Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Ontwikkeling van een chirurgische techniek voor subretinale implantaten bij ratten

1.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64585

⸱

2 december 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1USC Roski Eye Institute, Keck School of Medicine of the University of Southern California, 2USC Dr. Allen and Charlotte Ginsburg Institute for Biomedical Therapeutics, University of Southern California, 3Department of Pathology, Keck School of Medicine of the University of Southern California, 4Regenerative Patch Technologies LLC, 5Eye center, Beijing Tsinghua Changgung Hospital, School of Clinical Medicine, Tsinghua University

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft de sclerale benadering voor implantatie van subretinale apparaten, een haalbare chirurgische techniek voor implementatie in diermodellen van netvliesaandoeningen in onderzoek.

Samenvatting

Retinale degeneratie, zoals leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD), is wereldwijd een belangrijke oorzaak van blindheid. Er zijn talloze benaderingen ondernomen om op regeneratieve geneeskunde gebaseerde therapieën voor AMD te ontwikkelen, waaronder op stamcellen gebaseerde therapieën. Knaagdieren als diermodellen voor retinale degeneratie vormen een basis voor translationeel onderzoek, vanwege het brede spectrum van stammen die retinale degeneratieziekten in verschillende stadia ontwikkelen. Het nabootsen van menselijke therapeutische toediening van subretinale implantaten bij knaagdieren is echter een uitdaging, vanwege anatomische verschillen zoals lensgrootte en glasvochtvolume. Dit chirurgische protocol is bedoeld om een begeleide methode te bieden voor het transplanteren van implantaten in de subretinale ruimte bij ratten. Er is een gebruiksvriendelijke uitgebreide beschrijving van de kritieke stappen opgenomen. Dit protocol is ontwikkeld als een kostenefficiënte chirurgische ingreep voor reproduceerbaarheid in verschillende preklinische onderzoeken bij ratten. Voorafgaand aan het uitvoeren van het chirurgische experiment is een goede miniaturisatie van een implantaat op menselijke grootte vereist, inclusief aanpassingen aan de afmetingen van het implantaat. Een externe benadering wordt gebruikt in plaats van een intravitreale procedure om het implantaat in de subretinale ruimte af te leveren. Met behulp van een kleine scherpe naald wordt een sclerale incisie gemaakt in het temporale superieure kwadrant, gevolgd door paracentese om de intraoculaire druk te verminderen, waardoor de weerstand tijdens de chirurgische implantatie wordt geminimaliseerd. Vervolgens wordt een injectie met gebalanceerde zoutoplossing (BSS) via de incisie uitgevoerd om focale netvliesloslating (RD) te bereiken. Ten slotte wordt het implantaat in de subretinale ruimte ingebracht en gevisualiseerd. Postoperatieve beoordeling van de subretinale plaatsing van het implantaat omvat beeldvorming door middel van optische coherentietomografie met spectraal domein (SD-OCT). Beeldvormende follow-ups bepalen de subretinale stabiliteit van het implantaat, voordat de ogen worden geoogst en gefixeerd voor histologische analyse.

Inleiding

Leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD) is wereldwijd een belangrijke oorzaak van blindheid. Het aantal mensen dat in 2020 met AMD werd getroffen, werd geschat op 196 miljoen, en dit zal naar verwachting toenemen tot ongeveer 288 miljoen in 20401. In het afgelopen decennium zijn verschillende therapieën ontwikkeld om de visuele veranderingen die gepaard gaan met de late stadia van AMD te verminderen, voornamelijk om de ontwikkeling en progressie van de choroïdale neovascularisatie die wordt waargenomen bij natte AMD te behandelen. Omgekeerd wordt geschat dat de behandeling van droge AMD, waarbij disfunctie en verlies van retinale pigmentepitheelcellen (RPE) evolueren naar RPE en retinale atrofie, goed is voor 85% tot 90% van AMD, met een prevalentie van 0,44% wereldwijd 1,2. AMD is beschreven als een multifactoriële ziekte met ouderdom, genetische factoren en omgevingsfactoren die bijdragen aan het ontstaan en de progressie van de ziekte; Er zijn verschillende therapieën in ontwikkeling om de verschillende pathofysiologische routes die met deze ziekte verband houden aan te pakken3.

