We beschrijven een protocol voor het beoordelen van dosis-responscurves voor extracraniële stimulatie in termen van elektrische veldmetingen van de hersenen en een relevante biomarker-cerebrale bloedstroom. Aangezien dit protocol invasieve elektroden in de hersenen plaatst, is algemene anesthesie nodig, waarbij spontane ademhaling de voorkeur heeft boven gecontroleerde ademhaling.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Plaatsing van extracraniële stimulerende elektroden en meting van cerebrale bloedstroom en intracraniële elektrische velden bij verdoofde muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De detectie van cerebrale bloedstroomreacties (CBF) op verschillende vormen van neuronale activering is van cruciaal belang voor het begrijpen van de dynamische hersenfunctie en variaties in de substraattoevoer naar de hersenen. Dit artikel beschrijft een protocol voor het meten van CBF-responsen op transcraniële wisselstroomstimulatie (tACS). Dosis-responscurven worden geschat op basis van zowel de CBF-verandering die optreedt bij tACS (mA) als op basis van het intracraniële elektrische veld (mV/mm). We schatten het intracraniële elektrische veld op basis van de verschillende amplitudes gemeten door glazen micro-elektroden aan elke kant van de hersenen. In dit artikel beschrijven we de experimentele opzet, waarbij bilaterale laser Doppler (LD) probes of laser speckle imaging (LSI) worden gebruikt om de CBF te meten; Als gevolg hiervan vereist deze opstelling anesthesie voor de plaatsing en stabiliteit van de elektrode. We presenteren een correlatie tussen de CBF-respons en de stroom als functie van de leeftijd, waarbij we een significant grotere respons laten zien bij hogere stromen (1,5 mA en 2,0 mA) bij jonge controledieren (12-14 weken) in vergelijking met oudere dieren (28-32 weken) (p < 0,005 verschil). We tonen ook een significante CBF-respons aan bij elektrische veldsterktes <5 mV/mm, wat een belangrijke overweging is voor eventuele studies bij mensen. Deze CBF-reacties worden ook sterk beïnvloed door het gebruik van anesthesie in vergelijking met wakkere dieren, de ademhalingscontrole (d.w.z. geïntubeerde versus spontane ademhaling), systemische factoren (d.w.z. CO2) en lokale geleiding in de bloedvaten, die wordt gemedieerd door pericyten en endotheelcellen. Evenzo kunnen meer gedetailleerde beeldvormings-/opnametechnieken de veldgrootte van de hele hersenen beperken tot slechts een klein gebied. We beschrijven het gebruik van extracraniële elektroden voor het toepassen van tACS-stimulatie, inclusief zowel zelfgemaakte als commerciële elektrodeontwerpen voor knaagdieren, de gelijktijdige meting van het CBF en het intracraniële elektrische veld met behulp van bilaterale glazen DC-opname-elektroden, en de beeldvormingsbenaderingen. We passen deze technieken momenteel toe om een closed-loop formaat te implementeren voor het vergroten van de CBF in diermodellen van de ziekte van Alzheimer en beroerte.
