Cardiothoracale chirurgische modellen bij muizen >7 dagen oud vereisen intubatie, maar dit is een uitdaging voor preadolescente (8-14 dagen oude) muispups en er is weinig informatie over anesthetische regimes voor intubatie. Hier presenteren we doseringsschema's van ketamine / xylazine / atropine in 10 dagen oude C57BL / 6J-muispups die endotracheale intubatie mogelijk maken, terwijl de diersterfte wordt geminimaliseerd.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Anesthesie en intubatie van preadolescente muispups voor cardiothoracale chirurgie
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Murine chirurgische modellen spelen een belangrijke rol in preklinisch onderzoek. Mechanistische inzichten in myocardiale regeneratie na hartletsel kunnen worden verkregen uit cardiothoracale operatiemodellen bij 0-14 dagen oude muizen, waarvan de cardiomyocyten, in tegenstelling tot die van volwassenen, proliferatieve capaciteit behouden. Muizenpups tot 7 dagen oud worden effectief geïmmobiliseerd door onderkoeling en hebben geen intubatie nodig voor cardiothoracale chirurgie. Preadolescente (8-14 dagen oude) muispups hebben echter wel intubatie nodig, maar dit is een uitdaging en er is weinig informatie over anesthesie om intubatie te vergemakkelijken. Hier presenteren we doseringsschema's van ketamine / xylazine / atropine in 10 dagen oude C57BL / 6J-muispups die endotracheale intubatie mogelijk maken, terwijl de diersterfte wordt geminimaliseerd. Empirische titratie van ketamine/xylazine/atropine doseringsschema's op lichaamsgewicht gaf aan dat de respons op anesthesie van muizenjongen met verschillende gewichten niet-lineair was, waarbij doses van 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg en 50/6/0,18 mg/kg de intubatie van pups met een gewicht tussen 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) en 5,50-8,10 g (n = 20) vergemakkelijkten, respectievelijk. Pups met een lager lichaamsgewicht hadden meer intubatiepogingen nodig dan zwaardere pups (p < 0,001). Overleving na intubatie correleerde met lichaamsgewicht (59%, 70% en 80% voor groepen met een laag, midden en hoog gewicht, respectievelijk R2 = 0,995). Voor myocardinfarctchirurgie na intubatie werd een chirurgisch anesthesievlak geïnduceerd met 4,5% isofluraan in 100% zuurstof en onderhouden met 2% isofluraan in 100% zuurstof. De overleving na de operatie was vergelijkbaar voor de drie gewichtsgroepen met 92%, 86% en 88% (p = 0,91). Samen met verfijningen in dierbehandelingspraktijken voor intubatie en chirurgie, en het minimaliseren van kannibalisatie door de moeder na de operatie, correleerde de totale overleving voor de hele procedure (intubatie plus chirurgie) met het lichaamsgewicht (55%, 60% en 70% voor groepen met een laag, midden en hoog gewicht, respectievelijk R2 = 0,978). Gezien de moeilijkheden bij intubatie van 10 dagen oude pups en de bijbehorende hoge mortaliteit, raden wij aan om cardiothoracale chirurgie bij 10 dagen oude pups te beperken tot pups met een gewicht van ten minste 5,5 g.
Inleiding
Muizenmodellen zijn van onschatbare waarde in preklinisch cardiothoracaal onderzoek, met name vanwege het gemak waarmee genetisch gemanipuleerde muislijnen kunnen worden gegenereerd, en ook het gemak waarmee de muizen chirurgisch kunnen worden gemanipuleerd om pathologische ziektemodellen te bieden om bijvoorbeeld de studie van myocardiale regeneratie na hartletsel mogelijk te maken1 . In dit verband is het van belang dat, in tegenstelling tot volwassen muizen waarbij cardiomyocyten zich uit de celcyclus hebben teruggetrokken, 0-2 dagen oude neonatale muizenharten herstellen met minimale littekens na apicale resectie of inductie van myocardinfarct 2,3,4. Daarentegen regenereren 7 dagen oude neonatale harten onvolledig met een hogere incidentie van littekens 2,3. Aangezien cardiomyocyten in de top van de linker ventrikel tot 2 weken na de geboorte proliferatieve capaciteit behouden, kunnen mechanistische studies van regeneratie na hartletsel bij 0-14 dagen oude muizen informatief zijn voor het identificeren van therapeutische doelen voor regeneratie van het gewonde volwassen hart5.