Stamceltherapie is ontwikkeld als een nieuwe therapeutische optie om de falende RPE in droge AMD4 te vervangen. Hoewel het gebruik van pluripotente stamcellen zich nog in een vroeg stadium van klinische onderzoeken bevindt, is de veiligheid in verschillende klinische onderzoeken aangetoond 5,6,7. Tot op heden zijn er twee hoofdroutes om stamcellen in de subretinale ruimte in te zetten: suspensie of het inbrengen van een monolaagpleister die op een biocompatibel implantaat is gezaaid 8,9,10,11,12. Nieuwe strategieën die gebruik maken van op stamcellen gebaseerde therapieën in preklinische studies vereisen diermodellen waarbij de op stamcellen gebaseerde therapieën kunnen worden afgeleverd op dezelfde beoogde plaats als bedoeld bij mensen. Het verschil in anatomie kan kleine veranderingen in de procedures, chirurgische apparatuur en aanpak vereisen in vergelijking met die welke worden gebruikt met het menselijke eindproduct13,14. Het aanpassen van de oculaire chirurgische technieken is een van de vereiste veranderingen die algemeen is beschreven als een succesvolle aanpak voor gebruik in verschillende diermodellen 15,16,17.

Hoewel eerdere publicaties chirurgische technieken voor subretinale implantaten bij ratten hebben genoemd, zijn er geen uitgebreide beschrijvingen van dergelijke technieken om de technische moeilijkheden te overwinnen die onderzoekers kunnen tegenkomen. Daarom is het nodig om de chirurgische technieken goed in detail te beschrijven, best practices en geleerde lessen te bieden die moeten worden vermeden en, indien nodig, problemen aan te pakken tijdens kritieke stappen tijdens de procedure. Het doel van dit manuscript is om een uitgebreide richtlijn te geven voor chirurgische implantatie van het implantaat in de subretinale ruimte bij ratten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten werden goedgekeurd door de University of Southern California Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) en werden uitgevoerd volgens de National Institutes of Health (NIH) Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en de Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. In totaal werden 12 mannelijke ratten van het Royal College of Surgeon (RCS) gebruikt in de huidige studie. Dieren werden gefokt in de dierenfaciliteit en opgenomen in het onderzoek zodra ze de leeftijd van 28 ± 1 dag na de geboorte hadden bereikt. Er werd een volledig oogonderzoek uitgevoerd om het ontbreken van oogafwijkingen te verifiëren. De subretinale implantaten, ultradunne membranen gemaakt van Parylene C en gecoat met vitronectine, zijn ontworpen door een specifieke commerciële organisatie (zie Materiaaltabel). Deze membranen repliceren membranen op menselijke grootte in termen van hun dikte en doorlaatbaarheid (6,0 μm dikte gaasframe met 20 μm cirkelvormige poriën in de ultradunne gebieden). Het miniaturiseren van de lengte en breedte (1,0 mm × 0,4 mm) van membranen op menselijke grootte werd bereikt om de subretinale implantaten in de ogen van knaagdieren te huisvesten18.

