeft voor tissue engineering, zoals het vermogen om het buitenmembraan van gramnegatieve bacteriën te destabiliseren, waardoor inherente antimicrobiële activiteitwordt geboden 1 3,14. Bovendien is chitosan kosteneffectief, cel-interactief en gemakkelijk te wijzigen met behulp van de amine-bevattende structuur. Op Chitosan gebaseerde microgels beloven een biomateriaalstrategie voor medicijnafgifte en materiaalsignalering die weefselregeneratie kan bevorderen en tegelijkertijd bacteriële infecties kan voorkomen. Chitosan-microgels worden echter vaak vervaardigd met een breed scala aan technieken die speciale apparatuur, emulsietechnieken of cytotoxische oplosmiddelspoelingen vereisen. Sommige studies hebben bijvoorbeeld chitosan-microgels gefabriceerd met op emulsie gebaseerde methoden, maar deze protocollen vereisen oplosmiddelspoelingen en cytotoxische crosslinkers, waardoor hun vertaling naar klinische instellingen mogelijk teniet wordtgedaan 15,16. Andere studies hebben microfluïdica of elektrospraybenaderingen gebruikt om chitosan-microgels te fabriceren, waarvoor speciale apparatuur, voorbereiding en training vereistis 17,18. Chitosan microgels worden ook vaak gemaakt met een druppelsgewijs proces van crosslinker in chitosan-oplossing; deze methode is echter sterk afhankelijk van de viscositeit van de oplossing, de polymeerconcentratie en de stroomsnelheid, waardoor het moeilijk is om de grootte en dispersie van de microgelste regelen 19,20. Omgekeerd vereist de hierin beschreven methode voor de fabricage van microgels geen gespecialiseerde apparatuur of oplosmiddelspoelingen, waardoor deze microgels levensvatbaar zijn voor fabricage in bijna elk laboratorium of elke omgeving. Daarom vertegenwoordigen deze microgels zeer relevante biomaterialen voor een snel, kosteneffectief en gemakkelijk te produceren medicijnafgiftevoertuig voor vele toepassingen.

Door de samenstelling en materiaaleigenschappen van een microgel te moduleren, kunnen onderzoekers nauwkeurige controle krijgen over de cellulaire micro-omgeving, waardoor het celgedrag op een materiaalafhankelijke manier wordt gestuurd. Microgels kunnen op zichzelf worden gebruikt of worden gecombineerd met bulkbiomateriaalsystemen om specifieke functionaliteiten te geven, zoals de verlengde afgifte van bioactieve factoren of nauwkeurige speciale signalering voor inheemse of exogene cellen. Biomaterialen en microgels zijn naar voren gekomen als aantrekkelijke behandelingsmogelijkheden voor groeischijfletsels. Aanzienlijke inspanningen zijn gewijd aan de ontwikkeling van op alginaat en chitosan gebaseerde biomaterialen om groeischijfletsels te behandelen 21,22,23,24,25. Vanwege de dynamische temporele aard van groeischijfverbeening en botverlenging, is het mechanisme van benige staafvorming niet volledig begrepen. Daarom zijn verschillende diermodellen ontwikkeld om de mechanismen van endochondrale ossificatie en benige staafvorming, zoals bij ratten, konijnen en schapen, beter te verduidelijken 26,27,28. Een dergelijk model is een rattengroeischijfletselmodel, dat een boorgatdefect in het tibia van de rat gebruikt om op een voorspelbare en reproduceerbare manier een benige staaf te produceren en menselijke verwondingen nabootst in alle drie de zones van de groeischijf29,30. Verschillende op biomaterialen gebaseerde strategieën voor de behandeling van groeischijfletsels zijn getest met behulp van dit model. Daarnaast zijn er twee verschillende methoden ontwikkeld voor het fabriceren van chitosan microgels, die kunnen worden gebruikt als een injecteerbaar biomateriaalsysteem dat therapeutica op een duurzame manier vrijgeeft10,31. Deze microgels zijn gebruikt in een feyseaal letselmodel van ratten en ze vertoonden verbeterde kraakbeenregeneratie31 bij het vrijgeven van SDF-1a en TGF-b3. De technieken in dit protocol beschrijven methoden die zijn ontwikkeld om deze chitosan-microgels te fabriceren, die vervolgens kunnen worden gebruikt in een breed scala aan tissue engineering-toepassingen. Recente studies hebben bijvoorbeeld thermo- of magento-responsieve chitosan-microgels gebruikt voor gecontroleerde oncologische medicijnafgiftetoepassingen32,33.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures werden goedgekeurd door de University of Colorado Denver Institutional Animal Care and Use Committee. 6 weken oude mannelijke Sprague-Dawley ratten werden gebruikt voor de huidige studie. Het model voor kankerletsel op de groeischijf van ratten is gemaakt naar aanleiding van een eerder gepubliceerd rapport30.

