Methodenartikel

Inductie van lumbale discusdegeneratie bij konijnen via een transabdominale benadering

857 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65409

⸱

6 oktober 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Xingtai General Hospital of North China Medical Health Group, 2Orthopaedic Research Institute of Xingtai, 3Medical School, Faculty of Medicine, The University of Queensland, 4School of Chemical Engineering, The University of Queensland, 5Department of Spine Surgery, The Third Hospital of Hebei Medical University

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we een chirurgisch protocol met behulp van naaldpunctie om lumbale schijfdegeneratie bij konijnen vast te stellen via een transabdominale benadering. Radiologische controles en histologische analyses werden gebruikt om de succesvolle vaststelling van lumbale schijfdegeneratie te bevestigen.

Samenvatting

Lage rugpijn is een veel voorkomend medisch probleem bij bevolkingsgroepen over de hele wereld. Een van de belangrijkste oorzaken van lage rugpijn is degeneratie van de tussenwervelschijf (IVD). Een ideaal diermodel van IVD-degeneratie is essentieel om de pathofysiologie van lage rugpijn te bestuderen en mogelijke therapeutische strategieën te onderzoeken. Konijnenmodellen zijn betrouwbare, economische en gemakkelijk op te zetten diermodellen. De retroperitoneale benadering is veel gebruikt om IVD-degeneratie bij konijnenmodellen te induceren. Er zijn echter complicaties gemeld die verband houden met deze techniek, zoals de avulsie van segmentale slagaders en zenuwwortelbeschadiging. In dit artikel willen we een chirurgisch protocol laten zien met behulp van naaldpunctie om lumbale discusdegeneratie bij konijnen vast te stellen via een transabdominale benadering. Bijgevolg gaven radiologische controles en histologische analyses aan dat lumbale schijfdegeneratie met succes werd vastgesteld bij konijnen. Dit chirurgische protocol presenteert de precieze locatie van doelschijven en de hoge reproduceerbaarheid van IVD-degeneratiemodellen met minder complicaties.

Inleiding

Lage rugpijn (LBP) is wereldwijd de belangrijkste oorzaak van invaliditeit1. Degeneratie van de tussenwervelschijf (IVD) (IVDD) is een van de belangrijkste oorzaken van LBP 2,3,4. IVDD is een complex en onvolledig begrepen multifactorieel proces dat kan worden versneld door verschillende omgevings- en biologische factoren 5,6,7. De pathologische veranderingen van IVDD worden gekenmerkt door een ongeorganiseerde IVD-structuur, een verminderd watergehalte in de nucleus pulposus en degradatie van de omringende extracellulaire matrix 8,9. IVDD-diermodellen zijn belangrijk voor IVD-gerelateerde studies 9,10,11.

Tot nu toe zijn er verschillende IVDD-diermodellen opgesteld om de progressie van IVDD bij mensen na te bootsen. Grote dieren, zoals runderen, schapen, geiten, honden en primaten, delen enkele overeenkomsten met mensen in termen van schijfgrootte en de cellulaire samenstelling van de gedegenereerde schijf (de afwezigheid van notochordale cellen, zoals schapen en geiten)12. Deze grote modellen worden echter niet vaak gebruikt vanwege de hoge kosten, de lange experimentele periode, de slechte reproduceerbaarheid en de meer gecompliceerde vaardigheden die nodig zijn om degeneratie in deze modellen vast te stellen13. Daarentegen worden modellen van kleine dieren, zoals ratten, muizen en konijnen, veel gebruikt in IVD-gerelateerde onderzoeken omdat ze gemakkelijker te opereren, kosteneffectief en betrouwbaar zijn10. De schijfgrootte bij een konijn is groter dan bij een muis of rat, en dus is er meer schijfruimte voor manipulatie bij konijnen. Bovendien hebben konijnen een hoge mate van homologie met menselijke IVD's, vanwege de vergelijkbare spinale anatomische structuur (facetgewrichten, paravertebrale spieren en ligamenten)14,15. Daarom zijn konijnen geschikter dan andere kleine dieren voor het opzetten van IVDD-modellen.