1. Dierenverzorging en chirurgische voorbereiding

  1. Weeg het dier om de dosering van anesthesie en verdoving te berekenen volgens stap 1.2.
  2. Verdoving het dier door middel van intraperitoneale injectie van een mengsel van ketamine en xylazine (respectievelijk 35-50 mg/kg en 5-10 mg/kg; zie materiaaltabel). Injecteer met een spuit van 1,0 ml en een naald van 30 G.
  3. Vul nog een spuit van 1,0 ml met de helft van de hoeveelheid van het mengsel van de anesthesie (ketamine en xylazine) om het juiste niveau van anesthesie tijdens de procedure te behouden.
  4. Bevestig voldoende anesthesie door het ontbreken van een pedaalreflex (stevige teenknijping).
  5. Om de glasvochtholte en het netvlies goed in beeld te brengen, verwijdt u de pupil door 1% tropicamide en 2,5% fenylefrine oogdruppels (zie materiaaltabel) in het behandelde oog te druppelen.
    1. Breng na 5 minuten een tweede dosis dilatatie oogdruppels aan.
  6. Breng elke 5-10 minuten kunsttranen of oculaire glijgel aan in het niet-chirurgische oog terwijl het dier onder narcose is om het hoornvlies te hydrateren.
  7. Leg een steriel laken over het verwarmingskussen (zie Materiaaltabel). Leg een steriel laken over het operatieblad.
  8. Bereid het steriele operatiegebied voor door de volgende steriele instrumenten op het operatieblad te plaatsen: chirurgische handschoenen, subretinaal implantaat en chirurgisch gereedschap: muggentang (3), microchirurgische fijne schaar (1), naaldhouder (1), fijne tang met tanden (1), fijne rechte tang zonder tanden (2), microliterspuit (1), 32 G stompe naald (1), 27 G of 30 G naald (2), 4-0 zijden hechtdraad (3), wattenstaafjes, uitgebalanceerde zoutoplossing (BSS) en een dekglaasje (zie materiaaltabel).
  9. Vul onder steriele omstandigheden en met steriele handschoenen de microliterspuit met de BSS en bevestig de 32 G stompe naald.
  10. Steek de wattenstaaf in de 27 G of 30 G naaldnaaf om een handvat te creëren voor gevoeligere manipulatie van de naald.
  11. Om tijdens de procedure steriele omstandigheden te behouden, vervangt u de steriele handschoenen als niet-steriele instrumenten of gebieden worden gemanipuleerd, zoals de chirurgische microscoop.

