Methodenartikel

Differentiatie en karakterisering van osteoclasten van door de mens geïnduceerde pluripotente stamcellen

DOI:

10.3791/66527

⸱

22 maart 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, Department of Medicine, University of Washington, 2Department of Orthopedics and Trauma Surgery, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol presenteert de differentiatie van humane osteoclasten van geïnduceerde pluripotente stamcellen (iPSC's) en beschrijft methoden voor de karakterisering van osteoclasten en osteoclastprecursoren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft de voortplanting en passaging van humane iPSC's en hun differentiatie in osteoclasten. Eerst worden iPSC's gedissocieerd in een eencellige suspensie voor verder gebruik bij embryoïde lichaamsinductie. Na mesodermale inductie ondergaan embryoïde lichamen hematopoëtische differentiatie, waardoor een drijvende hematopoëtische celpopulatie ontstaat. Vervolgens ondergaan de geoogste hematopoëtische cellen een macrofaagkolonie-stimulerende factorrijpingsstap en ten slotte osteoclastdifferentiatie. Na osteoclastdifferentiatie worden osteoclasten gekenmerkt door kleuring voor TRAP in combinatie met een methylgroene nucleaire kleuring. Osteoclasten worden waargenomen als meerkernige, TRAP+ polykaryonen. Hun identificatie kan verder worden ondersteund door Cathepsine K-kleuring. Bot- en mineraalresorptietesten maken functionele karakterisering mogelijk, waardoor de identiteit van bonafide osteoclasten wordt bevestigd. Dit protocol demonstreert een robuuste en veelzijdige methode om menselijke osteoclasten te onderscheiden van iPSC's en maakt een gemakkelijke toepassing mogelijk in toepassingen die grote hoeveelheden functionele menselijke osteoclasten vereisen. Toepassingen op het gebied van botonderzoek, kankeronderzoek, weefselmanipulatie en endoprotheseonderzoek kunnen worden overwogen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Osteoclasten (OC's) zijn hematopoëtische 1,2, veelzijdige celtypen die vaak worden gebruikt door onderzoekers op gebieden zoals onderzoek naar botziekten 3,4, kankeronderzoek 5,6, weefselmanipulatie 7,8 en endoprotheseonderzoek 9,10. Niettemin kan differentiatie van OC een uitdaging zijn, aangezien fusie van mononucleaire precursoren tot meerkernige OC's noodzakelijk is om functionele OC's te creëren11. Verschillende biologische factoren, zoals receptoractivator van NF-KB-ligand (RANKL) en macrofaagkoloniestimulerende factor (M-CSF), zijn nodig voor OC-differentiatie. Van M-CSF is gemeld dat het een positief effect heeft op celproliferatie, celoverleving en RANK-expressie 12,13,14. Aan de andere kant bindt RANKL zich aan RANK, dat stroomafwaartse signaalcascades activeert die osteoclastogenese induceren. Activering wordt gemedieerd via TNF-receptor-geassocieerde factor 6 (TRAF6), wat leidt tot de afbraak van de nucleaire factor van kappa light polypeptide genversterker in B-celremmer, alfa (IκB-α), een bindend eiwit dat NF-kB-dimerenbindt 16,17. Vandaar dat bij de afbraak van IκB-α NF-kB-dimeren vrijkomen, die vervolgens in de kern worden verplaatst en de expressie van de transcriptiefactoren c-Fos en Nuclear Factor of Activated T-Cells 1 (NFATc1) induceren. Dit activeert op zijn beurt de transcriptie van een groot aantal OC-differentiatie-gerelateerde eiwitten15,18. Opgereguleerde eiwitten zoals DC-Stamp en Atp6v0d2 mediëren cel-celfusie van OC-precursoren, wat leidt tot syncytiumvorming 19,20,21.

Met betrekking tot menselijke primaire cellen zijn CD34+ en CD14+ PBMC's momenteel de meest gebruikte celtypen voor differentiatie in OC's22. Deze aanpak wordt echter beperkt door de heterogeniteit binnen de CD34+- populatie van geoogste cellen van donoren23 en hun beperkte uitbreidbaarheid. Menselijke iPSC's vormen een alternatieve bron voor OC's. Omdat ze onbeperkt kunnen worden vermeerderd24, maken ze uitbreidbaarheid en opschaling van de OC-productie mogelijk. Dit maakt het mogelijk om grote aantallen OC's te differentiëren, wat OC-onderzoek vergemakkelijkt.

Er zijn verschillende protocollen gepubliceerd voor de differentiatie van iPSC's in OC's 25,26,27. Het hele differentiatieproces kan worden onderverdeeld in een iPSC-propagatiegedeelte, een mesodermale en hematopoëtische differentiatie-deel en OC-differentiatie. Propagatie van iPSC's vóór het differentiatieproces maakt het mogelijk om de OC-productie op te schalen voorafgaand aan de differentiatie. Er bestaan verschillende benaderingen met betrekking tot mesodermale en hematopoëtische differentiatie. Traditioneel wordt de vorming van embryoïde lichamen (EB) gebruikt om hematopoëtische cellen te differentiëren, maar op monolagen gebaseerde benaderingen vertegenwoordigen een andere hematopoëtische differentiatiestrategie waarvoor geen EB-inductie nodig is. Desalniettemin lijken op monolagen gebaseerde systemen verdere optimalisatie te vereisen, aangezien wij en anderen hebben vastgesteld dat EB-gebaseerde benaderingen robuuster zijn voor de differentiatie van OC's.

Hier beschrijven we de differentiatie van OC's van menselijke iPSC's met behulp van een EB-gebaseerd protocol. Dit protocol is aangepast van Rössler et al.26 en aangepast om de robuustheid te vergroten en cryopreservatie tijdens het differentiatieproces mogelijk te maken. Eerst oogstten we hematopoëtische cellen slechts één keer na 10 dagen differentiatie. Hematopoëtische cellen werden vervolgens gecryopreserveerd om meer flexibiliteit tijdens het differentiatieproces mogelijk te maken. Daarnaast verhoogden we de kiemdichtheid van de hematopoëtische cellen van 1 x 105 naar 2 x 105 cellen/cm2 voor OC-differentiatie. Er werd gebruik gemaakt van een recenter humaan iPSC-serumvrij medium (hiPSC-SFM, zie Materiaaltabel) en de putjes werden gecoat met 200-300 μg/ml van een basaalmembraanextract (zie Materiaaltabel) in plaats van 0,1% gelatine. Penicilline/streptomycine werd niet aan de media toegevoegd.