De ontwikkeling van muismodellen van hartletsel omvat chirurgische manipulatie onder anesthesie. Dit vereist dat de thorax wordt geopend om toegang te krijgen tot het hart, dat over het algemeen intubatie en mechanische ventilatie verplicht stelt. Muizenspanning, lichaamsgewicht en leeftijd beïnvloeden de gevoeligheid voor anesthetica6. Volwassen muizen kunnen worden verdoofd met een breed scala aan middelen, een gemeenschappelijk regime voor intubatie is ketamine / xylazine / atropine bij 100/13/0,5 mg / kg 6,7. Neonatale muizen (0-7 dagen oud) missen een gecentraliseerde pijnreflex en kunnen effectief worden geïmmobiliseerd op ijs en worden onderworpen aan een operatie zonder intubatie 6,8,9. Preadolescente (8-14 dagen oude) muispups kunnen niet worden verdoofd met onderkoeling 9,10; ze vereisen intubatie voor cardiothoracale chirurgie. Er zijn geen eerdere studies over cardiothoracale chirurgie bij preadolescente muizen jonger dan 14 dagen oud. In onze ervaring is intubatie van isofluraan-verdoofde preadolescente muizen jonger dan 14 dagen moeilijk. Het aanbevolen injecteerbare anestheticum dat wordt gerapporteerd voor muizen ouder dan 7 dagen is 50-150 mg / kg ketamine en 5-10 mg / kg xylazine10. Preadolescente muizen ontwikkelen zich nog steeds neurologisch en hun reacties op medicijnen en medicijnmetabolisme zijn heel anders dan bij volwassen dieren6. Dit vormt een verhoogd risico op vocht-, elektrolyt- en zuur-base-onbalans, evenals hypoglykemie en hypothermie vanwege niet alleen hun hoge stofwisseling, die hun beperkte energievoorraden snel uitput, maar ook vanwege hun thermoregulerende onvolwassenheid 6,11,12. Er is dus weinig informatie over anesthetische regimes die zowel intubatie vergemakkelijken als de overleving van preadolescente muizen maximaliseren.
Hier hebben we empirisch doseringsschema's van ketamine / xylazine / atropine getitreerd in 10-dagen oude C57BL / 6J-muispups variërend in gewicht van 3-8 g om een niveau van anesthesie te bereiken dat voldoende is om endotracheale intubatie mogelijk te maken voor daaropvolgende cardiothoracale chirurgie, terwijl de diersterfte wordt geminimaliseerd. We hebben ook de behandelingspraktijken voor dieren verfijnd om de mortaliteit door intubatie, chirurgie en postoperatief kannibalisme van de moeder te verminderen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle beschreven dierproeven werden goedgekeurd door de Garvan / St Vincent's Hospital Animal Ethics Committee in overeenstemming met de Australische praktijkcode voor de verzorging en het gebruik van dieren voor wetenschappelijke doeleinden en de ARRIVE-richtlijnen, en alle experimenten werden uitgevoerd door een ervaren kleine dierenchirurg (JW) met begeleiding van een pediatrische anesthesist (JJS).
1. Voorbereiding van instrumenten
- Stel op de dag van de operatie gespecialiseerde apparatuur in voor intubatie van 10 dagen oude pups (figuur 1A, B). Dit omvat een warmtelamp, intubatieplatform, glasvezellicht, kleine tang, een laryngoscoop gevormd uit een stuk koperdraad met een diameter van 0,02 mm (60 mm lang met het uiteinde van de draad gevormd in een cirkel met een diameter van 3 mm onder een hoek van 175 °; Figuur 1B), en een 24-gauge plastic intraveneuze (i.v.) canule, die wordt gebruikt als een endotracheale buis.