2. Sclerale benadering voor subretinale implantatie: chirurgische techniek

  1. Leg het operatiegebied bloot volgens de onderstaande stappen.
    1. Zodra het dier onder narcose is en de pupil is verwijd (stap 1.5), plaatst u het dier met de buik naar beneden met het hoofd naar de onderzoeker toe.
      OPMERKING: Houd de rat op het verwarmingskussen bedekt met een steriel laken gedurende de hele operatie en totdat het dier volledig hersteld is.
    2. Breng 5% povidondruppels (zie materiaaltabel) aan op het oog en reinig het oogoppervlak en de oogleden met wattenstaafjes.
    3. Plaats de chirurgische microscoop (zie Materiaaltabel) over het chirurgisch oog en stel deze af.
      OPMERKING: Het wordt aanbevolen om tijdens de gehele chirurgische ingreep een chirurgische oogheelkundige microscoop te gebruiken om een scherpere en grotere visualisatie van de oculaire structuren te krijgen.
    4. Zorg voor een goede belichting van het operatiegebied door het bovenste ooglid op te tillen en de oogbol uit te steken met behulp van 4-0 niet-resorbeerbare hechtingen.
      1. Verhoog het superieure ooglid met behulp van een 4-0 zijden hechtdraad. Plaats de hechtdraad in de voorste zijde van de oogleden ter hoogte van de klieren van Meibom. Zet de tractionele hechting vast door de muggentang op het operatieoppervlak te klemmen.
        OPMERKING: Als de hechting hoger wordt geplaatst dan het niveau van de klier van Meibom, zal eversie van het ooglid optreden in plaats van het optillen van het ooglid.
      2. Voer peritomie van het tijdelijke superieure kwadrant uit met behulp van een microchirurgische fijne schaar.
      3. Plaats twee tractionele hechtingen om uitsteeksel en voorwaartse verplaatsing van de oogbol mogelijk te maken. Voer isolatie uit van de superieure rectusspier.
        1. Door zachte manipulatie van het oog met een fijne tandtang (0,12 mm tang) in het superieure aspect van de limbus, rolt u het oog naar beneden om de sclera bloot te leggen.
        2. Plaats een 4-0 zijden hechtdraad achter de superieure limbus tot op 1 mm afstand, wat de locatie is van de superieure extraoculaire spier. Klem beide staarten van de hechtdraad vast met behulp van een muggentang.
      4. Voer temporale rectusspierisolatie uit. Plaats een tweede hechtdraad (4-0 zijde) op een afstand van 1 mm van de limbus in het temporale kwadrant (in het overeenkomstige gebied van de temporale extraoculaire spier). Klem beide staarten van de hechtdraad vast met behulp van een muggentang.
      5. Zodra beide hechtingen van de extraoculaire spier correct zijn geplaatst en vastgeklemd, trekt u de hechtingen naar beneden en naar binnen om het temporale superieure kwadrant van de sclera bloot te leggen.
    5. Verleng de peritomie naar de achterkant van het oog met een microchirurgische fijne schaar.
    6. Beheers conjunctivale bloedingen met behulp van wattenstaafjes.
  2. Voer een sclerale incisie, netvliesloslating (RD) en het inbrengen van het implantaat uit volgens de onderstaande stappen.
    1. Voer een sclerale incisie uit met behulp van een naald van 27 G of 30 G. Zorg ervoor dat de grootte van de incisie ~1,2 mm is en 1,5 mm achter de limbus ligt.
      OPMERKING: De ontwikkeling van een tunnelachtige sclerale incisieconfiguratie wordt aanbevolen om intraoculaire structuren te stabiliseren tijdens het manipuleren van het oog en het inbrengen van het implantaat. Deze incisievorm voorkomt plotselinge schommelingen in de intraoculaire druk.
    2. Soms vereist een goede configuratie oefening. Daarom, als de juiste configuratie niet wordt bereikt, laat dan wat spanning los van de hechtingen van de extraoculaire spiertractie om het gemakkelijker te maken de oculaire structuren binnen de glasvochtholte te houden.
    3. Door dezelfde naald te gebruiken die wordt gebruikt voor de sclerale incisie (27 G of 30 G), voert u paracentese uit in het perifere hoornvlies in hetzelfde kwadrant.
    4. Steek de stompe naald van 32 G op een injectiespuit van microliter door de sclerale incisie.
    5. Injecteer 100 μL BSS om een focale RD te creëren.
    6. Laat de hechtingen van de extraoculaire spiertractie los om het oog weer in de normale positie te krijgen.
    7. Voor een directe visualisatie van de RD laat u het dekglaasje, geladen met oogheelkundige glijgel, op het hoornvlies rusten en vasthouden.
    8. Pas het microscoopobjectief aan om scherp te stellen op het netvlies.
    9. Als de RD niet wordt waargenomen of te klein is (kleiner dan de grootte van één kwadrant), voer dan een tweede injectie met BSS uit om de gewenste RD-grootte te bereiken door het oog naar beneden en naar binnen te rollen en de stappen 2.2.4 tot en met 2.2.8 te herhalen.
    10. Zodra de RD is voltooid, controleert u de sclerale lengte (zoals vermeld in stap 2.2.1) met een schuifmaat (zie Materiaaltabel).
    11. Knip het vaatvlies in beide richtingen af met een fijne microchirurgische schaar.
    12. Ga met de stompe naald zijwaarts langs de sclerale incisie om te controleren of alle sclerale en choroïdale structuren zijn ontleed.
    13. Breng het implantaat in de subretinale ruimte in.
    14. Gebruik twee fijne chirurgische tangen, zoals een bindtang (zie materiaaltabel), om het implantaat van achteren vast te pakken om het actieve deel van het implantaat niet te beschadigen.
    15. Plaats het implantaat evenwijdig aan het incisievlak en schuif het implantaat voorzichtig naar binnen.
    16. Zodra het implantaat volledig in de subretinale ruimte is ingebracht, laat u het los en duwt u het implantaat verder naar binnen door de kaken van een van de tangen 1-1,5 mm in de incisie te brengen.
    17. Maak de hechtingen van de extraoculaire spiertractie los en controleer de plaatsing van het implantaat met behulp van de microscoop en het dekglaasje zoals hierboven beschreven (stappen 2.2.7 en 2.2.8).
  3. Maak alle hechtingen los en verwijder ze.
    OPMERKING: Na afronding van de chirurgische ingreep wordt SD-OCT uitgevoerd (stap 3) om de klinische bevindingen te valideren. De SD-OCT-beeldvormingssessie wordt direct na de operatie uitgevoerd. Als de juiste visualisatie van de implantaatlocatie niet is verkregen, voer de SD-OCT dan 7-10 dagen na de operatie opnieuw uit.