Inleiding
Transcraniële elektrische stimulatie (tES; met sinusgolfstimulatie, tACS) is een veelvoorkomende, externe, niet-invasieve benadering van neuromodulatie van de hersenen 1,2. Eerder veronderstelden we dat bij bepaalde doses tES (en in het bijzonder tACS) de cerebrale bloedstroom (CBF) in de onderliggende hersengebieden kan verhogen. Verder kan er een dosis-responsrelatie bestaan tussen de uitgeoefende externe stroom of het intracraniële elektrische veld en de resulterende CBF-reacties. De meeste klinische stimulatieprotocollen hebben zich echter gericht op een maximaal comfortabel stimulatieniveau van de huid (d.w.z. ~ 2 mA) gedurende geplande tijdsperioden (d.w.z. 30-45 min) als behandelingsprotocol 4,5. Bij knaagdieren is het mogelijk om invasieve, extracraniële hersenelektroden te gebruiken die rechtstreeks op de schedel worden aangebracht om de elektrische velden in de hersenen te onderzoeken die door tES6 worden geïnduceerd. Het doel van deze benadering is dan ook om de effecten te bepalen van de intensiteit van tACS bij relevante frequenties op CBF-veranderingen in termen van de dosis-responsrelatie. Deze dosis-responscurve is gebaseerd op een fysiologische biomarker op korte termijn - directe metingen van de CBF - in relatie tot het elektrische veld dat op de hersenen wordt uitgeoefend3. We hebben eerder aangetoond dat er bij grotere amplitudes, meestal buiten het bereik van elektrische velden in de hersenen die klinisch door tACS worden geïnduceerd, een bijna lineaire correlatie is tussen het geïnduceerde elektrische veld en de CBF in de cortex3. Stimulatie in een kleiner veld (d.w.z. een intensiteit van 1-5 mV/mm) kan echter relevanter en haalbaarder zijn voor gebruik bij mensen; daarom hebben we onze technieken aangepast om kleinere CBF-veranderingen te detecteren.
Dit artikel beschrijft een protocol voor het analyseren van de effecten van tES wisselstromen (tACS) met een lagere veldsterkte op CBF (d.w.z. 0,5-2,0 mA stroom, 1-5 mV/mm elektrisch veld), die kunnen worden getolereerd door wakkere knaagdieren5. Dit protocol omvat het gebruik van nieuwe laserspikkelbeeldvorming tijdens tACS, evenals dubbele intracraniële glaselektroden, om zowel de verspreiding van actieve tACS in de hersenen (zoals gecontroleerd door de CBF) als de intracraniële elektrische veldintensiteit te bepalen, die zowel als een diagram als een echte experimentele foto wordt weergegeven (Figuur 1). Er zijn veel mogelijke fysiologische effecten van tES in de hersenen, waaronder directe neuronale modulatie, neurale plasticiteit en astrocytenactivering 7,8. Hoewel CBF is gemeten met tDCS 9,10, waren deze metingen traag, indirect en onvoldoende om de dosis-responsfunctie in de hersenen te beoordelen. Daarom kunnen we, door gebruik te maken van geschikte kortetermijnbiomarkers (d.w.z. CBF, elektrische velden) en snelle aan/uit-sequenties van tACS, de dosis-responsfunctie nu nauwkeuriger schatten. Verder kunnen we verschillende technieken toepassen om de CBF te meten, waaronder zowel focale laser Doppler-sondes (LD) als laserspikkelbeeldvorming (LSI) met gedefinieerde interessegebieden.
Figuur 1: Transcranieel stimulatiediagram en fotografisch voorbeeld . (A) Diagram van de transcraniële stimulatie-opstelling. Het diagram toont een muizenschedel met coronale en sagittale hechtingen. De transcraniële elektroden worden zijdelings en symmetrisch op de schedel geplaatst en worden met chirurgische lijm en geleidende pasta tussen de elektroden en de schedel gemonteerd. Deze elektroden zijn verbonden met een door mensen compatibel stimulatieapparaat met constante stroom, dat de frequentie, amplitude en duur van de stimulatie kan specificeren. Voor de beoordeling van intracraniële elektrische velden worden bilaterale glaselektroden (~2 MΩ) in de hersenschors geplaatst (d.w.z. binnen 1 mm van het binnenste aspect van de schedel door kleine braamgaten), en deze zijn verzegeld met minerale olie