- Zorg ervoor dat de canule bestaat uit een 19 mm lange plastic buis (0,7 mm OD) bevestigd aan een 21 mm plastic vrouwelijke luerslotadapter (figuur 1B). Verstijf de slang van de canule door een stuk koperdraad in te brengen via de luerslotadapter. Gebruik een canule met een totaal volume van 130 μL voor een muis met een getijdenvolume van ~8 μL/g13,14.
2. Anesthesie van 10 dagen oude muizen
- Verwijder op de dag van de operatie de moeder uit een kooi van 10 dagen oude C57BL/6J pups en plaats de kooi op een opwarmkussen (37 °C).
- Anesthetiseer pups met 10 μL per g lichaamsgewicht intraperitoneale injectie met behulp van een insulinespuit van 0,5 ml en een naald van 29 g met ketamine/xylazine/atropine in de verhoudingen die in tabel 1 voor verschillende gewichtsgroepen zijn beschreven.
- Plaats de pup onmiddellijk na de injectie in een verwarmde (37 °C) plexiglas kamer die is voorgeoxygeneerd met 100% zuurstof.
3. Intubatie van 10 dagen oude muizen
- Breng de pup na 3-4 minuten oxygenatie over naar een platform voor intubatie, in wezen zoals voor volwassen muizen. Voer dit uit met de pup in rugligging (figuur 1C) of opgehangen in een hoek van 45°15. Houd de temperatuur op peil met een opwarmlamp.
- Beoordeel vóór intubatie de diepte van de anesthesie door de pootknijpreflex. Voor een optimale intubatie moet de pootknijflex nog steeds aanwezig zijn, maar duidelijk verminderd ten opzichte van die van een bewust dier.
- Nadat u de verdoofde pup hebt vastgezet aan een intubatieplatform (figuur 1C), houdt u de tong vast met een kleine tang en gebruikt u een laryngoscoop gemaakt van een stuk koperdraad (figuur 1B) om de glottis en stembanden bloot te leggen. Help de visualisatie van de stembanden door transverlichting met een flexibel glasvezellicht (figuur 1D).
- Gebruik een verstijfde canule om de canule zo te kantelen dat het luerslotuiteinde iets lager is (~ 10 °) dan de punt, en zodra de stembanden scheiden, plaatst u de canule en schuift u deze naar voren totdat de luerslotadapter zich net buiten de mond bevindt. Verwijder de draad onmiddellijk na intubatie.
OPMERKING: Er wordt geen resistentie tijdens intubatie verwacht bij muizen van deze leeftijd, tenzij de canule te ver gevorderd is en weerstand wordt gevoeld vanuit de carina.- Beoordeel de diepte van de anesthesie na intubatie door het vermogen van het dier om spontaan te ademen. Bevestig succesvolle tracheale intubatie van spontaan ademende pups door de intubatiekatheter kort te blokkeren om te controleren of dit beweging van de borst voorkomt.
- Breng de geïntubeerde pup onmiddellijk over naar een opwarmkussen (37 °C) en sluit de endotracheale canule aan op een ventilator die 100% zuurstof levert met een stroomsnelheid van 1 L/min met respectievelijk 30 μL/slag, 40 μL/beroerte, of 50 μL/beroerte gedurende respectievelijk 3,15-4,59 g, 4,50-5,49 g of 5,50-8,10 g pups en 150 slagen/min.
- Voer deze procedures snel uit, binnen <15 s om het opnieuw ademen te minimaliseren.
4. Myocardinfarctchirurgie bij 10 dagen oude muizen
- Om een chirurgisch anesthesievlak voor een operatie te induceren, schakelt u het gas dat in de ventilator stroomt van 100% zuurstof naar 4,5% isofluraan in zuurstof (de isofluraanconcentratie wordt bepaald door een verdamper) gedurende 4-5 minuten.