3. SD-OCT-beeldvorming

  1. Klik op het Heidelberg Eye Explorer-pictogram (een software voor beeldbeheer; zie Materiaaltabel) op het bureaublad.
  2. Klik op het pictogram Nieuwe patiënt bovenaan het scherm.
    1. Vul alle informatie in die nodig is om de dier-ID te genereren en klik op Accepteren.
    2. Selecteer het OCT-beeldvormingssysteem (HRA + OCT; zie materiaaltabel) voor het apparaattype.
    3. Selecteer de operator en druk op OK.
    4. Voor de juiste optie voor de kromming van het hoornvlies drukt u op de knop OK om de standaard ooggegevens te accepteren.
  3. Zorg ervoor dat het SD-OCT-acquisitievenster is gestart en klaar is voor SD-OCT.
  4. Schakel de SD-OCT-camera in door op de gele Start-knop op het touchscreen-display naast de camera te drukken.
  5. Plaats het dier op de SD-OCT-dierenstage die is aangepast bovenop de SD-OCT-hoofdsteun.
    OPMERKING: De aanpassing van het dierenstadium omvat een stuk polystyreenschuim (zie materiaaltabel) dat in de SD-OCT-hoofdtrap past en dat groot genoeg is om het dier op te plaatsen, inclusief het verwarmingskussen.
  6. Pas de tafelhoogte en de positie van het dier aan om de pupil uit te lijnen met het midden van de SD-OCT-lens.
    OPMERKING: Zodra het oog is uitgelijnd, verschijnt er een infrarood (IR) live-beeld op het scherm.
  7. Druk op de IR + OCT-knop op het aanraakscherm of op de OCT-knop rechtsonder op de monitor om de beeldacquisitie te starten.
  8. Zodra de SD-OCT live gaat, selecteert u een enkele scanmodus met het hoogste aantal (100) ART-frames. De 100 ART-scanmodus is de standaardmodus.
  9. Centreer met de joystick van de camera de oogzenuw op het IR-beeld.
  10. Duw de camera naar voren totdat het IR-beeld gelijkmatig is gevuld met het netvliesbeeld.
    OPMERKING: Donkere hoeken geven aan dat de camera zich te ver of dicht bij het oog bevindt.
  11. Beweeg de camera zijwaarts totdat het implantaat zichtbaar is in het tijdelijke aspect van het netvlies. Gebruik het IR-beeld om de bewegingen te begeleiden.
  12. Om het implantaat met de B-scan te visualiseren, drukt u tegelijkertijd op CTRL + ALT + SHIFT + O om het aanpassingsvenster van de SD-OCT B-scan weer te geven.
  13. Pas de "Referentie-arm" aan (onderaan het venster) totdat het netvlies/implantaat zichtbaar is in het SD-OCT-beeld.
    OPMERKING: Het SD-OCT-beeld moet worden weergegeven in de blauwe referentiehoeken.
  14. Sluit het venster.
  15. Door de joystick en de camerahandgreep te gebruiken, schuift en draait u de camera in alle richtingen totdat een beter, platter en scherper beeld van SD-OCT-kwaliteit wordt verkregen.
  16. Sleep de blauwe pijl op de IR-afbeelding totdat deze langs het implantaat is geplaatst.
  17. Zodra de verzadiging en plaatsing van de B-scan optimaal zijn, activeert u de "Automatic Real-time Tracking (ART)" door op de zwarte Gain Control-knop onder het touchscreen te drukken.
  18. Zodra de ART 100 frames bereikt, drukt u op Verkrijgen op het aanraakscherm.
  19. Wanneer alle afbeeldingen zijn verkregen, klikt u op Afbeeldingen opslaan bovenaan het venster en klikt u vervolgens op Afsluiten.
  20. Houd het hoornvlies gedurende de gehele beeldvormingssessie vochtig door regelmatig oogdruppels met glijmiddel aan te brengen (elke 5 minuten).