en hebben AgCl-gronden in de nekspier (weergegeven als grotere draden in het midden begraven in het onderhuidse nekweefsel). Deze glazen elektroden zijn aangesloten op een DC-versterker en hun uitgangen worden opgenomen via een digitizer met ten minste vier kanalen. Bilaterale laser Doppler-sondes worden ook op de schedel geplaatst voor opnames. De hele schedel wordt ook in beeld gebracht met een laserspikkelbeeldvormingsapparaat of een gekoelde camera met hoge resolutie (ten minste 1.024 x 1.024 pixels, 12-14 bit pixeldiepte) voor intrinsieke optische signaaldetectie. De isosbestische frequentie van hemoglobine wordt meestal gekozen (d.w.z. 562 nm) voor verlichting voor beeldvorming van de bloedstroom. (B) Een close-upafbeelding van een echt experiment, met de bilaterale laser-Doppler-sondes (links), de (bilaterale) intracraniële glazen opnamemicro-elektroden die door de braamgaten zijn geplaatst, en met de tACS-stimulerende elektroden lateraal. Afkorting: tACS = transcraniële wisselstroomstimulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Als een manier om de mechanismen te beoordelen, kunnen we ook interacties met andere fysiologische processen ondervragen die ook de CBF veranderen, zoals K+-geïnduceerde spreidingsdepolarisatie11. Verder is het, in plaats van geplande sessies op regelmatige tijdstippen, ook mogelijk om een closed-loop systeem te ontwikkelen op basis van aanvullende biomarkers voor een verscheidenheid aan ziekten, zoals is voorgesteld voor de behandeling van epilepsie12 (d.w.z. klinische Neuropace-apparaten). Closed-loop hersenstimulatie voor de ziekte van Parkinson is bijvoorbeeld gewoonlijk gebaseerd op de intrinsieke, abnormale lokale veldpotentialen (LFP's) die inherent zijn aan deze ziekte bij afwezigheid van voldoende dopamine (typisch β-band LFP's)13.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle dierproeven zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van Duke University of de gelijkwaardige lokale autoriteit die onderzoek met dieren reguleert. Zie de Materiaaltabel voor meer informatie over alle materialen, instrumenten en apparatuur die in dit protocol worden gebruikt.
1. Voorbereiding van het instrument
- Zorg ervoor dat alle benodigde items en chirurgische instrumenten op hun plaats zitten (Figuur 2): hoofdhuidreinigingsoplossing (alcoholdoekjes), tape, pincet, schaar en een boormachine voor het plaatsen van de kleine (0.5 mm) braamgaten.
- Bereid de extracraniële oppervlakte-elektroden voor op het aanbrengen van de schedel en zorg ervoor dat eventuele chirurgische lijm ervan is verwijderd als ze eerder zijn gebruikt.
- Controleer de impedantie van deze tACS-elektroden direct voordat u ze op de schedel aanbrengt. Gebruik hiervoor de ingebouwde meetfunctie van de tACS-stimulator waarbij beide elektroden in een zoutoplossing zijn geplaatst.
NOTITIE: De gewenste impedantie is <5 KΩ per elektrodepaar om voldoende stroom over de schedel te laten lopen. De stimulator controleert de impedantie voordat er constantstroompulsen worden afgegeven en geeft direct de waarde door.
Figuur 2: Een foto van de benodigde instrumenten, inclusief ontleedinstrumenten en scharen, voor de voorbereiding van de extracraniële stimulatie. 1. Micro-ontleedschaar, 11,5 cm; 2. Pincet, 11,5 cm, lichte kromming, gekarteld; 3. Dumont #7 pincet, gebogen; 4. Dumont #5 pincet; 5. Microcurette, 13 cm; 6. Wattenstaafjes; 7. Chirurgische tape; 8. Alcohol pads. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
2. Voorbereiding van het dier op de operatie
OPMERKING: Voor deze experimenten gebruikten we 14 C57BL/6 controlemuizen tussen 12 weken en 33 weken oud, waarvan vijf mannelijk en negen vrouwelijk.
- Verdoof het dier in een inductiekamer met isofluraan in 30% O2 bij ~1,5 l/min, met ~4% aanvankelijk om te induceren en ~1,25%-1,5% om op een niveau van anesthesie te blijven met spontane ademhaling en voldoende om de staartknijpreactie te elimineren.
- Breng het dier na inductie over naar het stereotaxische frame en zet vervolgens de kop vast in de neuskegel en oorbalken voor het vervolgens aanbrengen van de elektrode en de braamprocedure (Figuur 1 en Figuur 3).
- Sluit de neuskegel van het stereotaxische frame aan op de verdamper via een inlaat en op een uitlaat om eventuele isofluraanresten te verwijderen via een opruimsysteem (bijv. houtskool of een vacuüm). Zorg ervoor dat er geen luchtlekken uit de neuskegel komen, zowel om het anesthesieniveau met de isofluoraan op peil te houden als om onbedoelde lekkage in de kamerlucht te voorkomen (Figuur 3).
- Controleer de positie van de muis in het stereotaxische frame, inclusief de positie van de neuskegel, om spontane ademhaling zonder intubatie mogelijk te maken, evenals passend anesthesieherstel en opruimen om het onderzoekspersoneel te beschermen (Figuur 3).
- Plaats de sondes voor het meten van de polsslag, pulszuurstofverzadiging (puls OX), bloeddruk en temperatuur op het dier; Zorg ervoor dat de minimale pulsoxygenatie 90% is en dat de puls >450/min is (de ondergrens van het alarm wordt weergegeven als 380 pulsen/min). Registreer deze parameters tijdens de procedure met regelmatige tussenpozen of continu, afhankelijk van het registratiesysteem (figuur 3).
- Controleer voordat u met de procedure begint de mate van sedatie van het dier met behulp van (bijvoorbeeld) een teenknijp om de reflexen te controleren. Als er geen reflex is, is het niveau van sedatie optimaal, zolang het dier spontane ademhaling en voldoende pulsoxygenatie behoudt. Als er een reflex is, verhoog dan de afgifte van isofluraan om het niveau van de anesthesie te verdiepen en controleer vervolgens de reflex opnieuw. Observeer en controleer continu de ademhalingsfrequentie van het dier en pas de isofluraanafgifte dienovereenkomstig aan.
- Scheer het hoofdhaar of verwijder het haar met ontharingscrème (reinig de resterende crème met alcoholkussentjes).
- Breng oogzalf aan en reinig vervolgens de hoofdhuid aseptisch met drie passages jodium en alcohol voorafgaand aan de excisie met een schaar.
Figuur 3: Een afbeelding van het dier in het stereotactische frame, met de schedel bloot en alleen de elektroden van de tACS-stimulator op hun plaats (voorafgaand aan het plaatsen van het braamgat). Let op het bloeddrukapparaat rond de staart en de pulsoximeter op de poot, met de meting aan de linkerkant. Rond de neuskegel zitten opruimbuisjes voor de isofluraan. Afkorting: tACS = transcraniële wisselstroomstimulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
3. Chirurgische ingreep: het aanbrengen van de stimulerende elektroden en het maken van de braamgaten
- Voor een terminaal onderzoek verwijdert u de hoofdhuid met een chirurgische schaar en stelt u de schedel caudaal ~3 mm bloot van de lambdoïde hechting en ~3 mm frontaal ten opzichte van het bregma om een deel van de achterste frontale hechting bloot te leggen. Snijd de hoofdhuid pariëtaal weg om het eerste deel van de temporale spier aan beide zijden bloot te leggen (Figuur 3).
- Verwijder eventueel achtergebleven onderhuids bindweefsel zodat de schedel schoon en droog is voor het aanbrengen van de stimulerende elektroden.
- Breng geleidende gel of pasta aan op de zijkant van de elektroden die in contact komen met de schedel en zet de elektroden vast met chirurgische secondelijm rond de rand op intermitterende plaatsen.