Het protocol van Rössler et al.26 was oorspronkelijk aangepast van een iPSC naar een macrofaagdifferentiatieprotocol28 dat EB-vorming gebruikt voor hematopoëtische differentiatie. Hoewel EB-vorming al langere tijd door onderzoekers wordt gebruikt voor hematopoëtische differentiatie29,30, zijn er in de literatuur verschillende methoden van EB-inductie beschreven, zoals spontane aggregatie, centrifugatie in een putplaat met ronde bodem, hangende druppelcultuur, bioreactorcultuur, conische buiscultuur, langzaam draaiend lateraal vat en micromold-gelcultuur31. Dit protocol maakt gebruik van centrifugatie van gedissocieerde iPSC's in een putplaat met ronde bodem om afzonderlijke iPSC-cellen dicht bij elkaar te brengen en bolvorming (EB) mogelijk te maken, zoals hieronder beschreven.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

OPMERKING: Alle reagentia die in dit protocol worden gebruikt, zijn te vinden in de materiaaltabel. Tenzij anders aangegeven, werden alle media voor gebruik vooraf in evenwicht gebracht tot 37 °C. Alle centrifugatiestappen worden uitgevoerd bij 37 °C en met behulp van de langzaamste acceleratie-/vertragingsmodus. Tenzij anders aangegeven, wordt het supernatans altijd verwijderd met behulp van Pasteur glazen pipetten voor eenmalig gebruik.

1. Ontdooien en vermeerderen van humane iPSC's

  1. Een dag voor het ontdooien van iPSC's, smeer een putje van een plaat met 6 putjes in met 1 ml van een basaal membraanextract in een concentratie van 200-300 μg/ml. Plaats de putplaat een nacht op 4 °C.
  2. Ontdooi de volgende dag en breng de cellen over in een buisje van 15 ml met behulp van een P1000-pipet. Voeg druppelsgewijs 5-7 ml DMEM/F-12 toe met 15 mM HEPES.
  3. Centrifugeer de cellen gedurende 5 minuten bij 300 x g . Verwijder de cellen voorzichtig uit de centrifuge en zorg ervoor dat u de celpellet niet verstoort.
  4. Verwijder het supernatans voorzichtig met een pasteur-glaspipet en resuspendeer de cellen in 1 ml hiPSC-serumvrij medium (hiPSC-SFM met 10 μM rhokinase (ROCK)-remmer Y-27632) met behulp van P1000 met brede boringspunten.
  5. Zuig het basale membraanextract van de vorige dag op uit het putje dat is gecoat (stap 1.1) en breng 1 ml hiPSC-SFM met 10 μM Y-27632 over in het putje. Voeg geresuspendeerde iPSC's toe aan het putje om een uiteindelijk volume van 2 ml per putje te bereiken.
  6. Draai de plaat om de iPSC-aggregaten gelijkmatig te verdelen voordat u deze in een incubator plaatst bij 37 °C en 5% CO2 .
  7. Voer om de dag volledige mediumveranderingen uit met hiPSC-SFM (zonder toevoeging van ROCK-remmer Y-27632). iPSC's bereiken meestal 70-80% confluentie na 3-4 dagen voortplanting.

2. iPSC's passeren

  1. Een dag voordat u iPSC's passeert, smeer u de putjes van een plaat met 6 putjes in met een basaalmembraanextract in een concentratie van 200-300 μg/ml. Zet de putplaat een nacht op 4 °C.
    OPMERKING: Bevestig dat de cellen ongeveer 70-80% confluentie hebben bereikt. Zorg ervoor dat iPSC's niet overconfluent worden (meer dan 80% confluency), omdat dit spontane differentiatie bevordert.
  2. Begin met het passeren van iPSC's door gedifferentieerde regio's of regio's met veel dode iPSC-aggregaten onder de stereomicroscoop te verwijderen met behulp van pipetpunten van 10 μl of 20 μl of een celschraper. Gedifferentieerde gebieden zullen dichter of witter van kleur lijken.
    OPMERKING: Afgeschraapte celaggregaten kunnen zich nog steeds gedeeltelijk aan de bodem van de put hechten.
  3. Was de bodem van de put meerdere keren met een P1000-pipet met brede boring om eventuele aggregaten te verwijderen die nog gedeeltelijk aan de bodem van de put vastzitten.
  4. Gooi het gebruikte medium weg waarin de iPSC's zijn gekweekt en dat de losse iPSC-aggregaten bevat. Herhaal de wasstap nog twee keer met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
  5. Voeg vervolgens 1 ml 5 E/ml Dispase per putje toe. Randen van de iPSC-kolonies zullen loskomen van de putplaat, wat na 3-5 minuten incubatie bij kamertemperatuur onder de stereomicroscoop kan worden waargenomen.
  6. Verwijder Dispase voorzichtig om te voorkomen dat licht losgeraakte aggregaten losraken en voeg 1 ml DMEM/F-12 toe met 15 mM HEPES. Gebruik een wegwerpcelheffer om de aggregaten in kleine maten te snijden. De consistentie van iPSC-aggregaatgroottes kan worden verbeterd met een hulpmiddel voor het passeren van stamcellen.
  7. Spoel de gesneden iPSC-aggregaten af met het medium in het putje en breng het medium met aggregaten over in een conische buis van 15 ml met behulp van een serologische pipet van 5 ml of P1000 met een brede diameter.
  8. Spoel het putje af met DMEM/F-12 en breng het medium over naar de 15 ml buis met de iPSC-aggregaten.
  9. Centrifugeer de gesneden iPSC-aggregaten op 200 x g gedurende 3 minuten. Verwijder het supernatans met een pasteurglazen pipet en voeg 2 ml hiPSC-SFM toe om de iPSC's los te maken en te resuspenderen met een serologische pipet van 5 ml of P1000 met brede boringspunten.
  10. Zuig het overgebleven basale membraanextract van de voorgecoate putplaat(en) op en voeg 1 ml hiPSC-SFM toe aan elk putje van de plaat met 6 putjes.
  11. Breng iPSC's over in nieuwe putjes van een plaat met 6 putjes, zodat het uiteindelijke volume 2 ml hiPSC-SFM per putje is met behulp van een P1000 met brede boringen. Afhankelijk van de iPSC-lijn moeten split-ratio's worden geoptimaliseerd. Hier werd een splitverhouding van 1:6 gebruikt.
  12. Controleer de put onder de stereomicroscoop op drijvende aggregaten en de grootte van het aggregaat. Idealiter zou de aggregaatgrootte tussen 50-200 μm moeten liggen.
  13. Draai de putplaat rond om de cellen gelijkmatig over de plaat te verdelen nadat de aggregaten zijn overgebracht en incubeer bij 37 °C bij 5% CO2 tot 70-80% confluentie.