- Nadat u bent overgeschakeld op isofluraan, bevestigt u de tracheale intubatie opnieuw door te controleren of de frequentie van de beweging van de borstwand gelijk is aan die van de ventilator. Verlies van spontane ademhaling gevolgd door afwezigheid van een staart- of pootknijpreflex geeft aan dat een chirurgisch niveau van anesthesie is bereikt (na 4-5 minuten).
- Onderhoud anesthesie met 2% isofluraan in zuurstof.
- Voer een hartinfarctoperatie uit onder een chirurgische microscoop (10x en 16x objectief) zoals beschreven in16.
- Desinfecteer de huid meerdere keren in een cirkelvormige beweging met afwisselende rondes van een scrub op basis van jodium of chloorhexidine en 70% alcohol. Maak met behulp van een fijne schaar een horizontale huidincisie tussen de derde en vierde rib (vierde intercostale ruimte) in de linker laterale wand van de borst. Gebruik een fijne tang om de thorax te openen door stompe dissectie van de intercostale ruimte en gebruik een retractor om de ruimte open te houden.
- Induceer een myocardinfarct door ligatie van de linker kransslagader net distale aan het linker atriale aanhangsel met 9-0 polypropyleen monofilament hechting. Sluit na de infarctoperatie van ~ 10 minuten de huid met 7-0 prolene en desinfecteer de incisie met betadine. Reinig de pup van bloed met 70% ethanol of zoutoplossing.
OPMERKING: Ligatie van de linker kransslagader bij preadolescente pups is in wezen bloedeloos, net als bij volwassen ligaties. - Dien elkaar toe met een insulinespuit van 0,5 ml en een naald van 29 g: atipamezole (1-5 mg/kg, 10 μL, intraperitoneaal) voor snel herstel van sedatie, analgesie (buprenorfine, 0,075 mg/kg, 10 μL, subcutaan) en zoutoplossing (50 μL, intraperitoneaal).
- Laat dieren herstellen door de isofluraan te staken. Zorg ervoor dat spontane ademhaling binnen enkele minuten daarna wordt hervat.
- Breng de pup terug naar de verwarmde voorgeoxygeneerde kamer en controleer continu tijdens het herstel totdat de rechtzettingsreflex is herwonnen, waarna de pup wordt geëxtubeerd.
- Wrijf de pup voorzichtig in met het strooisel van de thuiskooi, houd de pup warm, controleer of de ademhaling regelmatig is en of de pup in staat is tot spontane beweging. Dit zal het kannibalisme na de operatie door de moeder verminderen.
- Breng de moeder terug naar de kooi wanneer alle pups volledig hersteld zijn van de anesthesie.
OPMERKING: De totale tijd die nodig is voor voorbereiding, anesthesie, intubatie, chirurgie en herstel van één pup kan variëren van 40-60 minuten. - Huismoeder en pups overnachten in een kooi half op/half van een 37 °C opwarmpad geplaatst.
5. Postoperatieve beoordeling van de grootte van het infarct
- Op de3e dag na de operatie verdoven pups door ze in een plexiglas kamer te plaatsen die vooraf in evenwicht is gebracht met 4,5% isofluraan in zuurstof bij een stroomsnelheid van 1 ml / min.
- Zodra een chirurgisch niveau van anesthesie is bereikt (na 4-5 minuten), beoordeeld door de pootknijflex, verwijdert u de pup uit de kamer en bevestigt u zich in rugligging op een verwarmend pad door de staart te tapen.
- Plaats een draad over de snijtanden en tape in positie om de kop uitgestrekt te houden en plaats de kop in een neuskegel die is aangesloten op een ventilator die 4,5% isofluraan aan zuurstof levert bij 200 μL / slag, 150 slagen / min. Onderhoud een chirurgisch vlak van anesthesie met 2% isofluraan in zuurstof.
- Desinfecteer de huid met 70% ethanol. Maak met een fijne schaar een incisie van 1 cm in de huid over de rechter gemeenschappelijke halsslagader langs de luchtpijp en kan het blootgestelde vat met behulp van een polyethyleenbuis met één lumen (OD 0,61 mm, ID 0,28 mm) om 0,2 ml gehepariniseerde zoutoplossing (200 U) gedurende 1 minuut toe te dienen om bloedstolling te voorkomen.