NOTITIE: Zorg ervoor dat de geleidende gel de chirurgische secondelijm niet hindert om een betere hechting aan het schedeloppervlak mogelijk te maken. Het buitenoppervlak van de elektroden kan ook worden geïsoleerd (van de hoofdhuid als deze tijdens een overlevingsoperatie wordt gesloten) met behulp van chirurgische secondelijm. - Gebruik commerciële platte elektroden of maak interne elektroden met behulp van geïsoleerde draad met een diameter van 100 μm (gesoldeerd aan de plaat) en een flexibele, geïsoleerde (op één oppervlak) koperen plaat van 1 mm x 3 mm die is gesneden volgens de grootte van de schedel.
- Breng lidocaïnepasta aan op de temporale spier en hoofdhuid aan beide kanten zonder de elektroden te verstoren om de activering van de spier en perifere zenuw te verminderen.
- Zodra de extracraniële stimulerende elektroden 4 mm zijdelings aan elke kant van de schedel (tussen de bregma en lambda) zijn geplaatst, boort u twee braamgaten van 0,5 mm voor de glaselektroden 2 mm aan elke kant van de middellijn, 4 mm uit elkaar, loodrecht op de sagittale hechting (Figuur 1). Vul deze braamgaten met steriele minerale olie om te voorkomen dat er stroom van de extracraniale elektroden in de schedel komt.
- Indien gewenst voor een bepaald experiment om spreidingsdepressie te induceren (d.w.z. kaliumgeïnduceerde spreidingsdepressie [K+-SD]), voeg dan aan de rechterkant van de schedel een derde braamgat van 0,5 mm ~1,5 mm rostraal toe aan de coronale hechting en ~1 mm lateraal aan de achterste frontale hechtdraad. Vul dit maalgat met zoutoplossing voor latere toepassing van 1 M KCl om K+-SD te induceren.
- Test de impedantie van de extracraniële stimulerende elektroden, zowel voorafgaand aan het plaatsen van het maalgat (en vergeleken met dezelfde elektroden die in een zoutoplossing zijn geplaatst) als na het plaatsen van het maalgat om te controleren of de braamgaten de stroom naar de hersenen niet verstoren (d.w.z. zorg ervoor dat de weerstand ongewijzigd blijft).
NOTITIE: De impedantiemeting wordt rechtstreeks door het stimulerende apparaat geleverd. Over het algemeen hebben we geconstateerd dat de algehele systeemimpedantie (d.w.z. van de extracraniale elektroden over de schedel/hersenbaan, meestal ~ 3 KΩ) relatief constant is, ongeacht de braamgaten en glazen micro-elektroden, wat aangeeft dat er minimale stroomlekkage rechtstreeks in de hersenen is via de braamgaten. - Plaats de chronische transcraniële stimulatie-elektroden voor chronische stimulatie op een vergelijkbare manier. Isoleer in dit geval het buitenoppervlak van de elektroden, sluit de hoofdhuid en tunnel de geïsoleerde draden door de hoofdhuid of leid ze naar een vaste hoofdtrap die op de schedel is gemonteerd.
4. Fysiologische procedure
- Begin met de fysiologische aspecten van het experiment, zodra het dier volledig is voorbereid op het niet-overlevende, fysiologische experiment. Handhaaf het anesthesieniveau voldoende voor zowel spontane ademhaling als voldoende pols-, ademhalings- en polsniveaus.
- Meet de CBF die het gevolg is van de extracraniële stimulatie met een van de volgende twee methoden.
- Plaats de muis onder een laserspikkelbeeldvormingsapparaat met of zonder intracraniële opname-elektroden om het intracraniële elektrische veld tijdens stimulatie-episodes te meten (Figuur 3).
- Breng het dier over naar een fysiologisch preparaat voor de plaatsing van bilaterale laser-Doppler-sondes en intracraniële elektroden om het intracraniële elektrische veld te meten tijdens stimulatie-episodes (figuur 1).