3. iPSC's terugvriezen

  1. Om iPSC-cellen terug te bevriezen, passeert u cellen zoals hierboven beschreven (zie protocolstap "2. Passaging van iPSC's"). Nadat de cellen in kolonies zijn gesneden en van de bodem van de put zijn afgewassen (stap 2.10), centrifugeert u de gesneden aggregaten gedurende 3 minuten op 200 x g . Aspireer de supernatant.
  2. Voeg 1 ml serumvrij cryopreservatiemedium per putje van een plaat met 6 putjes toe aan de buis van 15 ml en resuspendeer de gesneden aggregaten met een P1000 met een brede boring.
  3. Breng cellen over in vooraf gelabelde cryobuizen. Sluit de buizen en breng de buizen over in een voorgekoelde cryopreservatiecontainer bij 4 °C. Bewaar cellen bij -80 °C gedurende 24-48 uur.
  4. Breng cryovials over in vloeibare stikstof voor langdurige opslag.
    OPMERKING: Een schematische samenvatting van het OC-differentiatieproces wordt geïllustreerd in figuur 1.

4. Inductie van het embryoïde lichaam

  1. Cultiveer en breid voldoende iPSC's uit zoals hierboven beschreven voor EB-inductie.
    OPMERKING: De OC-productie kan worden opgeschaald door het aantal embryoïde lichamen te vergroten, die op hun beurt een algehele hogere opbrengst aan hematopoëtische cellen produceren. Een putje met 70-80% confluente iPSC's levert ongeveer 8,4 x 105 cellen per putje op van een plaatputje met 6 putjes. Er zijn 12.500 eencellige iPSC's nodig om één embryoïde lichaam te vormen.
  2. Zuig het verbruikte medium uit de iPSC-culturen op en spoel de iPSC-kolonies af met D-PBS.
  3. Voeg 0,5 ml voorverwarmd eencellig dissociatiereagens op kamertemperatuur toe aan elk putje van een plaat met 6 putjes en draai het kweekvat rond om het hele putoppervlak te bedekken. Incubeer het kweekvat bij 37 °C gedurende 5-8 min.
  4. Haal het vat uit de incubator, zuig het eencellige dissociatiereagens op en voeg 1 ml van het stadium 1-differentiatiemedium toe aan de putjes, bestaande uit hiPSC-serumvrij medium met 50 ng/ml humaan botmorfogenetisch eiwit 4 (hBMP4), 50 ng/ml humaan vasculaire endotheliale groeifactor-165 (hVEGF), 20 ng/ml humane stamcelfactor (hSCF), en 10 μM Y-27632.
  5. Maak de cellen voorzichtig los door het putje te spoelen met het Stage 1-medium. Pool gedissocieerde iPSC's in een conische buis van 15 ml.
  6. Voeg 1 ml fase 1 differentiatiemedium toe aan de putjes en was de resterende cellen eraf of gebruik een celschraper voor kolonies die niet gemakkelijk afwassen.
  7. Nadat alle cellen in de buis zijn overgebracht, centrifugeert u gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur bij 200 × g om een celpellet te vormen. Zuig de cellen op en resuspendeer ze in een totaal van 2 ml vooraf geëgaliseerd stadium 1-differentiatiemedium met behulp van een serologische pipet van 5 ml of een P1000 met een brede boring.
  8. Tel cellen met behulp van een hemocytometer of een geautomatiseerd apparaat voor het tellen van cellen. Voeg het medium toe aan de buis van 15 ml met de eencellige suspensie om 12.500 cellen per putje te plaatsen in een ultralage bevestiging met ronde bodem, een plaat met 96 putjes in 100 μL van het differentiatiemedium van fase 1.
    OPMERKING: Onder de microscoop verschijnen cellen als een eencellige suspensie met cellen verspreid over de put.
  9. Centrifugeer de platen met 96 putjes gedurende 3 minuten op 100 x g. Na het centrifugeren zouden cellen onder de microscoop op sferoïden moeten gaan lijken. Plaats de plaat gedurende 24 uur in een incubator van 37 °C.
  10. Vervang de helft van het medium op dag 1 en dag 2 met het differentiatiemedium van fase 1. Om de efficiëntie te verbeteren, gebruikt u een meerkanaalspipet om 50 μl van het gebruikte fase 1-differentiatiemedium in een petrischaal te deponeren.
  11. Nadat u het medium van de plaat met 96 putjes hebt weggegooid, controleert u onder de stereomicroscoop op EB's die mogelijk per ongeluk zijn verwijderd. Breng per ongeluk verwijderde EB's over naar de plaat met 96 putjes met behulp van een P1000-pipet met brede boringspunten.
  12. Voeg met behulp van een meerkanaalspipet 50 μl vers fase 1-differentiatiemedium toe aan elk putje van een ultralage plaat met ronde bodem en 96 putjes.

5. Hematopoëtische differentiatie

  1. Een dag voordat u met de hematopoëtische differentiatie begint, smeer u een putje van een plaat met 6 putjes in met 1 ml van een basaal membraanextract in een concentratie van 200-300 μg/ml. Plaats de putplaat een nacht op 4 °C.
    OPMERKING: Elke put zal op een later tijdstip van dit protocol 8 EB's ontvangen. Afhankelijk van het aantal voorbereide EB's, bedek de putten dienovereenkomstig.
  2. Zuig het overtollige basale membraanextract op en vul de putjes van de plaat met 6 putjes voor met 3 ml van het stadium 2-differentiatiemedium, bestaande uit een hematopoëtisch basaal medium waaraan 2 mM Ultraglutamine, 55 μM 2-mercaptoethanol, 25 ng/ml humaan interleukine 3 (hIL-3) en 100 ng/ml humane macrofaagkoloniestimulerende factor (hM-CSF) is toegevoegd.
  3. Gebruik een P1000 met brede boringen om 8 EB's over te brengen in elk putje van de plaat met 6 putjes. Bevestig na het overbrengen met het oog of onder de stereomicroscoop dat er 8 EB's in elk putje zitten.
    OPMERKING: Na 1 dag zullen de drijvende EB's zich hechten aan de bodem van de put. In de volgende 5-7 dagen zou een drijvende celpopulatie bestaande uit hematopoëtische cellen zichtbaar moeten worden. De hematopoëtische differentiatieperiode kan worden gevarieerd, te beginnen met 7 dagen. Differentiatie gedurende 10 dagen toonde een hematopoëtische populatie bestaande uit grote CD45+, CD14+ en CD11b+ subpopulaties.
  4. Voer na 5 dagen behandeling met het stadium 2 differentiatiemedium een mediumverandering uit door het gebruikte medium te verwijderen en in een conische buis van 50 ml te doseren. Pipetteer langzaam om te proberen zo min mogelijk zwevende cellen te verwijderen en de schuifspanning zo laag mogelijk te houden. Pipetteren onder een stereomicroscoop kan helpen voorkomen dat cellen per ongeluk worden verwijderd.
  5. Voeg onmiddellijk 1 ml vers Stage 2 differentiatiemedium toe aan de putjes. Om eventuele drijvende hematopoëtische cellen die op dit punt in het differentiatieproces al aanwezig zijn, te herstellen, mag u het afgegeven medium niet weggooien. Draai in plaats daarvan de buis met het verbruikte medium gedurende 5 minuten op 300 x g en zuig het supernatant op.
  6. Voeg vers stadium 2 differentiatiemedium toe aan de buis en resuspendeer om cellen los te maken die mogelijk met het gebruikte medium zijn overgebracht.
  7. Voeg 2 ml van het verse fase 2-differentiatiemedium met de herstelde cellen toe aan elk putje, dat eerder was gevuld met 1 ml van het stadium 2-differentiatiemedium.
  8. Controleer op dag 10 van de hematopoëtische differentiatie op de aanwezigheid van grote aantallen drijvende hematopoëtische cellen. Oogst door ze op te vangen in een tube van 50 ml. Ze kunnen worden ingevroren in 10% DMSO, 50% FBS en 40% medium of onmiddellijk worden gebruikt om de cellen in OC's te differentiëren.

6. M-CSF-rijping en OC-differentiatie

  1. Zaadcellen in een concentratie van 200.000 cellen/cm2 op weefselkweek behandelde putplaten en behandelen met alfa-MEM, aangevuld met 10% FBS en 50 ng/ml hM-CSF.
  2. Om functionele assays of beeldvorming uit te voeren, maakt u de M-CSF gerijpte cellen 3 dagen na het zaaien los door ze te wassen met voorverwarmde PBS tot 37 °C met behulp van een P1000 met een brede boring. Herhaalde wasstappen kunnen nodig zijn om cellen volledig los te maken.
  3. Breng de losgemaakte cellen over in een buis van 15 ml met behulp van een P1000 met een brede diameter en centrifugeer gedurende 5 minuten op 300 x g . Gooi de supernatant weg.
  4. Resuspendeer en los de celpellet op met het OC-differentiatiemedium, bestaande uit alfa-MEM aangevuld met 10% FBS, 50 ng/ml hM-CSF en 80 ng/ml hRANKL. Tel de cellen met behulp van een hemocytometer of geautomatiseerd celtelapparaat en zaai M-CSF-gerijpte cellen met een dichtheid van 200,00-250,000 cellen/cm2 opnieuw in een geschikt kweekmateriaal voor functionele assays of beeldvorming (d.w.z. botresorptietests, dekglaasjes voor beeldvorming, enz.).
  5. Differentieer met het OC-differentiatiemedium gedurende 7-9 dagen. Voer elke 2-3 dagen een volledige verandering van het putmedium uit met het verse OC-differentiatiemedium.
    OPMERKING: Meerkernige OC's verschijnen meestal na 5-7 dagen.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Monitoring van de celmorfologie gedurende het hele differentiatieproces
Alle hieronder beschreven resultaten zijn gegenereerd met behulp van de MCND-TENS2 iPSC-lijn voor OC-differentiatie. Deze iPSC-lijn is eerder gebruikt in verschillende onderzoeken 32,33. Toch zijn er ook andere iPSC-lijnen met succes gebruikt met dit differentiatieprotocol.

Regelmatige visuele beoordeling onthult verschillende en verschillende morfologische kenmerken van iPSC's gedurende het differentiatieproces naar OC's (Figuur 2). iPSC-kolonies (Figuur 2A) werden gedissocieerd in een eencellige suspensie, die vóór het centrifugeren als individuele cellen in de ronde bodemputplaat verschijnt (Figuur 2B). Na centrifugatie (stap 4.9 in het protocol) verzamelen cellen zich in het midden van de ultralage bevestigingsputplaat met ronde bodem en vormen vervolgens bolletjes (embryoïde lichamen, EB's, figuur 2C). EB's zullen twee tot drie keer in omvang toenemen tijdens het mesodermale differentiatieproces (Figuur 2D) en worden gemakkelijk zichtbaar voor het oog aan het einde van de 4-daagse differentiatieperiode (Figuur 2E). EB's kunnen worden gezien die zich hechten aan en versmelten met de bodem van de putplaat na de overdracht in putten van een plaat met 6 putjes voor hematopoëtische differentiatie (stap 5.3 in het protocol, figuur 2F). Na 7-8 dagen worden grote hoeveelheden drijvende hematopoëtische cellen zichtbaar in het kweekmedium (Figuur 2G). Na het oogsten en vervangen van hematopoëtische cellen volgt een M-CSF-rijpingsfase en wordt OC-differentiatie geïnitieerd (stap 6.4 in het protocol). Binnen 5-6 dagen worden voor het eerst meerkernige cellen met een groot transparant cellichaam zichtbaar (Figuur 2H). In dit stadium is nog een groot aantal mononucleaire cellen zichtbaar. Na nog 2-3 dagen van OC-differentiatie zullen OC's verder fuseren met aangrenzende cellen om grote polykarionen te vormen met nog meer kernen (Figuur 2I).

Beoordeling van de EB-afgeleide hematopoëtische populatie
Hematopoëtische differentiatie kan gedurende een variabele tijdsduur worden uitgevoerd. In de literatuur zijn tijdsperioden beschreven die beginnen met 7 dagen tot en met 9 weken. In dit protocol wordt hematopoëtische differentiatie uitgevoerd gedurende een periode van 10 dagen. We ontdekten dat 10 dagen hematopoëtische differentiatie lage aantallen vroege CD34+ (0,53%, figuur 3A) en een groter aantal hematopoëtische voorlopercellen in het middenstadium opleverde. Belangrijker is dat na een behandelingsperiode van 10 dagen voldoende hoeveelheden CD45+ (96,2%, Figuur 3C), CD14+ (33%, Figuur 3D) en CD11b+ (35,9%, Figuur 3E) HPC's werden gegenereerd om ze met succes verder te differentiëren in OC's. Het is echter mogelijk dat de cytokinebehandelingsperiode voor hematopoëtische differentiatie (stap 5.4 in het protocol) moet worden aangepast en geoptimaliseerd op basis van de iPSC-lijn om voldoende hoeveelheden CD45+-, CD14+- en CD11b+-cellen te genereren.

Gemiddeld werden 6 miljoen hematopoëtische cellen geoogst na 10 dagen differentiatie van elk putje met 8 EB's.

Beoordeling van OC-morfologie en -activiteit
Na OC-differentiatie kunnen OC's morfologisch en functioneel worden beoordeeld. OC-precursoren worden opnieuw ingezaaid op kamerobjectglaasjes of dekglaasjes na de M-CSF-rijpingsstap om de beeldkwaliteit te verbeteren bij kleuring voor TRAP of Cathepsine K. Enzymatische TRAP-kleuring na OC-differentiatie toont grote, meerkernige, TRAP-positieve OC's (Figuur 4A). Bovendien zijn licht TRAP-positieve mononucleaire cellen te zien, afgewisseld tussen multinucleaire OC's. Negatieve controles zonder toevoeging van RANKL geven geen gefuseerde multinucleaire OC weer. Niettemin kan een klein aantal licht TRAP-positieve mononucleaire cellen worden afgebeeld (Figuur 4B).

Confocale laserscanmicroscopie (CLSM)-beelden tonen OC's die zijn gekleurd voor Cathepsine K (turkoois) en F-actine (rood) in combinatie met DAPI-nucleaire kleuring (blauw) (Figuur 4C, 4D). Grote multinucleaire OC's zijn zichtbaar wanneer ze worden behandeld met RANKL volgens het protocol, dat een uitgebreide F-actine-cytoskeletstructuur weergeeft en positief kleurt voor Cathepsine K (Figuur 4C). Negatieve controles zonder toevoeging van RANKL vertonen daarentegen geen gefuseerde multinucleaire cellen.

OC's kunnen functioneel verder worden beoordeeld door de resorptieve activiteit te meten. Bot- of mineraalresorptietesten kunnen worden gebruikt om de resorptieve activiteit te bepalen. Hier werden OC-precursoren gezaaid op met calciumfosfaat beklede putten en terminaal gedifferentieerd. Grote gebieden waar de minerale coating werd geresorbeerd, zijn zichtbaar in een blauwgrijze kleur (Figuur 4E). Er kunnen resorptieputten van verschillende grootte worden geïdentificeerd. Niet geresorbeerd, de resterende calciumfosfaatlaag is zichtbaar in bruin. De aanwezigheid van resorptieputten bevestigt de identiteit van de gedifferentieerde meerkernige cellen als OC's. Bovendien kunnen resorptieputten verder worden gekwantificeerd om de resorptieve activiteit te beoordelen en te vergelijken. De totale oppervlakte van het geresorbeerde mineraal over het totale oppervlak van de put kan worden gekwantificeerd als een procentuele maatstaf. Bovendien kunnen de grootte en het aantal resorptieputten verder worden gekwantificeerd. Onbehandelde negatieve controles vertoonden geen resorptieputjes (Figuur 4F).

figure-results-1
Figuur 1: Schematische illustratie van het osteoclastdifferentiatieproces van humane iPSC's. Illustratie getekend door Hannah Blümke met Affinity Designer 2.1.1. De illustratie maakt gebruik van eerder gebruikte tekeningen33. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Microscopiebeelden gedurende het differentiatieproces van menselijke iPSC's naar osteoclasten. (A) Ongedifferentieerde iPSC-kolonies tijdens de voortplanting. (B) iPSC's in putjes met ronde bodem na dissociatie in een eencellige suspensie voorafgaand aan centrifugeren. (C) Centraal verzamelde eencellige iPSC's na centrifugeren. (D) EB's groeien in omvang gedurende de 4-daagse mesodermale differentiatieperiode. (E) Zichtbare embryoïde lichamen na mesodermale differentiatie. (F) Na de overdracht van embryoïde lichamen op met basaal membraanextract beklede platen met 6 putjes, kunnen embryoïde lichamen worden gezien die zich hechten aan en versmelten met de putbodem. (G) Na 5-7 dagen hematopoëtische differentiatie kan een groot aantal zwevende hematopoëtische cellen in het medium worden waargenomen. (H) Na rijping van M-CSF verschijnen de eerste osteoclasten met 3-4 kernen na 5-7 dagen differentiatie met RANKL. (I) Aan het einde van de osteoclastdifferentiatie kunnen grote meerkernige cellen worden waargenomen. Schaalbalken: A, D, F, G = 200 μm, B, C, H, I = 50 μm, E = 1 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Oppervlaktemarkeranalyse van van embryoïde lichaam-afgeleide hematopoëtische cellen met behulp van flowcytometrie. Markerexpressie maakt de analyse van hematopoëtische cellen en identificatie van subpopulaties na gating voor singlets en levende cellen mogelijk. (A) Ontogenetisch vroege CD34+ hematopoëtische voorlopercelpopulatie is zeer klein tot afwezig in combinatie met dit protocol. (B) CD43+- cellen vormen ongeveer 50% van de gehele populatie. (C) CD45+ hematopoëtische voorlopercellen in een later stadium vormen met 96,2% het grootste deel van de hematopoëtische populatie. (D, E) Meer directe CD14+ en CD11b+ OC-precursoren zijn goed voor respectievelijk 33% en 36%. In rood: ongekleurde negatieve controle, in blauw: isotypecontroles, in geel: cellen gekleurd met het respectieve markerantilichaam. De waarnemingspunten zijn gebaseerd op eerder gepubliceerde gegevens33. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Morfologische en functionele beoordeling van iPSC-gedifferentieerde humane osteoclasten. (A) TRAP-kleuring na osteoclastdifferentiatie toont grote, meerkernige, TRAP-positieve osteoclasten. Licht TRAP-positieve mononucleaire cellen zijn te zien afgewisseld tussen multinucleaire osteoclasten. (B) Negatieve controles zonder toevoeging van RANKL gekleurd voor TRAP vertonen geen gefuseerde multinucleaire osteoclasten. Niettemin kan een klein aantal licht TRAP-positieve, mononucleaire cellen worden afgebeeld. (C) Confocale laserscanmicroscopiebeelden van osteoclast gedifferentieerde hematopoëtische cellen op een dekglaasje gekleurd voor F-actine (rood) en Cathepsine K (turkoois) in combinatie met DAPI nucleaire kleuring (blauw) tonen grote meerkernige Cathepsine K-positieve osteoclasten. (D) Negatieve controles zonder toevoeging van RANKL vertonen gelijkenis met (B) mononucleaire cellen bij een lagere celdichtheid. (E) Functionele beoordeling kan worden uitgevoerd door de resorptieactiviteit van osteoclasten te beoordelen. Hiervoor wordt osteoclastdifferentiatie uitgevoerd op een bot- of mineraalresorptietest. Betegelde putbeelden verkregen met een omgekeerde breedveldmicroscoop in fasecontrastmodus tonen grote resorptiegebieden van de calciumfosfaatmineraallaag. De resorptieactiviteit kan verder worden gekwantificeerd door het resorptiegebied over het totale oppervlak te meten. (F) Negatieve controles zonder toevoeging van RANKL vertonen geen resorptiegebieden. Schaalbalken: A, B = 100 μm, C, D = 50 μm, E, F = 1 mm. Afbeeldingen zijn bewerkt op basis van eerder gepubliceerde gegevens33. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol biedt een betrouwbare en robuuste methode om iPSC's te differentiëren in OC's. Toch zijn er verschillende valkuilen die zich tijdens het differentiatieproces kunnen voordoen. Menselijke iPSC-lijnen gegenereerd uit cellen van verschillende weefseloorsprong zijn met succes gedifferentieerd met behulp van dit protocol33. Bij het terugvriezen van iPSC's (zie protocolstap "3. Freezing back iPSC's"), werd één put op het punt van passeren weer bevroren in één cryovial. Bij het ontdooien (zie protocolstap "1. Ontdooien en vermeerderen van menselijke iPSC's"), werd één cryovial ontdooid in een enkel putje van een plaat met 6 putjes. Verschillende iPSC-lijnen zullen zich iets anders gedragen en de proliferatiesnelheden zullen variëren. De splitsingssnelheid zal dienovereenkomstig moeten worden aangepast.

Bij het passeren van iPSC's of het dissociëren van iPSC's in een eencellige suspensie voor EB-inductie, is het belangrijk om spontaan gedifferentieerde kolonies of aggregaten van dode cellen te verwijderen om de effectiviteit en efficiëntie van mesodermale en hematopoëtische differentiatie te verbeteren. Dit kan worden gedaan onder een stereomicroscoop met behulp van een celschraper, pipetpunten van een P10- of P20-pipet of een schraapgereedschap gemaakt van een Pasteurpipet35.

Zoals hierboven vermeld, omvat dit protocol de dissociatie van iPSC-kolonies in een eencellige suspensie voor EB-inductie, terwijl bij andere protocollen iPSC's worden achtergelaten als aggregaten die moeten worden gecentrifugeerd voor EB-inductie36. Van EB-grootte, celaantal, vorm en morfologie is gemeld dat ze allemaal van invloed zijn op differentiatie 37,38,39. We veronderstellen dus dat de dissociatie in een eencellige suspensie zorgt voor een betere EB-naar-EB-uniformiteit in grootte en vorm na centrifugatie en dus voor consistentere resultaten van hematopoëtische celproductie31.

Andere methoden voor EB-inductie zijn beschreven. Van dergelijke methoden die een eencellige suspensie gebruiken in combinatie met een ROCK-remmer om de celoverleving te verbeteren, is gemeld dat ze voordelig zijn bij het beheersen van de EB-grootte en de differentiatie-uitkomst31.

De EB-inductiemethode met ronde bodem en 96 putjes die in dit protocol wordt beschreven, is geschikt voor grootschalige productie van EB's en maakt opschaling van OC-productie mogelijk. Onlangs zijn meer nieuwe methoden voor hematopoëtische differentiatie zonder een inductiestap van het embryoïde lichaam beschreven die het differentiatieproces kunnen vergemakkelijken32. Deze protocollen zijn echter nog niet vastgesteld voor de differentiatie van de georganiseerde criminaliteit33.

In het bovengenoemde protocol beschrijven we de gemiddelde verandering op dag 5 van hematopoëtische differentiatie. Een klein aantal zwevende cellen kan al verschijnen rond dag 4-5 van differentiatie. Om te voorkomen dat drijvende cellen worden weggegooid, moet het medium in een buis worden opgevangen en gecentrifugeerd voordat het wordt weggegooid. De celpellet op de bodem van de buis moet vervolgens worden losgemaakt met het verse medium en moet worden teruggebracht naar putjes van een plaat met 6 putjes. De betekenis van de vroege zwevende celpopulatie in OC-differentiatie moet echter nog worden bepaald.

De productie van hematopoëtische cellen kan worden beoordeeld met behulp van flowcytometrie. Hoge opbrengsten van CD45+, CD14+ en CD11b+ cellen zijn wenselijk voor osteoclastdifferentiatie33. Cryopreservatie van geoogste drijvende hematopoëtische cellen is naar verluidt een uitdaging met over het algemeen beperkte herstelpercentages en een lage levensvatbaarheid van de cellen40,41. Door hematopoëtische cellen te cryopreservatie in een cryopreservatiemedium dat bestaat uit 50% van een serumvrij hematopoëtisch celexpansiemedium (zie Materiaaltabel), 40% FBS en 10% DMSO, waren we in staat om cellen te herstellen met een cellevensvatbaarheid van ongeveer 90,3% ± 2,62 SD (n = 7) na ontdooiing.

Osteoclastogenese vereist de fusie van meerdere eenkernige OC-precursoren om meerkernige osteoclasten te vormen die in staat zijn tot minerale en botresorptie. Terwijl muizen OC-precursorcellijnen alleen de toevoeging van RANKL nodig hebben om OC-vorming te induceren42, hebben menselijke precursoren extra M-CSF nodig voor celoverleving en proliferatie43. OSCAR is onlangs ontdekt als een extra receptor die betrokken is bij OC-differentiatie, hoewel tot nu toe alleen type I collageen is geïdentificeerd als een ligand. Hoewel het onderzoek naar OSCAR met iPSC-afgeleide OC's nog beperkt is, lijken suprafysiologische in vitro RANKL- en M-CSF-concentraties in een muizencellijn de noodzaak van OSCAR-activering te omzeilen44, activering van OSCAR in vivo lijkt een noodzakelijk kostensignaal te zijn voor osteoclastogenese45. Een extra factor waarmee rekening moet worden gehouden, is het oppervlak van de putplaat. Van chemische46 en fysische47 oppervlakte-eigenschappen is bekend dat ze de differentiatie van osteoclasten beïnvloeden en een succesvolle differentiatie kunnen bevorderen of belemmeren. Een zekere heterogeniteit binnen de precursorpopulatie lijkt ook van cruciaal belang voor een succesvolle fusie van OC's, aangezien verschillende fusiegerelateerde factoren zoals CD47 en DC-STAMP in verschillende stadia van osteoclastfusie werken48.

Concluderend kan worden gesteld dat dit protocol het mogelijk maakt om onderscheid te maken tussen menselijke OC en iPSC's om OC-onderzoek te vergemakkelijken en te versnellen.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat er geen tegenstrijdige belangen zijn.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen de leden van het Giachelli-lab bedanken voor hun technische hulp en ondersteuning. We danken het W. M. Keck Microscopie Centrum en de Keck Center manager, Dr. Nathanial Peters, voor hun hulp bij het verkrijgen van de confocale microscopie en breedveldmicroscopiebeelden. We danken ook de UW Flow Core Facility en de Flow Core Facility manager, Aurelio Silvestroni, voor technische ondersteuning en assistentie. Tot slot bedanken we Hannah Blümke voor de ondersteuning bij illustratie en grafisch ontwerp.

Financiering werd verstrekt via de National Institutes of Health-subsidie R35 HL139602-01. We erkennen ook NIH S10-subsidie S10 OD016240 voor instrumentfinanciering in het WM Keck Center, evenals NIH-subsidie 1S10OD024979-01A1 voor instrumentfinanciering bij de UW Flow Core Facility.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2-MercaptoethanolSigma AldrichM6250-10ML
Antibody - Anti-Cathepsin K Abcamab19027
Antibody - APC-conjugated Anti-Human CD45BD555485
Antibody - APC-conjugated Mouse IgG1, κ Isotype ControlBD555751
Antibody - BV711-conjugated Anti-Human CD14BD563372
Antibody - BV711-conjugates Mouse IgG2b, κ Isotype ControlBD563125
Antibody - Goat Anti-Rabbit IgG H&L Alexa Fluor® 647Abcamab150079
Antibody - PE-conjugated Anti-Human CD14R&D SystemsFAB3832P-025
Antibody - PE-conjugated Anti-Human Integrin alpha M/CD11bR&D SystemsFAB16991P-025
Antibody - PE-Cy7-conjugated Anti-Human CD34BD560710
Antibody - PE-Cy7-conjugated Mouse IgG1 κ Isotype ControlBD557872
Antibody - PE/Cyanine5-conjugated Anti-Human CD11bBiolegend301308
Antibody - PE/Cyanine5-conjugated Mouse IgG1, κ Isotype CtrlBiolegend400118
Antibody - PerCP-Cy5.5-conjugated Mouse IgG1 κ Isotype ControlBD550795
Antibody - PerCpCy5.5-conjugated Anti-Human CD43BD563521
Bone Resorption Assay KitCosmoBioUSACSR-BRA-24KIT
Countess 3 Automated Cell CounterThermoFisher16812556
Cultrex Stem Cell Qualified Reduced Growth Factor Basement Membrane ExtractR&D Sytems3434-010-02Basal membrane extract
DAPIR&D Systems5748/10
Dispase (5 U/mL)STEMCELL Technologies7913
DMEM/F-12 with 15 mM HEPESStem Cell36254
DMSOSigma AldrichD2650
DPBSSigma AldrichD8537-500ML
Human Bone Morphogenetic Protein 4 (hBMP4)STEMCELL Technologies78211
Human IL-3STEMCELL Technologies78146.1
Human Macrophage Colony-stimulating Factor (hM-CSF)STEMCELL Technologies78150.1
Human Soluble Receptor Activator of Nuclear Factor-κB Ligand (hsRANKL)STEMCELL Technologies78214.1
Human Stem Cell Factor (hSCF)STEMCELL Technologies78155.1
Human TruStain FcX (Fc Receptor Blocking Solution)Biolegend422301
Human Vascular Endothelial Growth Factor-165 (hVEGF165)STEMCELL Technologies78073
Invitrogen Rhodamine PhalloidinInvitrogenR415
MEM α, nucleosides, no phenol redThermoFisher41061029
mFreSRSTEMCELL Technologies05855Serum free cryopreservation medium
mTeSR Plus mediumSTEMCELL Technologies100-0276Human iPSC-serum free medium (hiPSC-SFM)
Nunclon Sphera 96-Well, Nunclon Sphera-Treated, U-Shaped-Bottom MicroplateThermo Scientific174925Round bottom ultra-low attachment 96-well plate
P1000 Wide Bore TipsThermoFisher2079GPK
ROCK-Inhibitor Y-27632STEMCELL Technologies72304
StemSpan SFEMStemCell09650Hematopoietic cell culture medium
TrypLE Select Enzyme (1X), no phenol redThermo Fisher12563011Single-cell dissociation reagent
UltraglutamineBioscience LonzaBE17-605E/U1
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell MediumBioscience Lonza04-418QHematopoietic basal medium
µ-Slide 8 Well HighIbidi80806