IVDD-diermodellen omvatten mechanische modellen (compressie, instabiliteit), structurele modellen (letsel, chemisch middel) en diermodellen van spontane degeneratie16. IVDD-modellen bij konijnen worden meestal gemaakt door letsel te veroorzaken met behulp van twee verschillende chirurgische benaderingen: de transabdominale benadering17en de retroperitoneale benadering18. De retroperitoneale benadering van het doorboren van de doel-IVD's met een naald wordt veel gebruikt, maar deze benadering kan veel complicaties veroorzaken, zoals de avulsie van segmentale slagaders en zenuwwortelbeschadiging18,19. Hier rapporteren we een IVDD-model voor konijnen dat wordt geïnduceerd door IVD's met naalden te doorboren via een transabdominale benadering, met als doel een gemakkelijke en reproduceerbare methode te bieden voor het vaststellen van IVDD bij konijnen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het experimentele protocol is goedgekeurd door het Animal Care and Use Committee van het Xingtai General Hospital van North China Medical Health Group (goedkeuringsnummer: ZCKT-2021-0009). In deze studie werden gezonde, volwassen Nieuw-Zeelandse witte konijnen gebruikt (vrouwtje, 1 jaar, 3-5 kg).

1. Preoperatieve voorbereiding

  1. Vast de konijnen en ontneem ze 6-8 uur water voordat ze onder algehele narcose gaan.
  2. Weeg het konijn.
  3. Veeg het oor af met 70% ethanol met behulp van een gaasspons.
  4. Breng lokale verdovende crème aan op de oren.
  5. Oefen druk uit rond de basis van het oor om de marginale oorader uit te zetten.
  6. Verdoof de konijnen met midazolam (1-2 mg/kg) door injectie in de marginale oorader20.
  7. Dien de inhalatie-anesthesie toe met een masker. Stel het zuurstofgehalte in op 1 l/min en de isofluraanconcentratie op 4%-5% om anesthesie op te wekken.
    OPMERKING: Om de diepte van de anesthesie te beoordelen, trekt u de achterpoot van het dier recht naar buiten en knijpt u hard in de voet met duim en wijsvinger. Dieren mogen niet worden geopereerd totdat de ontwenningsreflex is afgenomen21.
  8. Houd de isofluraanconcentratie op 2,5%-3,5% (afhankelijk van het gewicht van het konijn).