4. Herstel van dieren

  1. Breng aan het einde van de beeldvormingssessie antibiotische zalf aan op het hoornvlies om ooginfectie te voorkomen en het hoornvlies te hydrateren.
  2. Laat het dier op zijn buik op het verwarmingskussen rusten tot het volledig hersteld is (~20-30 min) en ambulant is.
  3. Geef systemische analgetica (1,0-1,2 mg/kg Buprenorfine SR eenmaal subcutaan; zie materiaaltabel) aan het einde van de chirurgische ingreep.
  4. Laat het dier niet zonder toezicht achter totdat het weer voldoende bij bewustzijn is.
  5. Breng het dier niet terug naar het gezelschap van andere dieren totdat het volledig hersteld is.
  6. Eenmaal volledig hersteld, plaatst u het dier terug in de huisvesting met ad libitum toegang tot voedsel en water.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Implantatie van een subretinaal implantaat bij RCS-ratten (N = 12) toonde de haalbaarheid en reproduceerbaarheid aan van de chirurgische techniek voor subretinale toediening bij ratten. In deze studie was het rechteroog het behandelde oog (N = 12) met het implantaat. In de klinische beoordeling die aan het einde van de procedure met behulp van de chirurgische microscoop werd uitgevoerd, vertoonden negen van de 12 behandelde ogen een subretinale lokalisatie van het implantaat (75,00%), tw...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hoewel de procedure eerder is beschreven met kleine variaties, is het doel van dit manuscript om een uitgebreide beschrijving te geven van een chirurgische procedure voor subretinale implantaten bij ratten die moet worden gevolgd tijdens het leren van de techniek en om de chirurgische uitdagingen en mogelijke complicaties te overwinnen die onderzoekers kunnen tegenkomen. Het chirurgische protocol dat hier wordt beschreven, omvat het gebruik van het ultradunne paryleenmembraan dat al enke...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

M.S.H., D.R.H. en J.L. zijn medeoprichters en consultants van Regenerative Patch Technologies (RPT). De andere auteurs verklaren dat ze geen banden hebben met of betrokken zijn bij een organisatie of entiteit met enig financieel of niet-financieel belang bij het onderwerp of de materialen die in dit manuscript worden besproken.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door CIRM DT3 (MSH) en Research to Prevent Blindness (USC Roski Eye Institute). We willen Fernando Gallardo en Dr. Ying Liu bedanken voor hun technische assistentie.