- Verhoog isofluraan tot 4,5% in zuurstof gedurende 1 minuut voordat u snel 0,2 ml 3,3 M KCl binnen 2 s toedient om het hart in diastole te stoppen.
- Ontleed de rechter halsader via dezelfde incisie en transect deze. Perfuseer het hart met 0,2 ml fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) en perfuseer vervolgens met 0,1 ml 0,2% Alcian Blue om het niet-infarcte externe myocardium te kleuren. Controleer succesvolle perfusie, wat blijkt uit het uitspoelen van bloed, PBS en vervolgens Alcian Blue via de halsader.
- Open de thorax en snijd het hart af door het omliggende bindweefsel en de bloedvaten te ontleden om het hart vrij te maken. Spoel het hart in PBS, verwijder de boezems indien gewenst en fotografeer het hart met een camera gemonteerd op een chirurgische microscoop met behulp van een 10x objectief.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Anesthesie van 10 dagen oude muizen. De 10 dagen oude pups kunnen in 4-5 min worden verdoofd met 4,5% isofluraan; ze herstellen echter van anesthesie tijdens het voorbereidingsproces op intubatie. Vanwege hun kleine formaat is intubatie onder isofluraanane anesthesie door een standaard neuskegel niet haalbaar. We hebben eerder een ketamine / xylazine / atropine-anesthesieregime van respectievelijk 100/13/0,5 mg / kg gebruikt voor cardiothoracale chirurgie bij 15- en 21-daagse pups en volwassenen
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Momenteel zijn er geen goed gedocumenteerde methoden voor anesthesie en intubatie van 10 dagen oude muizen voor cardiothoracale chirurgie. Hiertoe hebben we ketamine / xylazine / atropine doseringsschema's getitreerd tot lichaamsgewicht, waarbij doses van 20/4/0,12 mg / kg, 30/ 4 / 0,12 mg / kg en 50 / 6 / 0,18 mg / kg de intubatie van pups met respectievelijk een laag (3,15-4,49 g), midden (4,50-5,49 g) en hoog (5,50-8,10 g) lichaamsgewicht vergemakkelijkten. Overleving na intubatie correleerde met lichaamsgewicht (resp...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door NHMRC Program Grant [ID 1074386], een Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research grant [RMG] en een subsidie van de RT Hall Trust [RMG &SEI].
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorfine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Vezeloptisch licht | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Versie 9.1.2 | |
| Intubatiep platform | - | - | Elke stevige doos (bijv. plastic doos met punten) met geschatte afmetingen 12 (L) x 8,5 (B) x 7,5 cm (H) |
| Isofluraan | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Kunststof intraveneuze canule 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm lengte van kunststof buis (0,7 mm buitendiameter) verbonden aan een 21 mm kunststof vrouwelijke luer lock adapter; totaal volume van annula 130 μL |
| Polyethyleenbuis met één lumen | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Buitendiameter 0,61 mm, binnendiameter 0,28 mm | |
| Kleine pincet | F.S.T. | NR 11051-10 | |
| Chirurgisch microscoop (camera optioneel) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x en 16x objectief |
| Sutuur 7-0 proleen | Ethicon | 8708H | |
| Sutuur 9-0 polypropyleen monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tafelblad met actief ontgassingsisofluraan anesthesiesysteem | VetEquip | 901820 | |
| Geventileerde 2-Liter plexiglas inductiekamer | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (B) x 11 cm (H) |
| Verwarmingslamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazin | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
Referenties
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918(2020).
- Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , Elsevier Inc. (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114(2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- Boston University Institutional Animal Care and Use Committee. Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats. , Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019).
- University of Texas at Austin Animal Resources Center. Mouse-Specific Anesthesia Guidance. , Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019).
- Paddleford, R. Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , Masson. (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755(2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, Suppl 1 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