2. Intra-operatieve procedures

  1. Autoclaveer het chirurgische gereedschap (vaatklem/tang, weefselschaar, steekschaar, scalpelhandvat, #22 scalpelmes, dubbelzijdig handoprolmechanisme, steriel gaasje, 3-0 resorbeerbare hechtdraad, 4-0 niet-resorbeerbare gevlochten hechtdraad, naaldhouder, pindagaasje [een handgemaakt bolvormig gaasje], spuit van 5 ml, spuit van 1 ml, naald van 16 g, naald van 26 g, stop met een diepte van 5 mm) voordat u verder gaat met de chirurgische ingreep.
  2. Steriliseer de operatietafel met 75% alcohol.
  3. Scheer met een elektrisch scheerapparaat en ontharingspasta het gebied dat is gedefinieerd van de laagste rib tot het niveau van de darmbeenkam aan de buikzijde van het konijn.
    OPMERKING: Vermijd beschadiging van de tepels.
  4. Plaats het konijn in rugligging op de operatietafel en zet de ledematen vast.
  5. Neem de lijn van de bekkenkam aan beide zijden als middelpunt en teken de lijn 2 cm boven en onder als de oriëntatiepunten voor de plaats van de chirurgische incisie. Markeer deze herkenningspunten met een steriele pen.
  6. Desinfecteer de huid twee keer met een povidon-jodiumoplossing. Plaats een steriel vierkant laken over de operatieplaats en een groot vierkant laken om de operatietafel te bedekken. Zorg voor een strikte aseptische omgeving gedurende de gehele procedure.
  7. Injecteer 2 ml 2% lidocaïne subcutaan vóór de chirurgische incisie om postoperatieve pijn te verlichten.
  8. Maak de incisie langs de oriëntatiepunten met behulp van een #22 scalpelmes en scheid botweg de fascia, spier en buikwand met behulp van een gebogen tang en een weefselschaar.
  9. Ga de peritoneale holte binnen totdat de blaas te zien is. Gebruik het dubbelzijdige handoprolmechanisme om de blaas en andere darmholteorganen voorzichtig naar links te trekken. Zoek vervolgens de vertakking van de iliacale ader en neem dit als het markeringspunt voor de L5-6-schijf eronder.
    OPMERKING: Let erop dat u geen buikorganen verwondt, vooral de darmen.
  10. Gebruik een vinger om de abdominale aorta aan te raken die aan de rechterkant van de wervelkolom pulseert en trek de bloedvaten en organen naar links.
  11. Na het manipuleren van de uitstekende schijf (L5-6), snijdt u het achterste peritoneum in en gebruikt u vervolgens het pindagaasje om het voorwervelspierweefsel stomp te ontleden.
  12. Om het juiste niveau van de doelschijf en de richting van de naald te bevestigen, gebruikt u een naald van 26 G om de wervels naast de doelschijf te doorboren en controleert u dit onder begeleiding van een C-boog.
  13. Nadat u de doelschijf hebt gevonden, plaatst u de 16 G-naaldpunt evenwijdig aan zowel de bovenste als de onderste kraakbeeneindplaten. Gebruik vervolgens de naaldpunt om het IVD-midden te doorboren tot een diepte van 5 mm (met behulp van een stop) en houd deze 30 s vast.
    NOTITIE: Maak een lumbale anteroposterieure en laterale röntgenfoto om te controleren of de positie van de naaldpunt zich in het midden van de IVD bevindt en de richting van de naaldpunt evenwijdig is aan respectievelijk de bovenste en onderste eindplaten.
  14. Herhaal dezelfde procedure voor de volgende L6-7 schijf.
  15. Gebruik warme zoutoplossing om de buikholte te irrigeren en bloedingen te controleren voordat u de incisie sluit.
  16. Zorg voor een gelaagde sluiting. Gebruik 3-0 synthetische resorbeerbare hechtingen om de fasciale laag continu te sluiten. Hecht de huid over de volledige dikte met behulp van 4-0 niet-resorbeerbare gevlochten hechtingen.
  17. Zet de verdamper uit en stop de narcose. Houd het konijn constant in de gaten in een metabolische kooi totdat het normaal kan bewegen.

3. Postoperatieve behandeling

  1. Injecteer ceftriaxon-natrium (25 mg/kg) intramusculair onmiddellijk na de operatie.
  2. Laat dieren vrij bewegen en eten. Blijf letten op tekenen van neurologische complicaties, zoals verlamming van de benen, problemen met plassen en ontlasting, of complicaties van het spijsverteringsstelsel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De transabdominale benadering is in onze vorige studie gevalideerd om IVDD-konijnenmodellen te creëren22. Röntgenfoto's en magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) werden uitgevoerd in de4e, 12een 16eweek na de operatie. Röntgenfoto's toonden aan dat de hoogte van IVD L5-6 en L6-7 geleidelijk afnam gedurende 16 weken na de prikoperatie (Figuur 1A). De DHI van de naaldpunctiegroep nam af in de4e