De sponsor had geen rol in de opzet of uitvoering van dit onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 cc syringeVWRBD309659
27 G needle 1/2''VWRBD305109
30 G needle 1/2''VWRBD305106
32 G Blunt needle - Small hub RNHamilton7803-04
4-0 Perma Hand silk black 1X18" PC-5Ethicon1984G
6'' sterile cotton tipsVWR10805-154
Betadine 5% sterile ophthalmic prep solutionAlcon8007-1
BSS irrigating solution 15 mLAccutomeAx17362
Buprenorphine ERZooPharmN/A
Castroviejo CaliperStorzE2405
Castroviejo suturing forceps 0.12 mmStorzE1796
Clayman-Vannas scissors straightStorzE3383S
Cover glass, squareWVR48366-227
EPS Polystyrene blockSilverlake LLCCFB8x12x2
Gonak 15 mLAccutomeAx10968Ooglubriemiddel
Halstead straight hemostatic mosquito forceps non-magneticStorzE6772
Hamilton syringe 700 series 100 µL Hamilton7638-01
HEYEX SoftwareHeidelberg N/Aeen beeldbeheersoftware
Kelman-McPherson tying forceps angledStorzE1815 AKUS
Ketamine (100 mg/mL)MWI501072
Needle holder 9mm curved fine lockingStorz3-302
Neomycin/Polymyxin B sulfactes/Bacitracin zinc ointment 3.5 gAccutomeAx0720
Ophthalmic surgical microscopeZeissSN: 233922
Phenylephrine 2.5% 15 mLAccutomeAx0310
Spectralis SD-OCTHeidelberg SPEC-CAM-011210s3600
Sterile DrapeVWR100229-300
Sterile surgical glovesVWR89233-804
T-Pump heating systemGaymarTP650
Tropicamide 1% 15 mLAccutomeAx0330
Ultrathin membranes made from Parylene C and coated with vitronectinMini Pumps LLC, CAspeciaal ontworpen voor dit onderzoekgebruikt als subretinale implantaten 
Xylazine (100 mg/mL)MWI510650

Referenties

  1. Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. Lancet Global Health. 2 (2), 106-116 (2014).
  2. Schultz, N. M., Bhardwaj, S., Barclay, C., Gaspar, L., Schwartz, J. Global burden of dry age-related macular degeneration: a targeted literature review. Clinical Therapeutics. 43 (10), 1792-1818 (2021).
  3. Deng, Y., et al. Age-related macular degeneration: Epidemiology, genetics, pathophysiology, diagnosis, and targeted therapy. Genes & Diseases. 9 (1), 62-79 (2021).
  4. Nazari, H., et al. Stem cell-based therapies for age-related macular degeneration: The promises and the challenges. Progress in Retinal and Eye Research. 48, 1-39 (2015).
  5. Kashani, A. H., et al. A bioengineered retinal pigment epithelial monolayer for advanced, dry age-related macular degeneration. Science Translational Medicine. 10 (435), (2018).
  6. Kashani, A. H., et al. Survival of an HLA-mismatched, bioengineered RPE implant in dry age-related macular degeneration. Stem Cell Reports. 17 (3), 448-458 (2022).
  7. da Cruz, L., et al. Phase 1 clinical study of an embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelium patch in age-related macular degeneration. Nature Biotechnology. 36 (4), 328-337 (2018).
  8. Da Cruz, L., Chen, F. K., Ahmado, A., Greenwood, J., Coffey, P. RPE transplantation and its role in retinal disease. Progress in Retinal and Eye Research. 26 (6), 598-635 (2017).
  9. Hu, Y., et al. A novel approach for subretinal implantation of ultrathin substrates containing stem cell-derived retinal pigment epithelium monolayer. Ophthalmic Research. 48 (4), 186-191 (2012).
  10. Diniz, B., et al. Subretinal implantation of retinal pigment epithelial cells derived from human embryonic stem cells: improved survival when implanted as a monolayer. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (7), 5087-5096 (2013).
  11. Antognazza, M. R., et al. Characterization of a polymer-based, fully organic prosthesis for implantation into the subretinal space of the rat. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2271-2282 (2016).
  12. Pennington, B. O., et al. Xeno-free cryopreservation of adherent retinal pigmented epithelium yields viable and functional cells in vitro and in vivo. Scientific Reports. 11 (1), 6286(2021).
  13. Thomas, B. B., et al. A new immunodeficient retinal dystrophic rat model for transplantation studies using human-derived cells. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 256 (11), 2113-2125 (2018).
  14. Koss, M. J., et al. Subretinal implantation of a monolayer of human embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelium: a feasibility and safety study in Yucatán minipigs. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 254 (8), 1553-1565 (2016).
  15. Yu, W., et al. Biocompatibility of subretinal parylene-based Ti/Pt microelectrode array in rabbit for further artificial vision studies. Journal of Ocular Biology, Diseases, and Informatics. 2 (1), 33-36 (2009).
  16. Thomas, B. B., et al. Survival and functionality of hESC-derived retinal pigment epithelium cells cultured as a monolayer on polymer substrates transplanted in RCS rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (6), 2877-2887 (2016).
  17. Adekunle, A. N., et al. Integration of perforated subretinal prostheses with retinal tissue. Translational Vision Science & Technology. 4 (4), 5(2015).
  18. Lu, B., et al. Semipermeable parylene membrane as an artificial Bruch's membrane. 2011 16th International Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems Conference. IEEE. , 950-953 (2011).
  19. Hu, Y., et al. Subretinal implantation of gelatin films with stem cells derived RPE in rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (15), 1763(2013).
  20. Aramant, R. B., Seiler, M. J. Retinal transplantation-advantages of intact fetal sheets. Progress in Retinal and Eye Research. 21 (1), 57-73 (2002).
  21. Peng, Q., et al. Structure and function of embryonic rat retinal sheet transplants. Current Eye Research. 32 (9), 781-789 (2007).
  22. Pardue, M. T., et al. Neuroprotective effect of subretinal implants in the RCS rat. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 46 (2), 674-682 (2005).
  23. Ho, E., et al. Characteristics of prosthetic vision in rats with subretinal flat and pillar electrode arrays. Journal of Neural Engineering. 16 (6), 066027(2019).
  24. Thomas, B. B., et al. Co-grafts of human embryonic stem cell derived retina organoids and retinal pigment epithelium for retinal reconstruction in immunodeficient retinal degenerate Royal College of Surgeons rats. Frontiers in Neuroscience. 15, 752958(2021).
  25. Seiler, M. J., et al. Vision recovery and connectivity by fetal retinal sheet transplantation in an immunodeficient retinal degenerate rat model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 614-630 (2017).
  26. McLelland, B. T., et al. Transplanted hESC-derived retina organoid sheets differentiate, integrate, and improve visual function in retinal degenerate rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (6), 2586-2603 (2018).
  27. Lin, B., McLelland, B. T., Mathur, A., Aramant, R. B., Seiler, M. J. Sheets of human retinal progenitor transplants improve vision in rats with severe retinal degeneration. Experimental Eye Research. 174, 13-28 (2018).
  28. Matsuo, T., Hosoya, O., Tsutsui, K. M., Uchida, T. Behavior tests and immunohistochemical retinal response analyses in RCS rats with subretinal implantation of Okayama-University-type retinal prosthesis. Journal of Artificial Organs. 16 (3), 343-351 (2013).
  29. Seiler, M. J., et al. A new immunodeficient pigmented retinal degenerate rat strain to study transplantation of human cells without immunosuppression. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 252 (7), 1079-1092 (2014).
  30. Stanzel, B. V. Subretinal delivery of ultrathin rigid-elastic cell carriers using a metallic shooter instrument and biodegradable hydrogel encapsulation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (1), 490-500 (2012).
  31. Fabian, R. J., Bond, J. M., Drobeck, H. P. Induced corneal opacities in the rat. The British Journal of Ophthalmology. 51 (2), 124-129 (1976).
  32. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Retinale degeneratieRatmodelLeeftijdsgebonden maculadegeneratieStamceltherapieNetvliesloslatingSclerale incisieOptische coherentietomografieHistologische analyse
Video binnenkort beschikbaar
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.