5. Plaatsing van bilaterale laserdoppler- en glaselektroden
- Breng het dier over naar een microscooptafel voor de toepassing van bilaterale laser Doppler-sondes. Plaats de sondes op de bovenkant van het schedeloppervlak tussen de bilaterale braamgaten en de coronale hechting (Figuur 1).
- Vul getrokken glazen micro-elektroden (~0,1 μM, 2-6 MΩ impedantie) met 0,2 M NaCl en plaats ze met behulp van een micromanipulator in de twee braamgaten die lateraal op de sagittale hechting 3,14 zijn geplaatst (Figuur 1).
OPMERKING: Deze braamgaten bevinden zich tussen de twee symmetrische extracraniële stimulatie-elektroden (Figuur 1). - Eenmaal ingebracht in de hersenen, zorg ervoor dat deze glazen micro-elektroden zich ~1 mm binnen de hersenschors bevinden. Voer diepteprofielen uit op verschillende symmetrische dieptes. Vul de maalschijven opnieuw met steriele minerale olie om dit pad te isoleren voor stroom.
6. Stimulatieprocedure en meting van de intensiteit van de transcraniële wisselstroomstimulatie (tACS) of transcraniële gelijkstroomstimulatie (tDCS)
- Registreer continue gegevens van de dubbele laser Doppler-sondes op de schedel en de twee intracraniële micro-elektrode-uitgangen (opgenomen met behulp van een DC-versterker met hoofdtrappen) met behulp van een digitaliseringssysteem en software met ten minste vier kanalen (bij een bemonsteringsfrequentie van 1 KHz). Zodra alle waarden zijn geregistreerd gedurende een voldoende stabiele basislijnduur (d.w.z. >10 min), test u de extracraniële stimulatie.
OPMERKING: Figuur 4 toont een voorbeeld van de vier kanalen met de twee intracraniële opname-elektroden in de bovenste kanalen en de CBF-respons in de onderste kanalen. - Pas korte perioden van aan/uit-stimulatie toe op verschillende amplitudes (d.w.z. 20-30 s, 0.5-2.0 mA, binnen het aanvaardbare bereik) om een duidelijke basislijn voor en na stimulatie te verkrijgen (Figuur 4). Pas de stimulatie toe tussen de twee schedel tACS-elektroden aan weerszijden (Figuur 1) met behulp van een commercieel, menscompatibel stimulerend apparaat dat een constante stroom levert.
- Observeer de muis nauwlettend op spiertrekkingen of andere reacties op de tACS, zoals een verandering in de pols of ademhaling, om een bovengrens van verdraagbaarheid te creëren (meestal ~2 mA).
- Blijf de impedantie over de elektroden bewaken met stimulatie-epochs om ervoor te zorgen dat deze constant is.
- Voeg een kleine hoeveelheid (2-3 μL) van 1 M KCl toe aan het voorste braamgat14 om spontane K+-SD-gebeurtenissen te induceren. Deze genereren een grote CBF-respons en interacties tussen de K+-SD-geïnduceerde CBF-respons en de CBF-respons. Schat de tACS CBF-respons en pas de tACS-stimulatie zowel voor als na het optreden van de SD toe.
- Voer aan het einde van het experiment euthanasie uit door middel van een overdosis isofluraan (5%) en onthoofd vervolgens zodra de ademhaling en hartslag zijn gestopt.