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bar-Shavit, Z. The osteoclast: A multinucleated, hematopoietic-origin, bone-resorbing osteoimmune cell. Journal of Cellular Biochemistry. 102 (5), 1130-1139 (2007).
  2. Boyce, B. F. Advances in the regulation of osteoclasts and osteoclast functions. Journal of Dental Research. 92 (10), 860-867 (2013).
  3. Buranaphatthana, W., et al. Engineered osteoclasts resorb necrotic alveolar bone in anti-RANKL antibody-treated mice. Bone. 153, 116144(2021).
  4. Wang, L., et al. Isolation, purification, and differentiation of osteoclast precursors from rat bone marrow. Journal of Visualized Experiments. 2019 (147), e58895(2019).
  5. Mercatali, L., et al. Development of a Human Preclinical Model of Osteoclastogenesis from Peripheral Blood Monocytes Co-cultured with Breast Cancer Cell Lines. Journal of Visualized Experiments. (127), e56311(2017).
  6. Marino, S., Bishop, R. T., de Ridder, D., Delgado-Calle, J., Reagan, M. R. 2D and 3D in vitro co-culture for cancer and bone cell interaction studies. Methods in Molecular Biology. 1914, 71-98 (2019).
  7. Rementer, C. W., et al. An inducible, ligand-independent receptor activator of NF-κB gene to control osteoclast differentiation from monocytic precursors. PloS One. 8 (12), e0084465(2013).
  8. Rementer, C., et al. Engineered myeloid precursors differentiate into osteoclasts and resorb heterotopic ossification in mice. Research Square Priprint. , 2156913(2022).
  9. Bjelić, D., Finšgar, M. Bioactive coatings with anti-osteoclast therapeutic agents for bone implants: Enhanced compliance and prolonged implant life. Pharmacological Research. 176, 106060(2022).
  10. Minkin, C., Marinho, V. C. Role of the osteoclast at the bone-implant interface. Advances in dental research. 13, 49-56 (1999).
  11. Kodama, J., Kaito, T. Osteoclast multinucleation: Review of current literature. International Journal of Molecular Sciences. 21 (16), 1-35 (2020).
  12. Mun, S. H., Park, P. S. U., Park-Min, K. H. The M-CSF receptor in osteoclasts and beyond. Experimental & Molecular Medicine. 52 (8), 1239-1254 (2020).
  13. Plotkin, L. I., Bivi, N. Local regulation of bone cell function. Basic and Applied Bone Biology. , 47-73 (2014).
  14. Hodge, J. M., Kirkland, M. A., Nicholson, G. C. Multiple roles of M-CSF in human osteoclastogenesis. Journal of Cellular Biochemistry. 102 (3), 759-768 (2007).
  15. Ono, T., Nakashima, T. Recent advances in osteoclast biology. Histochemistry and Cell Biology. 149 (4), 325-341 (2018).
  16. Boyce, B. F., Xiu, Y., Li, J., Xing, L., Yao, Z. NF-κB-mediated regulation of osteoclastogenesis. Endocrinology and Metabolism. 30 (1), 35(2015).
  17. Novack, D. V. Role of NF-κB in the skeleton. Cell Research. 21 (1), 169-182 (2010).
  18. Kim, K., Lee, S. H., Jung, H. K., Choi, Y., Kim, N. NFATc1 induces osteoclast fusion via up-regulation of Atp6v0d2 and the dendritic cell-specific transmembrane protein (DC-STAMP). Molecular Endocrinology. 22 (1), 176-185 (2008).
  19. Wu, H., Xu, G., Li, Y. P. Atp6v0d2 is an essential component of the osteoclast-specific proton pump that mediates extracellular acidification in bone resorption. Journal of Bone and Mineral Research. 24 (5), 871(2009).
  20. Vignery, A. Macrophage fusion: The making of osteoclasts and giant cells. The Journal of Experimental Medicine. 202 (3), 337(2005).
  21. Chiu, Y. H., Ritchlin, C. T. DC-STAMP: A key regulator in osteoclast differentiation. Journal of Cellular Physiology. 231 (11), 2402(2016).
  22. Riedlova, P., Sood, S., Goodyear, C. S., Ansalone, C. Differentiation of functional osteoclasts from human peripheral blood CD14+ monocytes. Journal of Visualized Experiments. (191), e64698(2023).
  23. Gothot, A., Pyatt, R., McMahel, J., Rice, S., Srour, E. F. Functional heterogeneity of human CD34+ cells isolated in subcompartments of the G0 /G1 phase of the cell cycle. Blood. 90 (11), 4384-4393 (1997).
  24. Dinella, J., Koster, M. I., Koch, P. J. Use of induced pluripotent stem cells in dermatological research. The Journal of Investigative Dermatology. 134 (8), e23(2014).
  25. Grigoriadis, A. E., et al. Directed differentiation of hematopoietic precursors and functional osteoclasts from human ES and iPS cells. Blood. 115 (14), 2769-2776 (2010).
  26. Rössler, U., et al. Efficient generation of osteoclasts from human induced pluripotent stem cells and functional investigations of lethal CLCN7-related osteopetrosis. Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 36 (8), 1621-1635 (2021).
  27. Chen, I. -P. Differentiation of human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) into osteoclasts. Bio-Protocol. 10 (24), e3854-e3854 (2020).
  28. Buchrieser, J., James, W., Moore, M. D. Human induced pluripotent stem cell-derived macrophages share ontogeny with MYB-independent tissue-resident macrophages. Stem Cell Reports. 8 (2), 334-345 (2017).
  29. Abe, K., et al. Endoderm-specific gene expression in embryonic stem cells differentiated to embryoid bodies. Experimental Cell Research. 229 (1), 27-34 (1996).
  30. Perlingeiro, R. C. R., Kyba, M., Daley, G. Q. Clonal analysis of differentiating embryonic stem cells reveals a hematopoietic progenitor with primitive erythroid and adult lymphoid-myeloid potential. Development. 128 (22), 4597-4604 (2001).
  31. Pettinato, G., Wen, X., Zhang, N. Engineering strategies for the formation of embryoid bodies from human pluripotent stem cells. Stem Cells and Development. 24 (14), 1595(2015).
  32. Ruiz, J. P., et al. Robust generation of erythroid and multilineage hematopoietic progenitors from human iPSCs using a scalable monolayer culture system. Stem Cell Research. 41, 101600(2019).
  33. Blümke, A., et al. Comparison of osteoclast differentiation protocols from human induced pluripotent stem cells of different tissue origins. Stem Cell Research & Therapy. 14 (1), 319(2023).
  34. Klepikova, A., et al. iPSC-Derived Macrophages: The differentiation protocol affects cell immune characteristics and differentiation trajectories. International Journal of Molecular Sciences. 23 (24), 16087(2022).
  35. Neely, M. D., Tidball, A. M., Aboud, A. A., Ess, K. C., Bowman, A. B. Induced pluripotent stem cells (iPSCs): An emerging model system for the study of human neurotoxicology. Neuromethods. 56, 27-61 (2011).
  36. Doulatov, S., et al. Induction of multipotential hematopoietic progenitors from human pluripotent stem cells via re-specification of lineage-restricted precursors. Cell Stem Cell. 13 (4), 459-470 (2013).
  37. Van Winkle, A. P., Gates, I. D., Kallos, M. S. Mass transfer limitations in embryoid bodies during human embryonic stem cell differentiation. Cells, Tissues, Organs. 196 (1), 34-47 (2012).
  38. Kim, J. M., et al. Assessment of differentiation aspects by the morphological classification of embryoid bodies derived from human embryonic stem cells. Stem Cells and Development. 20 (11), 1925-1935 (2011).
  39. Mohr, J. C., et al. The microwell control of embryoid body size in order to regulate cardiac differentiation of human embryonic stem cells. Biomaterials. 31 (7), 1885-1893 (2010).
  40. Lopez-Yrigoyen, M., et al. Production and characterization of human macrophages from pluripotent stem cells. Journal of Visualized Experiments. (158), e61038(2020).
  41. Cao, X., et al. Differentiation and functional comparison of monocytes and macrophages from hiPSCs with peripheral blood derivatives. Stem Cell Reports. 12 (6), 1282(2019).
  42. Omata, Y., et al. Interspecies single-cell RNA-seq analysis reveals the novel trajectory of osteoclast differentiation and therapeutic targets. JBMR Plus. 6 (7), e10631(2022).
  43. Hodge, J. M., Kirkland, M. A., Nicholson, G. C. Multiple roles of M-CSF in human osteoclastogenesis. Journal of Cellular Biochemistry. 102 (3), 759-768 (2007).
  44. Kim, N., Takami, M., Rho, J., Josien, R., Choi, Y. A novel member of the leukocyte receptor complex regulates osteoclast differentiation. The Journal of Experimental Medicine. 195 (2), 201(2002).
  45. Nedeva, I. R., Vitale, M., Elson, A., Hoyland, J. A., Bella, J. Role of OSCAR signaling in psteoclastogenesis and bone disease. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 641162(2021).
  46. Bernhardt, A., Schamel, M., Gbureck, U., Gelinsky, M. Osteoclastic differentiation and resorption is modulated by bioactive metal ions Co2+, Cu2+ and Cr3+ incorporated into calcium phosphate bone cements. PLoS One. 12 (8), e0182109(2017).
  47. Akasaka, T., et al. Different micro/nano-scale patterns of surface materials influence osteoclastogenesis and actin structure. Nano Research. 15 (5), 4201-4211 (2022).
  48. Hobolt-Pedersen, A. S., Delaissé, J. M., Søe, K. Osteoclast fusion is based on heterogeneity between fusion partners. Calcified Tissue International. 95 (1), 73(2014).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Osteoclast DifferentiationHuman IPSCsEmbryoid Body InductionHematopoietic DifferentiationM CSF MaturationTRAP StainingCathepsin K StainingBone Resorption AssayFlow CytometryMultinucleated Osteoclasts

Gerelateerde artikelen