Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Knaagdier Inferieure Vena Cava Venoplastiek Ballon Model

1.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66820

⸱

24 mei 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Section of Vascular Surgery, Department of Surgery, University of Michigan, 2Surmodics, Inc.

In dit artikel

Samenvatting

Het protocol presenteert een overlevingsmodel voor knaagdieren om interventies met een venoplastiekballon (VB) te testen in niet-trombotische, trombotische en posttrombotische diepe aders.

Samenvatting

Ballonvenoplastiek is een veelgebruikte klinische techniek voor de behandeling van diepe veneuze stenose en occlusie als gevolg van trauma, aangeboren anatomische afwijkingen, acute diepe veneuze trombose (DVT) of stenting. Chronische diepe veneuze obstructie wordt histopathologisch gekenmerkt door trombose, fibrose of beide. Momenteel is er geen directe behandeling beschikbaar om deze pathologische processen aan te pakken. Daarom is een betrouwbaar in vivo diermodel nodig om nieuwe interventies te testen. Het knaagdieroverleving inferieure vena cava (IVC) venoplastiekballonmodel (VBM) maakt de studie van ballonvenoplastiek bij niet-trombotische en post-trombotische aandoeningen op meerdere tijdstippen mogelijk. Het lokale en systemische effect van gecoate en ongecoate venoplastiekballonnen kan worden gekwantificeerd via weefsel-, trombus- en bloedtesten zoals real-time polymerasekettingreactie (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA), zymografie, aderwand- en trombuscelanalyse, volbloed- en plasmatesten en histologische analyse. De VBM is reproduceerbaar, repliceert chirurgische menselijke ingrepen, kan lokale veranderingen in de aderwand-trombi-eiwit identificeren en maakt meerdere analyses van hetzelfde monster mogelijk, waardoor het aantal dieren dat per groep nodig is, wordt verminderd.

Inleiding

Diepe veneuze obstructies van onopgeloste trombi zijn een veelvoorkomend gevolg van diepe veneuze trombose (DVT) en zijn een van de oorzaken van posttrombotisch syndroom (PTS), dat miljarden dollars kost aan gezondheidszorg en een aanzienlijke invloed heeft op de kwaliteit van leven 1,2,3. PTS is een unieke inflammatoire pathologie met als gevolg aderwandfibrose4 die niet volledig is vastgelegd in DVT-modellenvoor kleine dieren 5,6,7, en wat nog belangrijker is, eerdere modellen kunnen de respons op therapeutische interventies niet evalueren. Trombotische veneuze obstructies worden vaak behandeld door stenting en ballonvenoplastiek 8,9; Dergelijke interventies worden belemmerd door een hoog herinterventiepercentage als gevolg van restenose en occlusie 10,11,12.

Ondanks de beschikbaarheid van met medicijnen beklede ballonnen om arteriële-specifieke stenose/occlusies aan te pakken, bestaan er geen voor diepe aders. Het moleculaire mechanisme achter restenose is slecht begrepen in aderen en heeft geen directe therapie4. Daarom is ons doel om een diermodel te presenteren dat lokaal toegediende therapieën kan testen via venoplastiekballonnen die posttrombotische obstructies van diepe veneuze simuleren. Dit model reproduceert de posttrombotische aandoening en evalueert hoe verschillende soorten venoplastiekballonnen de aderwand in vivo beïnvloeden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het volgende protocol volgt het beleid en de richtlijnen van het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Michigan (UMICH), de principes van de Amerikaanse overheid voor het gebruik en de verzorging van gewervelde dieren die worden gebruikt bij testen, onderzoek en training, en de ARRIVE-richtlijnen 2.0. De UMICH Animal Welfare Assurance-overeenkomst is in overeenstemming met OLAW en USDA en is volledig geaccrediteerd door AAALAC International. Dit protocol is goedgekeurd met het ID-nummer PRO00010841. Mannelijke uitgeteelde Sprague Dawley-ratten van Charles River Laboratories, met een gewicht van 450 g en een leeftijd van 15 weken, werden gebruikt.