Figuur 4: Gegevens met vier kanalen van ruwe gegevens als reactie op tACS met lage intensiteit. De gegevens zijn gerangschikt met de bovenste twee rijen als de intracraniële, directe DC elektrische opnames (gelabeld als ingang 1 [IN0] en ingang 2 [IN1]) en de onderste twee rijen als de bilaterale laser Doppler-opnames van de cerebrale bloedstroom. Merk op dat de reacties asymmetrisch zijn tussen de rechter (bovenste) en linker (onderste) elektrische en cerebrale bloedstroomsporen. (A) Een kleine respons (16% toename van de bloedstroom) als reactie op een stimulus van 1,2 mV/mm 20 s (0,75 mA). (B) Een grotere respons (21% toename van de bloedstroom) als reactie op een stimulus van 1,4 mV/mm (1,0 mA). Afkorting: tACS = transcraniële wisselstroomstimulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
7. Berekening van het elektrisch veld
- Meet het verschil in de output van de twee intracraniële elektroden met behulp van het verschil in de halve golf (één cyclus) van de twee geregistreerde sinusgolven (de bovenste twee sporen in figuur 4). Deel dit verschil (mV) door de afstand tussen de twee elektroden (mm, hier ~4 mm maar telkens direct gemeten) om tot de veldsterkte (mV/mm) te komen3,6.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Representatieve resultaten worden weergegeven in Figuur 4, Figuur 5 en Figuur 6. Figuur 4 toont een voorbeeld van de vier kanalen met de twee intracraniële opname-elektroden op de bovenste kanalen en de CBF-responsen op de onderste kanalen. De tACS is symmetrisch over de schedel, maar over het algemeen is de intracraniale veldrespons enigszins asymmetrisch voor toegepaste AC-stromen, waarbij de ene kant...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Dit protocol richt zich op de in vivo, verdoofde meting van de CBF-respons als biomarker om de hersenrespons op tES14 te schatten. Biomarkers op langere termijn van de tES-respons omvatten histologische behandelingseffecten, zoals het voorkomen van of veranderingen in de vorming van amyloïde plaques (d.w.z. met gammastimulatie bij 40 Hz in verschillende AD-modellen)16,17,18,19,<...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Dankbetuigingen
Deze studie werd ondersteund door de volgende subsidies (aan D.A.T.): NIA RO1 AG074999, NIA R21AG051103, VA I21RX002223 en VA I21 BX003023.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Alcohol pads | HenryShein | 112-6131 | |
| Baby mineral oil | Johnson & Johnson | ||
| BD 1 mL syringe | Becton Dikinson | REF 305699 | |
| C3 Flat Surface Electrodes | Neuronexus | ||
| C57BI mice | van NIH kolonies | ||
| Copper skull electrods | In house preparation | ||
| Digidata 1440, Clampex | Axon Instruments | ||
| Dumont #5 forceps | FST | #5 | |
| Dumont #7 forceps curved | Dumont | RS-5047 | |
| Eye ointment | Major | LubiFresh P.M. NDC-0904-6488-38 | |
| Flaming/Brown micropipette puller | Sutter instrument Co. | Model P-87 | |
| Forceps 11.5 cm slight curve gekarteld | Roboz | RS-8254 | |
| Intramedic needle 23 G | Becton Dikinson | REF 427565 | |
| KCl 1 M | In house preparation | ||
| Laser Doppler Probes | Moor Instruments | 0,46 mm laser doppler probes | |
| Laser Speckle Imaging Device | RWD | RFLSI-ZW | |
| Micro curette 13 cm | FST | 10080-05 | |
| Micro Dissecting Scissors, 11.5 cm | Roboz | RS-5914 | |
| Mouse anesthesia fixation | Stoelting | ||
| Neuroconn-DS | Neurocare | DC-Stimulator Plus | |
| PhysioSuite Monitoring | Kent Scientific | ||
| Q-tips | Fisherbrand | 22363167 | |
| Saline 0,9% NaCl solution | Baxter | 281322 | |
| Sensicam QE | PCO Instruments | ||
| Software | Axon Instruments Clampex | ||
| Surgical glue | Covetrus | 31477 | |
| Surgical tape | 3M Transpore | T9784 |
Referenties
- Bestmann, S., Walsh, V. Transcranial electrical stimulation. Current Biology. 27 (23), R1258-R1262 (2017).
- Bikson, M., et al. Rigor and reproducibility in research with transcranial electrical stimulation: An NIMH-sponsored workshop. Brain Stimulation. 11 (3), 465-480 (2018).