1. Bereiding van het chitosanpolymeer

  1. Verkrijg gezuiverde en gelyofiliseerde laagmoleculaire gewicht (LMW) chitosan uit commercieel beschikbare bronnen (zie Tabel met materialen).
  2. Voeg 495 ml dubbel gedestilleerd water (ddH2O) en een roerstaaf toe aan een bekerglas van 1 liter. Voeg 5 g chitosan toe (stap 1.1.) en meng goed.
    OPMERKING: Chitosan is slechts matig oplosbaar in een waterige oplossing bij fysiologische pH, dus de chitosan zal bij deze stap niet gemakkelijk oplossen.
  3. Voeg 5 ml ijsazijn toe aan de hierboven bereide chitosanoplossing.
  4. Roer afgedekt bij 300 tpm gedurende 18 uur met het bekerglas in een waterbad op 50 °C.
  5. Filtreer de chitosanoplossing met behulp van een Büchner-kolf en trechter door steeds kleinere formaten filterpapier: 22 μm, 8 μm en 2,7 μm (zie Materiaaltabel).
  6. Voeg de gefilterde chitosanoplossing toe aan de cellulosedysebuizen (zie materiaaltabel) en laat gedurende 4 dagen dialyseren in ddH2O bij kamertemperatuur, waarbij de ddH2O elke dag wordt vervangen.
    OPMERKING: Gebruik ultrapuur ddH2O water voor de laatste verandering.
  7. Breng de gedialyseerde chitosanoplossing over in een bekerglas en stel de pH in op 8,0 met 1 M NaOH.
  8. Gebruik de chitosan in centrifugebuizen en centrifugeer bij 4000 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
  9. Decanteer het supernatant naar een afvalstroom en resuspend de chitosan in ddH2O, 2x herhalend.
  10. Vries in en lyofiliseer vervolgens de chitosan pellet.
    1. Verwijder elke dag het gelyofiliseerde product en noteer de massa.
      OPMERKING: Wanneer de massa van het gelyofiliseerde product niet langer verandert, is het product volledig gedroogd en kan het bij -20 °C worden bewaard totdat het klaar is voor gebruik.

2. Vervaardiging van chitosan hydrogel

  1. Voeg 2 ml 6% azijnzuur en 120 mg gezuiverd chitosan (stap 1) toe aan een Luer-lock spuit van 10 ml om een 6% w/v chitosan-oplossing te vormen.
  2. Sluit de Luer-lock spuit aan op een andere identieke spuit met behulp van een vrouw-vrouw Luer-lock connector en meng de oplossing heen en weer gedurende 30 s, of totdat de chitosan volledig is opgelost in het azijnzuur.
  3. Voeg voor het crosslinken een therapeutisch of bioactief middel toe aan de chitosan-oplossing (indien nodig). Voor de huidige studie werden 200 ng SDF-1a en TGF-b3 (zie Tabel met materialen) toegevoegd aan de microgels.
    OPMERKING: SDF-1a en TGF-b3 zijn bioactieve stoffen die relevant zijn voor de regeneratie van groeiplaatweefsel. SDF-1a bevordert de migratie van mesenchymale stamcellen naar de defecte plaats, en TGF-b3 dient als een chondrogene factor om differentiatie van deze stamcellen langs de chondrogene afstamming31 te induceren.
    OPMERKING: Meng de chitosan opnieuw tussen de spuiten om de therapeutische volledig op te nemen.
  4. Bereid 100 mM stock crosslinker-oplossing van genipin (zie tabel met materialen) in 100% ethanol.
  5. Voeg 100 μL van de bereide genipinoplossing (stap 2.4.) toe aan de chitosanbevattende spuit en meng opnieuw heen en weer tussen de spuiten gedurende 30 s.
  6. Extrudeer het mengsel uit de spuit op een petrischaaltje van 35 mm, bedek het met paraffinefilm en incubeer het 's nachts bij 37 °C in een bevochtigde atmosfeer.
    OPMERKING: De oplossing zal donkerblauw worden, wat aangeeft dat de crosslinking-reactie tussen chitosan en genipin is opgetreden, wat leidt tot de vorming van chitosan microgel.
  7. Filter de bereide chitosan microgel volgens de onderstaande stappen.
    1. Breek de hydrogel voorzichtig in kleinere stukjes met behulp van een spatel.
      OPMERKING: De stukjes moeten klein genoeg zijn om te worden overgebracht naar de achterkant van een spuit van 10 ml, ~ 1-2 cm in diameter.
    2. Plaats een filter van de gewenste maaswijdte in de achterkant van een schone spuit van 10 ml.
      OPMERKING: Het typische maatbereik voor microgels ligt tussen 50-200 μm.
    3. Breng de gebroken gelstukjes over in de spuit die bij het filter is geleverd en voeg 6 ml ddH2O toe.
      OPMERKING: De chitosan-gel zal aanzienlijk opzwellen in het waterige medium, dus een grote verandering in het gelvolume wordt verwacht.
    4. Sluit de spuit via een Luer-lock connector aan op een andere schone spuit van 10 ml.
    5. Forceer het gel + watermengsel door de spuit met het filter om microgels met een opgegeven maximale diameter te maken.
      1. Open na de eerste filtratie de achterkant van de spuit met het filter en extrudeer het mengsel terug in deze spuit.
      2. Vervang de achterkant van de spuit en duw het mengsel opnieuw door het filter.
      3. Herhaal de filtratie 5-6x of totdat er weinig weerstand door het filter komt.
  8. Spoel en zuiver de gefilterde microgels.
    1. Breng het gefilterde gelmengsel over in een conische buis van 50 ml, breng het totale volume op 20 ml met ddH2O en draai vervolgens het mengsel om homogene dispersie te garanderen.
    2. Centrifugeer de microgels bij 100 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur en decanteer de bovenste waterige fase.
    3. Resuspend de microgels in 10 ml 70% ethanol, vortex en plaats onder UV-licht gedurende 1 uur om te steriliseren.
    4. Centrifugeer de microgels bij 1.000 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur, gooi de ethanol weg en spoel 3x af met ddH2O.

3. Bereiding van microgels voor in vitro of in vivo toepassingen

OPMERKING: Voor de huidige studie werd kraakbeenregeneratie bij groeischijfletsels bestudeerd in een rattenmodel. Zie referentie31 voor nadere bijzonderheden.

  1. Resuspend de microgelkorrels 1:1 in ddH2O. Microgels kunnen tot 1 maand worden bewaard, gesuspendeerd in ddH2O bij 4 °C. Als een bioactief middel wordt gebruikt, moeten de microgels onmiddellijk worden gebruikt.
  2. Maak de verwondingsplaats in het dier naar aanleiding van een eerder gepubliceerd rapport30.
  3. Spoel de plaats van het letsel met zoutoplossing en houd het dier onbehandeld (voor controleonderzoek) of injecteer alleen de chitosan-microgels of de microgels geladen met de bioactieve stoffen (stap 3.2.).
  4. Sluit de wond in het dier en dien postoperatieve pijnstillers toe30.
  5. Op dag 7 of 28 na de operatie euthanaseer de rat door een overdosis CO2 , snijd de ledematen weg en voer histologie uit om het weefselherstel op de verwondingsplaatste beoordelen 31.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Succesvolle fabricage van chitosan microgels is afhankelijk van de crosslinking reactie tussen genipin en chitosan, met name met betrekking tot de amines op de chitosan polymeerketens. In tegenstelling tot andere microgelfabricagetechnieken vereist deze methode geen emulsies of oplosmiddelspoelingen en kan deze snel en gemakkelijk worden uitgevoerd met goedkope apparatuur. Een kenmerkende indicator voor succesvolle microgelfabricage is de duidelijke kleurverandering van gebroken wit naar donkerblauw nadat de chitosan en ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Microgels zijn de afgelopen jaren op grote schaal onderzocht vanwege hun hoge mate van toepasbaarheid voor verschillende doeleinden, zoals medicijnafgifte of celinkapseling9. Het gemak van de productie van biomateriaalconstructies op microschaal is van groot belang in tissue engineering, omdat het onderzoekers in staat stelt om op hydrogel gebaseerde strategieën te ontwikkelen op een specifieke grootte en tijdschaal. De meeste methoden voor het vervaardigen van chitosan-microgels vereisen echter d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Onderzoek gerapporteerd in deze publicatie werd ondersteund door het National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases van het National Institute of Health onder de toekenningsnummers R03AR068087 en R21AR071585 en door de Boettcher Foundation (# 11219) aan MDK. CBE werd ondersteund door NIH/NCATS Colorado CTSA Grant Number TL1 TR001081.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AzijnzuurSigmaAldrichAX0073
BD Luer-Lock spuitFisher Scientific14-823-16E
Büchner-trechterFisher ScientificFB966F100 mm diameter
Chitosan (laag moleculair gewicht)SigmaAldrich44886975-80% deacetylatie
Dialyse membraanbuisFisher Scientific08-670-5C3500 MWCO
EthanolSigmaAldrich493538
GenipineSigmaAldrichG4796
Heracell 150i IncubatorThermoFisher50116047
ParafilmFisher Scientific13-374-12
Recombinant humaan SDF-1aPeprotech300-28A
Recombinant humaan TGF-b3Peprotech100-36E
Whatman Filter Paper Grade 540SigmaAldrichZ2415478 mm poriëngrootte
Whatman Filter Paper Grade 541SigmaAldrichWHA154105522 mm poriëngrootte
Whatman Filter paper Grade 542SigmaAldrichWHA15421852.7 mm poriëngrootte
Draadgaas ZeefMcMaster-Carr9317T86No. 100 Mesh

Referenties

  1. Mizuta, T., Benson, W. M., Foster, B. K., Morris, L. L. Statistical analysis of the incidence of physeal injuries. Journal of Pediatric Orthopaedics. 7 (5), 518-523 (1987).
  2. Mann, D. C., Rajmaira, S. Distribution of physeal and nonphyseal fractures in 2,650 long-bone fractures in children aged 0-16 years. Journal of Pediatric Orthopaedics. 10 (6), 713-716 (1990).
  3. Eid, A. M., Hafez, M. A. Traumatic injuries of the distal femoral physis. Retrospective study on 151 cases. Injury. 33 (3), 251-255 (2002).
  4. Barmada, A., Gaynor, T., Mubarak, S. J. Premature physeal closure following distal tibia physeal fractures: a new radiographic predictor. Journal of Pediatric Orthopaedics. 23 (6), 733-739 (2003).
  5. Shaw, N., et al. Regenerative medicine approaches for the treatment of pediatric physeal injuries. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (2), 85-97 (2018).
  6. Dabash, S., Prabhakar, G., Potter, E., Thabet, A. M., Abdelgawad, A., Heinrich, S. Management of growth arrest: current practice and future directions. Journal of Clinical Orthopaedics and Trauma. 9, Suppl 1 58-66 (2018).
  7. Williamson, R. V., Staheli, L. T. Partial physeal growth arrest: treatment by bridge resection and fat interposition. Journal of Pediatric Orthopedics. 10 (6), 769-776 (1990).
  8. Escott, B. G., Kelley, S. P. Management of traumatic physeal growth arrest. Orthopaedics and Trauma. 26 (3), 200-211 (2012).
  9. Newsom, J. P., Payne, K. A., Krebs, M. D. Microgels: modular, tunable constructs for tissue regeneration. Acta Biomaterialia. 88, 32-41 (2019).
  10. Riederer, M. S., Requist, B. D., Payne, K. A., Way, J. D., Krebs, M. D. Injectable and microporous scaffold of densely-packed, growth factor-encapsulating chitosan microgels. Carbohydrate Polymers. 152, 792-801 (2016).
  11. Xin, S., Wyman, O. M., Alge, D. L. Assembly of PEG microgels into porous cell-instructive 3D scaffolds via thiol-ene click chemistry. Advanced Healthcare Materials. 7 (11), 1800160(2018).
  12. Kim, P. -H., et al. Injectable multifunctional microgel encapsulating outgrowth endothelial cells and growth factors for enhanced neovascularization. Journal of Controlled Release. 187, 1-13 (2014).
  13. Rabea, E. I., Badawy, M. E. -T., Stevens, C. V., Smagghe, G., Steurbaut, W. Chitosan as antimicrobial agent: applications and mode of action. Biomacromolecules. 4 (6), 1457-1465 (2003).
  14. Sarmento, B., Goycoolea, F. M., Sosnik, A., das Neves, J. Chitosan and chitosan derivatives for biological applications: chemistry and functionalization. International Journal of Carbohydrate Chemistry. 2011, 1(2011).
  15. Galdioli Pellá, M. C., et al. Chitosan hybrid microgels for oral drug delivery. Carbohydrate Polymers. 239, 116236(2020).
  16. Echeverria, C., et al. One-pot synthesis of dual-stimuli responsive hybrid PNIPAAm-chitosan microgels. Materials & Design. 86, 745-751 (2015).
  17. Kim, M. Y., Kim, J. Chitosan microgels embedded with catalase nanozyme-loaded mesocellular silica foam for glucose-responsive drug delivery. ACS Biomaterials Science & Engineering. 3 (4), 572-578 (2017).
  18. Mora-Boza, A., et al. Microfluidics generation of chitosan microgels containing glycerylphytate crosslinker for in situ human mesenchymal stem cells encapsulation. Materials Science and Engineering: C. 120, 111716(2021).
  19. Zhang, H., Mardyani, S., Chan, W. C. W., Kumacheva, E. Design of biocompatible chitosan microgels for targeted pH-mediated intracellular release of cancer therapeutics. Biomacromolecules. 7 (5), 1568-1572 (2006).
  20. Huang, P., et al. Effect of pH on the mechanical, interfacial, and emulsification properties of chitosan microgels. Food Hydrocolloids. 121, 106972(2021).
  21. Fletcher, N. A., Krebs, M. D. Sustained delivery of anti-VEGF from injectable hydrogel systems provides a prolonged decrease of endothelial cell proliferation and angiogenesis in vitro. RSC Advances. 8 (16), 8999-9005 (2018).
  22. Fletcher, N. A., Babcock, L. R., Murray, E. A., Krebs, M. D. Controlled delivery of antibodies from injectable hydrogels. Materials Science and Engineering: C. 59, 801-806 (2016).
  23. Fletcher, N. A., Von Nieda, E. L., Krebs, M. D. Cell-interactive alginate-chitosan biopolymer systems with tunable mechanics and antibody release rates. Carbohydrate Polymers. 175, 765-772 (2017).
  24. Erickson, C. B., et al. In vivo degradation rate of alginate-chitosan hydrogels influences tissue repair following physeal injury. Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. , 34580(2020).
  25. Erickson, C. B., et al. Anti-VEGF antibody delivered locally reduces bony bar formation following physeal injury in rats. Journal of Orthopaedic Research. , 24907(2020).
  26. Lee, M. A., Nissen, T. P., Otsuka, N. Y. Utilization of a murine model to investigate the molecular process of transphyseal bone formation. Journal of Pediatric Orthopaedics. 20 (6), 802-806 (2000).
  27. Planka, L., et al. Nanotechnology and mesenchymal stem cells with chondrocytes in prevention of partial growth plate arrest in pigs. Biomedical Papers. 156 (2), 128-134 (2012).
  28. Yu, Y., et al. Rabbit model of physeal injury for the evaluation of regenerative medicine approaches. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (12), 701-710 (2019).
  29. Xian, C. J., Zhou, F. H., McCarty, R. C., Foster, B. K. Intramembranous ossification mechanism for bone bridge formation at the growth plate cartilage injury site. Journal of Orthopaedic Research. 22 (2), 417-426 (2004).
  30. Erickson, C. B., Shaw, N., Hadley-Miller, N., Riederer, M. S., Krebs, M. D., Payne, K. A. A rat tibial growth plate injury model to characterize repair mechanisms and evaluate growth plate regeneration strategies. Journal of Visualized Experiments. (125), e55571(2017).
  31. Erickson, C., Stager, M., Riederer, M., Payne, K. A., Krebs, M. Emulsion-free chitosan-genipin microgels for growth plate cartilage regeneration. Journal of Biomaterials Applications. 36 (2), 289-296 (2021).
  32. Yang, D., et al. Microfluidic synthesis of chitosan-coated magnetic alginate microparticles for controlled and sustained drug delivery. International Journal of Biological Macromolecules. 182, 639-647 (2021).
  33. Marsili, L., Dal Bo, M., Berti, F., Toffoli, G. Thermoresponsive chitosan-grafted-poly(N-vinylcaprolactam) microgels via ionotropic gelation for oncological applications. Pharmaceutics. 13 (10), 1654(2021).
  34. Muzzarelli, R., El Mehtedi, M., Bottegoni, C., Aquili, A., Gigante, A. Genipin-crosslinked chitosan gels and scaffolds for tissue engineering and regeneration of cartilage and bone. Marine Drugs. 13 (12), 7314-7338 (2015).
  35. Muzzarelli, R. A. A. Genipin-crosslinked chitosan hydrogels as biomedical and pharmaceutical aids. Carbohydrate Polymers. 77 (1), 1-9 (2009).
  36. Butler, M. F., Ng, Y. -F., Pudney, P. D. A. Mechanism and kinetics of the crosslinking reaction between biopolymers containing primary amine groups and genipin. Journal of Polymer Science Part A: Polymer Chemistry. 41 (24), 3941-3953 (2003).
  37. Marquez-Curtis, L. A., Janowska-Wieczorek, A. Enhancing the migration ability of mesenchymal stromal cells by targeting the SDF-1/CXCR4 axis. BioMed Research International. 2013, 1-15 (2013).
  38. Tang, Q. O., et al. TGF-β3: A potential biological therapy for enhancing chondrogenesis. Expert Opinion on Biological Therapy. 9 (6), 689-701 (2009).
  39. Hogg, R., Turek, M. L., Kaya, E. The role of particle shape in size analysis and the evaluation of comminution processes. Particulate Science and Technology. 22 (4), 355-366 (2004).
  40. Raval, N., Maheshwari, R., Kalyane, D., Youngren-Ortiz, S. R., Chougule, M. B., Tekade, R. K. Importance of physicochemical characterization of nanoparticles in pharmaceutical product development. Basic Fundamentals of Drug Delivery. , 369-400 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Chitosan microgelsGenipine crosslinkingfabricage van microgelsgroottegecontroleerde microgelsemulsievrije methodebiomateriaalsteigervertraagde afgifte van geneesmiddelenkraakbeenregeneratiebiologisch afbreekbare microgels
Fabricage van maatgecontroleerde en emulsievrije Chitosan-Genipin-microgels voor tissue engineering-toepassingen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.