1. Anesthesie bij ratten

  1. Haal de dieren uit hun kooi en plaats ze in een preoperatieve inductiegaskamer met verdoving van 5% isofluraan en 100% zuurstof met een debiet van 0,8 tot 1 l/min (verdampergestuurd) om algemene anesthesie op te wekken.
  2. Verdoof ratten in de anesthesie-inductiekamer, haal ze uit de kamer, weeg, smeer hun ogen met steriele oogheelkundige zalf en plaats ze vervolgens in dorsale ligruimte op een warmwatercirculerend verwarmingsapparaat. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie met behulp van pedaalreflex (stevige teenknijp).
  3. Scheer de ventrale buik met een elektrische tondeuse. Handhaaf algemene anesthesie op 2,5% isofluraan en 100% zuurstof op 0,8 tot 1 l/min met een niet-rebreathing-circuit door een neuskegel.

2. Echografie van ratten

  1. Bewaak fysiologische beoordelingen, waaronder ademhalingsfrequentie, hartslag en temperatuur, tijdens beeldvorming.
  2. Voor abdominale beeldvorming van de inferieure vena cava (IVC) brengt u geleidende gel aan en oriënteert u de transducer in een dwarspositie. Terwijl u de perifere vasculaire voorinstelling instelt, gebruikt u de tweedimensionale beeldvormingsmodus of B-modus, laat u de lineaire sonde (10 MHz) op het midden van de buik zakken en past u de diepte met druk aan totdat de buikvaten in zicht komen.
  3. Onderscheid IVC van de abdominale aorta door de samendrukbaarheid te beoordelen en door de stroom te beoordelen met behulp van zowel kleur- als gepulseerde golf-Doppler-modus met een hoogfrequente lineaire sonde (10 mHz).
    1. Wanneer u compressie toepast met de ultrasone sonde, maakt u onderscheid tussen de twee, aangezien de IVC samendrukbaar is, terwijl de aorta zijn vorm en doorgankelijkheid behoudt.
  4. Beoordeel de richting en snelheid van de bloedstroom met behulp van zowel kleuren- als gepulseerde golf-Doppler. Het kleurendopplervenster geeft de stroom naar de sonde weer in rood en stroomt weg van de sonde in blauw. Schakel het instrument over naar de pulsgolf-Doppler-modus (Duplex-modus) om de richting en snelheid van de bloedstroom in de loop van de tijd te beoordelen. Verkrijg de nodige stroombeelden met behulp van de geautomatiseerde tool voor het vastleggen van beelden van de ultrasone machine (de exacte specificaties voor beeldacquisitie kunnen variëren per echografiesysteem).
    1. Gebruik de volgende beoordelingsmethode: de aorta heeft bloedstroom naar de sonde en een trifasische golfvorm, terwijl de IVC een spontane stroom heeft weg van de sonde met een veel lagere amplitude.
    2. Als de proximale IVC een normale golfvorm vertoont, maar er distaal een niet-fasische of afwezige (vlakke) golfvorm wordt gedetecteerd, onderzoek dan de mogelijkheid van een veneuze obstructie tussen deze onderzoekspunten.
  5. Zodra de IVC is gelokaliseerd, identificeert u het middengedeelte, dat zich in het middelste derde deel bevindt, inferieur aan de nieraders en superieur aan de IVC-bifurcatie, hoogstwaarschijnlijk waar de lumbale aders zich bevinden.
  6. Meet in het midden van IVC de diameter van muur tot muur in het dwarsaanzicht met behulp van het B-modusbeeld van de dwarsdoorsnede, waarbij u de breedste diameter van het vat vastlegt. Beeldvormingsacquisitie kan variëren in verschillende echografiemachines. Sla gegevens op met behulp van compact disks (cd's) in DICOM-bestanden.

3. Microchirurgie en herstel bij ratten

  1. Reinig de buik met in gaas gedrenkte chloorhexidinescrub en chloorhexidine-oplossing 3x om een aseptische chirurgische toestand te garanderen.
  2. Plaats gesteriliseerde huishoudfolie als een chirurgische wikkel om de borstkas en het buikgebied van de rat, de microscoopknoppen (vergroting en focus) en het oculair te bedekken.
  3. Maak een incisie in de ventrale middellijn (3 cm) ongeveer 2 cm onder de processus xiphoid met een irisschaar door de huid en de buikwand, waardoor de buikinhoud bloot komt te liggen. Gebruik steriel met zoutoplossing doordrenkt gaas van 2 inch x 2 inch om de darmen naar de rechterkant van het dier te reflecteren.
  4. Voer voor IVC-blootstelling een stompe dissectie uit met behulp van een steriele applicator met katoenen punt. Plaats een draadspeculum in de incisie, waardoor IVC-visualisatie mogelijk is.
  5. Schroei alle IVC-lumbale takken dicht met behulp van een fijne puntcauterisatie bij lage temperatuur, van de nieraders tot de iliacale bifurcatie, en maak de zijtakken vast met 7-0 niet-resorbeerbare polypropyleen hechtingen.
  6. Plaats een proximaal gebogen vasculaire microclip op de IVC, die gescheiden is van de aorta en net onder de nieraders ligt. Plaats een rechte microclip op de distale IVC, die gescheiden is van de aorta en superieur is aan de IVC-bifurcatie.
  7. Plaats een 8-0 nylon U-steek hechtdraad caudaal aan de linker nierader gecentreerd op het voorste oppervlak van de IVC.
  8. Plaats een geslepen voerdraad van 0,014 mm met de venoplastiekballon teruggeplaatst, retrograde naar de bloedstroom in de infrarenale IVC, caudaal naar de gebogen microclip.
  9. Schuif de ballon in het midden van de IVC met behulp van de Seldinger-techniek. Verwijder de geslepen voerdraad en blaas de venoplastiekballon gedurende 3 minuten op met een IVC-overstretch van 10% tot 15% met behulp van een opblaasspuit van 20 ml om positieve druk te genereren over een bereik van 0-30 Atm. Spoel alle systemen met steriele zoutoplossing vóór IVC-canulatie om luchtembolie te voorkomen.
    OPMERKING: Een IVC van 2,8 mm zou een venoplastiek ondergaan tot 3,22 mm (15% overrekking). De vereiste opblaasdruk om de gewenste rek te bereiken, wordt bepaald door de eigenschappen van de ballon en is beschikbaar op de verpakking van de fabrikant.
  10. Draai de U-steek vast bij het leeglopen en verwijderen van de gifoplastiekballon. Verwijder de microclips.
  11. Sluit de laparotomiesite op een tweelaagse manier. Gebruik een 5-0 polyglactine resorbeerbare synthetische hechtdraad in een doorlopend patroon om zowel de buikwand als de huid te sluiten.
  12. Injecteerbare suspensie met verlengde afgifte, 0,65 mg/kg subcutaan (SC) postoperatief toedienen als pijnstiller voor ratten, omdat het de biomarkerpanels van ontstekingsmoleculen voor eiwitanalyse niet verstoort.
  13. Herstel ratten in een individuele kooi, observeer postoperatief (30 min) onder een verwarmingslamp (minimale afstand - 24 inch afstand van de kooi) en keer dan terug naar hun oorspronkelijke wooneenheden.
  14. Voer voor schijndieren uit elke experimentele groep alleen de dissectie uit, zonder de ligatie, cauterisatie en canulatie van de IVC-takken.
  15. Plaats bij posttrombotische aandoeningen gedurende 24 uur een proximale rechte vasculaire microclip op de IVC, die gescheiden is van de aorta, net onder de nieraders. Gebruik dezelfde dissectie- en sluittechnieken.
    1. Controleer op de echografische tekenen van IVC-occlusie, waaronder de visualisatie van de IVC-clip, bevestiging van distale IVC zonder stroom en opgezwollen gemeenschappelijke darmaderen. Follow-uptijdstippen kunnen worden aangepast aan de specificaties van het onderzoek.
    2. Om de fysiologische veranderingen die worden gemodelleerd te observeren, selecteert u tijdstippen in de eerste 72 uur voor vroege trombivorming en van 3 tot 7 dagen na de procedure voor latere trombi-resolutie. Latere tijdstippen die in dit model zijn getest, zijn 7 tot 28 dagen 5,13.
  16. Gebruik de technieken in stap 3.5-3.9 voor post-trombotische ballonvenoplastiek met de volgende kanttekeningen: Een hogere insufflatordruk kan nodig zijn om de gewenste overrekking te bereiken, aangezien de IVC-diameter toeneemt bij posttrombotische omstandigheden.
  17. Voer euthanasie uit volgens de aanbevelingen van de huidige richtlijnen van de American Veterinary Medical Association voor euthanasie voor knaagdieren door twee bevestigingsmethoden uit te voeren (bloedverwijdering en verwijdering van vitale organen) om ervoor te zorgen dat het dier niet zal herleven.

figure-protocol-1
Figuur 1: Verdeling van transabdominale duplexmetingen van de diameter van de transversale IVC (mid-infrarenale doorsnede). De meting werd gedaan aan de hand van het gewicht van het dier. Er werd geen significante correlatie gevonden tussen het gewicht en de IVC-diameter. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Voorbereiding van het monster

  1. Voer bevestigende weefseloverdracht uit van met geneesmiddelen beklede venoplastiekballonnen met behulp van high-performance vloeistofchromatografie (HPLC) -testtechniek.
  2. Ontleed de IVC en aorta en verwijder en bloc voor formaline-gefixeerde paraffine-inbedding en histologische analyse.
  3. Gebruik voor eiwitanalyse de RIPA-buffer in een verdunningsconcentratie van 60.000 μg/g monster, verwerk met een weefselhomogenisator in een ruimte met lage temperatuur bij 4 °C en bewaar deze na verwerking bij -80 °C.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De VBM is een model dat het effect van venoplastiekballonnen evalueert bij volledige hemostasecontrole. Eerst hebben we de diameter van de IVC (mid-infrarenale sectie) gekwantificeerd, zoals weergegeven in figuur 1, voor de juiste grootte van de ballon. Ten tweede wordt de ontwikkelde stap-voor-stap microchirurgische techniek geïllustreerd in figuur 2, en laten we ook voorbeelden zien van de kritieke stappen in figuur 3. Let op de r...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De VBM kan worden uitgevoerd bij ratten ≥ 250 g met behulp van ballonnen in het bereik van 2,5-3,5 mm. Voor ratten van meer dan 750 g wordt de techniek beperkt door een grotere hoeveelheid vetweefsel in de buikholte en de orgaangrootte in plaats van veranderingen in de IVC-diameter. Uit onze ervaring hebben we ontdekt dat 10 of meer dieren per groep nodig zijn om statistische significantie tussen de groepen te verkrijgen voor aderwandeiwitanalyse of activiteitstesten en histologie. Periodieke temperatuurcontrole en bewak...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Er werden geen belangenconflicten gemeld.

Dankbetuigingen

Deze studie wordt ondersteund door de American Venous Forum (AVF) 2023 Basic Science Research Grant en Surmodics, Inc.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3-0 DemeCRYLDemeTechG183019F4P12 per box
5-0 DemeCRYLDemeTechG285017B0P12 per box
7-0 DemeLENEDemeTechPM197011F13M12 per box
8-0 DemeLONDemeTechNL868007C7P12 per box
Angled Clip ApplierSCANLAN3795-01A7-1/4″ (18,5 cm)
Baxter 0,9% Sodium Chloride Irrigation BottleBaxterSKU: 195-71241000mL Bottle
Bovie Cautery Low Temperature Fine TipSymmetry Surgical IncAA0010/bx
BuprenorphineFidelis Animal HealthSKU- 0991141,3mg/mL, 3mL
CD (Sprague Dawley) RatsCharles RiverStrain Code 001Male, 400 gm
Clip-It Traceable TimerTRACEABLE PRODUCTSCat. No. 5046
Cotton-Tip Applicator 3"Dukal Corporation922-00037BX1001000/BOX
Enzymatic Surgical Instrument Detergent and PresoakMedlineMDS88000B91 Gal
Eye LubeOptixcareSKU-06544120gm 
Gaymar T/Pump Stryker Localized Warming/Cooling Therapy SystemStrykerTP700
Heifetz Microclips 12mmx2,25mmSCANLAN3795-20Straight
Heifetz Microclips 12mmx2,25mmSCANLAN3795-28Curved
Heifetz Microclips 8mmx1,75mm SCANLAN3795-14Straight
Heifetz Microclips 8mmx1,75mm SCANLAN3795-18Curved
Inflation device Merit MedicalIN4130BasixCOMPAK with Analog Display
IsofluraneMFR VETONESKU-501017100mL, Liquid for Inhalation
Microsurgery kit containing tweezers and forcepsCustomized
Oxygen, E-tankMedlineMDM1630
Sharpened GuidewireCustomized
Sterile Glad Press-n-SealGladSKU # PSS-140ETO Exposed
Sterile Nonwoven Gauze Sponges 2s 4ply 4x4 MedlineSKU PRM21444H100Ct
Surgical microscope ZeissS100 / OPMI pico
Surgical Scrub & HandwashVetoquinolNDC: 17030-003-1616 oz
Ultrasound GelMedlineCTR0013058,5 oz, 12/CS
Ultrasound systemSiemensACUSON Antares3-D, Color, Continuous wave (CW), Pulsed wave (PW), Power CW/CW Spectral
Venoplasty BalloonCustomized

Referenties

  1. Prandoni, P., et al. The long-term clinical course of acute deep venous thrombosis. Ann Inter Med. 125 (1), 1-7 (1996).
  2. Prandoni, P., Kahn, S. R. Post-thrombotic syndrome: prevalence, prognostication and need for progress. Br J Haematol. 145 (3), 286-295 (2009).
  3. Gloviczki, P., et al. The 2023 Society for Vascular Surgery, American Venous Forum, and American Vein and Lymphatic Society clinical practice guidelines for the management of varicose veins of the lower extremities. Part II. J Vas Surg Venous Lymph Diso. 12 (1), 101670(2024).
  4. Henke, P., Sharma, S., Wakefield, T., Myers, D., Obi, A. Insights from experimental post-thrombotic syndrome and potential for novel therapies. Transl Res. 225, 95-104 (2020).
  5. Diaz, J. A., et al. Choosing a mouse model of venous thrombosis: A consensus assessment of utility and application. Arterioscl Thrombo Vasc Biol. 39 (3), 311-318 (2019).
  6. Lee, Y. U., Lee, A. Y., Humphrey, J. D., Rausch, M. K. Histological and biomechanical changes in a mouse model of venous thrombus remodeling. Biorheology. 52 (3), 235-245 (2015).
  7. Xie, H., et al. Correspondence of ultrasound elasticity imaging to direct mechanical measurement in aging DVT in rats. Ultrasound Med Biol. 31 (10), 1351-1359 (2005).
  8. Moini, M., et al. Venoplasty and stenting in post-thrombotic syndrome and non-thrombotic iliac vein lesion. Minim Invasive Ther Allied Technol. 29 (1), 35-41 (2020).
  9. Chaitidis, N., et al. Management of post-thrombotic syndrome: A comprehensive review. Curr Pharma Des. 28 (7), 550-559 (2022).
  10. Dangas, G. D., et al. In-stent restenosis in the drug-eluting stent era. J Am Coll Cardiol. 56 (23), 1897-1907 (2010).
  11. Neglén, P., Berry, M. A., Raju, S. Endovascular surgery in the treatment of chronic primary and post-thrombotic iliac vein obstruction. Euro J Vas Endovas Surg. 20 (6), 560-571 (2000).
  12. Sharifi, M., Mehdipour, M., Bay, C., Smith, G., Sharifi, J. Endovenous therapy for deep venous thrombosis: The TORPEDO trial. Catheter Cardiovasc Interv. 76 (3), 316-325 (2010).
  13. Nicklas, J. M., Gordon, A. E., Henke, P. K. Resolution of deep venous thrombosis: Proposed immune paradigms. Int J Mol Sci. 21 (6), 2080(2020).
  14. Li, J., Kim, S. G., Blenis, J. Rapamycin: One drug, many effects. Cell Metabol. 19 (3), 373-379 (2014).
  15. Chen, X., et al. Rapamycin regulates Akt and ERK phosphorylation through mTORC1 and mTORC2 signaling pathways. Mol Carcinogen. 49 (6), 603-610 (2010).
  16. Diaz, J. A., Farris, D. M., Wrobleski, S. K., Myers, D. D., Wakefield, T. W. Inferior vena cava branch variations in C57BL/6 mice have an impact on thrombus size in an IVC ligation (stasis) model. J Thromb Haemo. 13 (4), 660-664 (2015).
  17. Schönfelder, T., Jäckel, S., Wenzel, P. Mouse models of deep vein thrombosis. Gefässchirurgie. 22 (1), 28-33 (2017).
  18. de Barros, R. S. M., et al. Morphometric analysis of rat femoral vessels under a video magnification system. J Vasc Bras. 16 (1), 73-76 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Ballonvenoplastiekveneuze tromboseknaagdiermodelposttrombotisch syndroomfibrose van de vaatwandechografieWestern blotreal-time PCRenzyme-linked immunosorbent assay
Knaagdier Inferieure Vena Cava Venoplastiek Ballon Model
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.