- Turner, D. A., Degan, S., Galeffi, F., Schmidt, S., Peterchev, A. V. Rapid, dose-dependent enhancement of cerebral blood flow by transcranial AC stimulation in mouse. Brain Stimulation. 14 (1), 80-87 (2020).
- Shah, S., Chhatbar, P. Y., Feld, J. A., Feng, W. Integrating tDCS into routine inpatient rehabilitation practice to boost post-stroke recovery. Brain Stimulation. 13 (4), 953-954 (2020).
- Voroslakos, M., et al. Direct effects of transcranial electric stimulation on brain circuits in rats and humans. Nature Communications. 9 (1), 483(2018).
- Alekseichuk, I., Mantell, K., Shirinpour, S., Opitz, A. Comparative modeling of transcranial magnetic and electric stimulation in mouse, monkey, and human. Neuroimage. 194, 136-148 (2019).
- Tavakoli, A. V., Yun, K. Transcranial alternating current stimulation (tACS) mechanisms and protocols. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 214(2017).
- Yavari, F., Jamil, A., Mosayebi Samani, M., Vidor, L. P., Nitsche, M. A. Basic and functional effects of transcranial electrical stimulation (tES)-An introduction. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 85, 81-92 (2018).
- Wachter, D., et al. Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat. Experimental Neurology. 227 (2), 322-327 (2011).
- Han, C. H., et al. Hemodynamic responses in rat brain during transcranial direct current stimulation: A functional near-infrared spectroscopy study. Biomedical Optics Express. 5 (6), 1812-1821 (2014).
- Ayata, C., Lauritzen, M. Spreading depression, spreading depolarizations, and the cerebral vasculature. Physiological Reviews. 95 (3), 953-993 (2015).
- Berenyi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsaki, G. Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation. Science. 337 (6095), 735-737 (2012).
- Hoang, K. B., Cassar, I. R., Grill, W. M., Turner, D. A. Biomarkers and stimulation algorithms for adaptive brain stimulation. Frontiers in Neuroscience. 11, 564(2017).
- Turner, D., A, D. S., Hoffmann, U., Galleffi, F., Colton, C. A. CVN-AD Alzheimer's mice show premature reduction in neurovascular coupling in response to spreading depression and anoxia compared to aged controls. Alzheimer's and Dementia. 17 (7), 1109-1120 (2021).
- Colton, C. A., et al. mNos2 deletion and human NOS2 replacement in Alzheimer disease models. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 73 (8), 752-769 (2014).
- Castano-Prat, P., et al. Altered slow (<1 Hz) and fast (beta and gamma) neocortical oscillations in the 3xTg-AD mouse model of Alzheimer's disease under anesthesia. Neurobiology of Aging. 79, 142-151 (2019).
- Etter, G., et al. Optogenetic gamma stimulation rescues memory impairments in an Alzheimer's disease mouse model. Nature Communications. 10 (1), 5322(2019).
- Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
- Martorell, A. J., et al. Multi-sensory gamma stimulation ameliorates Alzheimer's-associated pathology and improves cognition. Cell. 177 (2), 256-271 (2019).
- Dawson, J., et al. Vagus nerve stimulation paired with rehabilitation for upper limb motor function after ischaemic stroke (VNS-REHAB): A randomised, blinded, pivotal, device trial. Lancet. 397 (10284), 1545-1553 (2021).
- Hacker, M. L., et al. Deep brain stimulation in early-stage Parkinson disease: Five-year outcomes. Neurology. 95 (4), e393-e401 (2020).
- Duun-Henriksen, J., et al. A new era in electroencephalographic monitoring? Subscalp devices for ultra-long-term recordings. Epilepsia. 61 (9), 1805-1817 (2020).
- Haneef, Z., et al. Sub-scalp electroencephalography: A next-generation technique to study human neurophysiology. Clinical Neurophysiology. 141, 77-87 (2022).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