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De cruciale stappen in dit protocol zijn de bescherming van de buikorganen, de identificatie van de doelschijven en de positie en richting van de naald. De L5-6 IVD bevindt zich net onder de vertakking van de iliacale ader en de L6-7 IVD wordt geïdentificeerd op basis van de positie evenwijdig aan de darmbeenkam. Deze twee markers maken een nauwkeurige positionering van de tussenwervelschijf mogelijk en verbeteren de nauwkeurigheid en herhaalbaarheid van de operatie - wat een van de bela...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen tegenstrijdige belangen of relaties die tot conflicten kunnen leiden.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door de Natural Science Foundation van de provincie Hebei (nr. H2021108006).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#22 scalpel bladeHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AA6468None
16-G needle, 26-G needleZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.305111None
3-0 absorbable sutureHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.V500431None
4-0 non-absorbable braided sutureHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.R413None
5 mL syringe, 1 mL syringeZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.301942None
Double-ended handheld retractorHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.60002066None
Midazolam Yichang Humanwell Pharmaceutical Co., Ltd.M-908CASNone
Needle holderHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505336None
Peanut gauzeIn-houseNoneHand-made ball-shaped gauze
RabbitTonghui ulture Limited Liability Company SCXK2016--002None
Scalpel handleHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5100678None
StopperIn-houseNoneDepth of 5 mm 
Tissue scissorsHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505422None
VaporizerApollo Management L.P.BW-AM503None
Vessel clamp/forcepsHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5102194None

Referenties

  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. The Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Simon, J., McAuliffe, M., Shamim, F., Vuong, N., Tahaei, A. Discogenic low back pain. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (2), 305-317 (2014).
  3. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Annals of the Rheumatic Diseases. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  4. Yang, S., Zhang, F., Ma, J., Ding, W. Intervertebral disc ageing and degeneration: The antiapoptotic effect of oestrogen. Ageing Research Reviews. 57, 100978(2020).
  5. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. BioMed Research International. 2016, 5952165(2016).
  6. Li, Z., Gao, X., Ding, W., Li, R., Yang, S. Asymmetric distribution of Modic changes in patients with lumbar disc herniation. European Spine Journal. 32 (5), 1741-1750 (2023).
  7. Huo, Y., et al. Incidence and risk factors of lumbar plexus injury in patients undergoing oblique lumbar interbody fusion surgery. European Spine Journal. 32 (1), 336-344 (2023).
  8. Urban, J. P., Roberts, S. Degeneration of the intervertebral disc. Arthritis Research & Therapy. 5 (3), 120-130 (2003).
  9. Adams, M. A., Roughley, P. J. What is intervertebral disc degeneration, and what causes it. Spine (Phila Pa 1976). 31 (18), 2151-2161 (2006).
  10. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. The Spine Journal. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  11. Mern, D. S., Walsen, T., Beierfuß, A., Thomé, C. Animal models of regenerative medicine for biological treatment approaches of degenerative disc diseases. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N. J.). 246 (4), 483-512 (2021).
  12. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. European Spine Journal. 17 (1), 2-19 (2008).
  13. Qian, J., et al. Selection of the optimal puncture needle for induction of a rat intervertebral disc degeneration model. Pain Physician. 22 (4), 353-360 (2019).
  14. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  15. Wang, Y., et al. Puncture intervertebral disc degeneration model: A standard on rabbit. Journal of Hard Tissue Biology. 29 (4), 223-230 (2020).
  16. Lotz, J. C. Animal models of intervertebral disc degeneration: lessons learned. Spine (Phila Pa 1976). 29 (23), 2742-2750 (2004).
  17. Lei, T., et al. A novel approach for the annulus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. American Journal of Translational Research. 9 (3), 900-909 (2017).
  18. Moss, I. L., et al. Retroperitoneal approach to the intervertebral disc for the annular puncture model of intervertebral disc degeneration in the rabbit. The Spine Journal. 13 (3), 229-234 (2013).
  19. Zhang, Y., et al. Allogeneic articular chondrocyte transplantation downregulates interleukin 8 gene expression in the degenerating rabbit intervertebral disk in vivo. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 94 (7), 530-538 (2015).
  20. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Animal (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  21. Greenfield, E. A. Administering anesthesia to rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2018 (9), (2018).
  22. Yang, K., et al. Comparisons between needle puncture and chondroitinase ABC to induce intervertebral disc degeneration in rabbits. European Spine Journal. 31 (10), 2788-2800 (2022).
  23. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  24. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 26 (17), 1873-1878 (2001).
  25. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine. (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Degeneratie van de intervertebrale schijfkonijnmodelnaaldpunctielage rugpijndiermodelhistologische analyseradiologische beoordelingchirurgisch protocol
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen