Het huidige protocol beschrijft een gestandaardiseerde chirurgische methode voor de inductie van halsslagaderaneurysma's in een muizenmodel door middel van een enkele chirurgische ingreep.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een muizenmodel van de vorming van een aneurysma van de halsslagader
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Cerebrale aneurysma's zijn aanwezig bij ongeveer 2%-5% van de bevolking en vormen een aanzienlijk probleem voor de volksgezondheid vanwege hun hoge sterftecijfers en morbiditeit bij ruptuur. Ondanks de vooruitgang in het onderzoek blijft de ontwikkeling van effectieve en reproduceerbare diermodellen een uitdaging. Van de beschikbare modellen worden chirurgisch geïnduceerde aneurysma's veel gebruikt; De technische complexiteit van deze procedures beperkt echter vaak de toegankelijkheid ervan. Deze methoden vereisen uitgebreide chirurgische expertise en worden in verband gebracht met hogere percentages intraoperatieve mortaliteit of inconsistente aneurysmavorming, wat de betrouwbaarheid van experimentele resultaten in gevaar kan brengen. Om deze beperkingen aan te pakken, introduceert dit videoartikel een vereenvoudigde chirurgische ingreep voor het induceren van halsslagaderaneurysma's bij muizen, uitgevoerd in een enkele sessie. Deze gestroomlijnde aanpak heeft een indrukwekkend slagingspercentage van 87% aangetoond bij het induceren van halsslagaderaneurysma's bij vrouwelijke muizen. Door technische uitdagingen te verminderen en de reproduceerbaarheid te verbeteren, biedt deze methode een praktisch en betrouwbaar alternatief voor onderzoek naar cerebrale aneurysma's. De wijdverbreide acceptatie ervan zou gestandaardiseerde studies kunnen vergemakkelijken, de ontwikkeling van therapeutische strategieën kunnen versnellen en uiteindelijk ons begrip van de pathofysiologie van aneurysma's kunnen vergroten.
Inleiding
Cerebrale aneurysma's zijn gelokaliseerde verwijdingen in de wanden van cerebrale bloedvaten, die ongeveer 2%-5% van de algemene bevolking treffen. Ruptuur van deze aneurysma's kan leiden tot subarachnoïdale bloeding, die hoge mortaliteits- en morbiditeitscijfers met zich meebrengt 1,2. Om de pathogenese van cerebrale aneurysma's te begrijpen en potentiële therapeutische doelen te identificeren, zijn betrouwbare en reproduceerbare diermodellen nodig die de ziekte bij de mens nabootsen. Dit artikel introduceert een gestandaardiseerde chirurgische methode voor het induceren van halsslagaderaneurysma's bij muizen, die een praktisch en efficiënt alternatief biedt voor meer technisch veeleisende intracraniële modellen3.
De ontwikkeling van deze techniek is ingegeven door de uitdagingen die gepaard gaan met bestaande cerebrale aneurysmamodellen. Intracraniële aneurysmamodellen, hoewel veel gebruikt, vereisen complexe chirurgische ingrepen en worden beperkt door het kleine kaliber van intracraniële vaten, wat hun bruikbaarheid voor het testen van endovasculaire apparaten en andere interventies belemmert 4,5. Bovendien verminderen variaties in de methoden die in onderzoeken worden gebruikt - zoals verschillen in elastaseconcentraties en blootstellingstijden - de reproduceerbaarheid en belemmeren ze vergelijkingen tussen studies. Door de procedure te standaardiseren, pakt deze techniek deze beperkingen aan en zorgt voor een hoog slagingspercentage van aneurysma-inductie met minimaal chirurgisch risico.
In vergelijking met alternatieve methoden biedt het carotis-aneurysmamodel verschillende duidelijke voordelen. Ten eerste vermindert de vereenvoudigde chirurgische ingreep de technische barrières, waardoor het toegankelijker wordt voor een breder scala aan laboratoria. Ten tweede vergemakkelijkt het grotere kaliber van de halsslagader in vergelijking met intracraniële vaten het testen van therapeutische benaderingen, waaronder endovasculaire apparaten. Eerdere studies hebben variaties van dit model aangetoond met veelbelovende resultaten, maar inconsistente protocollen hebben een beperkte reproduceerbaarheid 6,7. Onze aanpak verfijnt deze methoden, bereikt een slagingspercentage van 87% bij vrouwelijke muizen en zorgt voor consistentie tussen experimenten.
In de bredere context van de literatuur zijn diermodellen voor cerebrale aneurysma's van cruciaal belang voor het begrijpen van ziektemechanismen, het evalueren van therapeutische doelen en het ontwikkelen van interventiestrategieën. Er zijn modellen ontwikkeld in verschillende soorten, waaronder zebravissen, ratten, konijnen en honden, elk met unieke voordelen en beperkingen 3,8. Dit carotis-aneurysmamodel vormt een aanvulling op het bestaande repertoire door een evenwicht te bieden tussen technische haalbaarheid en relevantie voor ziekten bij de mens, waardoor het een ideale optie is voor onderzoekers die op zoek zijn naar een betrouwbaar, reproduceerbaar model voor preklinische studies.
Deze methode is met name geschikt voor laboratoria die de moleculaire en biomechanische onderbouwing van aneurysmavorming willen onderzoeken, farmacologische middelen willen testen of endovasculaire apparaten willen evalueren. Onderzoekers moeten overwegen of de anatomische en fysiologische kenmerken van dit model overeenkomen met hun specifieke experimentele doelen. Door een gestandaardiseerd, reproduceerbaar protocol te bieden, heeft deze techniek tot doel het onderzoek naar cerebrale aneurysma's te bevorderen en een grotere consistentie tussen onderzoeken in het veld te bevorderen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Het dierprotocol is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IS00022015) van de Universiteit van Pittsburgh. Vrouwelijke C57BL/6J wildtype (WT) muizen, 6-8 weken oud, werden gebruikt voor de experimenten. De gebruikte reagentia en de gebruikte apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.
1. Voorbereiding van dieren
- Induceer anesthesie.
- Plaats de muis in een inductiekamer en dien isofluraangas toe in een concentratie van 3%-4% voor inductie met behulp van een anesthesieverdampersysteem (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Stel het debiet in op 1.0-1.5 l/min zuurstof.
- Controleer het dier op tekenen van volledige anesthesie (bijv. gebrek aan reactie op externe stimuli en verminderde ademhalingsfrequentie).
- Overbrengen naar de operatieplaats.
- Zodra de muis volledig verdoofd is, brengt u deze over naar de operatiekamer met behoud van isofluraan-anesthesie met een onderhoudsconcentratie van 1-3% en een zuurstofdebiet van 0,8-1,0 l/min. Zorg ervoor dat de muis via een neuskegel is aangesloten op het anesthesietoedieningssysteem.
- Temperatuurbehoud.
- Plaats de muis op een warmhoudkussen dat vooraf is ingesteld op 36 °C. Bevestig een temperatuursonde om de lichaamstemperatuur tijdens de procedure continu te controleren. Pas de instelling van het warmhoudkussen indien nodig aan om een stabiele temperatuur te behouden.
2. Voorbereiding op een operatie
- Immobiliseer het dier.
- Plaats de muis in rugligging. Gebruik stroken chirurgische tape om elk ledemaat voorzichtig aan het chirurgische platform te bevestigen, zodat het lichaam wordt gestabiliseerd zonder onnodige spanning.
- Scheer het nekgebied.
- Scheer met een kleine chirurgische tondeuse de vacht vanaf de nek (ongeveer 2 cm x 2 cm). Verwijder losse haren met steriel chirurgisch gaas.
- Steriliseer de operatieplaats.
- Breng twee rondes povidon-jodiumoplossing aan op de nek met behulp van applicators met wattenschijfjes, gevolgd door twee rondes 70% ethanol. Laat het gebied tussen de toepassingen aan de lucht drogen om een goede sterilisatie te garanderen.
3. Fase I: Ligatie van de gemeenschappelijke halsslagader
- Bevestig de anesthesie.
- Voer een teenknijptest uit met een stompe tang. Gebrek aan terugtrekking of reflexbeweging bevestigt voldoende anesthesie.
- Voer een incisie op de middellijn uit.
- Maak met een chirurgische schaar een verticale incisie van 1 cm langs de middellijn van de nek, beginnend net onder de kaaklijn. Snijd door de dermis en de onderliggende fascia.
- Leg de submandibulaire klier bloot.
- Gebruik een stompe tang om de submandibulaire klier lateraal te mobiliseren en zorg ervoor dat de omliggende weefsels niet worden beschadigd. Til de klier voorzichtig op en scheid deze van het borstbeen door middel van stompe dissectie.
- Zet de klier vast met een klein steriel oprolmechanisme of clip om een vrij operatieveld te behouden.
- Leg de sternocleidomastoïde (SCM) spier bloot.
- Identificeer de ipsilaterale sternocleidomastoïde (SCM) spier visueel. Gebruik een stompe tang om de spier voorzichtig op te tillen en rijg er een 5-0 gevlochten zijden hechtdraad onder. Reflecteer de spier lateraal door voorzichtig aan de hechtdraad te trekken om de halsslagaderschede bloot te leggen.
- Isoleer de halsslagader.
- Open de halsslagaderschede met een scherpe tang. Scheid de halsslagader voorzichtig van de aangrenzende halsader en nervus vagus.
- Om het zicht te verbeteren, plaatst u een steriele siliconen manchet of oprolmechanisme onder de halsslagader. Vermijd het veroorzaken van trauma aan de slagader of omliggende structuren.
- Ligaat de halsslagader.
- Schep met een scherpe tang de halsslagader op en rijg er een 9-0 hechtdraad onder. Leg een veilige dubbele knoop om de slagader te binden en zorg voor de juiste spanning om de bloedstroom af te sluiten zonder het bloedvat te beschadigen. Knip de hechtdraaduiteinden af om weefselirritatie te minimaliseren.
- Sluit de incisie.
- Benader de huidranden met behulp van steriele nylon hechtdraad (5-0) of chirurgische nietjes. Oefen lichte druk uit met steriel gaas om hemostase te garanderen.
4. Postoperatieve zorg
- Houd het dier in de gaten.
- Observeer het dier dagelijks op klinische tekenen van complicaties zoals voortijdige aneurysmaruptuur (blijkt uit plotselinge lethargie of hematoom), beroerte, toevallen of aanzienlijk gewichtsverlies (>10% van het basisgewicht).
- Euthanaseer dieren onmiddellijk (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen) die ernstige symptomen vertonen om pijn en angst te minimaliseren.
- Wondverzorging
- Breng onmiddellijk na de operatie 4% lidocaïnegel aan op de incisieplaats voor lokale pijnverlichting. Breng een dun laagje antibiotische zalf (bijv. bacitracine) aan om infectie te voorkomen. Herhaal de wondverzorging dagelijks gedurende minimaal 3 dagen of totdat de wond tekenen van genezing vertoont.
- Herstel omgeving
- Plaats het dier in een schone herstelkooi met zacht strooisel. Zorg voor toegang tot verwarmde vloeistoffen of een hydratatiegel om het herstel te bevorderen. Houd het dier in de gaten totdat het volledig wakker en mobiel is en plaats het vervolgens terug in zijn standaardbehuizing.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
In totaal ondergingen 15 vrouwelijke wildtype (WT) muizen de aneurysma-inductieprocedure volgens het beschreven gestandaardiseerde protocol (Figuur 1). Twee weken na de operatie werd bij ongeveer 87% van de muizen met succes aneurysmavorming bereikt, zoals bevestigd door grove morfologisch onderzoek (Figuur 2 en Figuur 3). Deze resultaten benadrukken de robuustheid e...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Het carotis-aneurysmamodel geïnduceerd door ligatie van de halsslagader werd voor het eerst beschreven in de jaren 1970 door Yasargil en Matsuda, die adertransplantaten gebruikten om de ontwikkeling van aneurysma's te induceren 9,10. Latere aanpassingen aan deze techniek, waaronder de toevoeging van elastasebehandeling en halsslagaderligatie, hebben het mogelijk gemaakt om op een efficiëntere en snellere manier grotere halsslagad...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 5-0 absorberbare getoefde hechtdraad | Ethicon / Ethilon | J463G | |
| 5-0 niet-absorbeerbare monofilament hechtdraad | Ethicon / Ethilon | 8698G | |
| 9-0 niet-absorbeerbare monofilament hechtdraad | Ethicon / Ethilon | 2829G | |
| alcohol prep pads | Medline | CUR45585RB | |
| dierzakjes pro scheerder | Wahl | 9861-900 | |
| Dumont #5 Forceps | Roboz | RS-5058 | |
| Dumont Titanium Pincet; Patroon #5 | Roboz | RS-5050 | |
| Graefe Forceps | Roboz | RS-5138 | |
| Graefe weefselpincet | Roboz | RS-5155 | |
| lidocaine, 4%, topisch | Medline | 52565-009-50 | |
| micro-clip recht, 5 mm | Roboz | RS-5420 | |
| micro-dissectiescharen | Roboz | RS-5610 | |
| micro-clip recht, 8 mm | Roboz | RS-5424 | |
| muggentang, 4" | Roboz | RS-7100 | |
| Nitril handschoenen | Fisherbrand | 19-130-1597 | |
| Penicilline-Streptomycine | Thermo Fisher | 15140122 | |
| Porcine pancreatische elastase | Worthington | LS002274 | |
| povidon-jodium | Medline | MDS093943 | |
| schaar, extra-fijn | Roboz | RS-5880 | |
| schaar, fijn | Roboz | RS-5840 | |
| Steriele 0,9% zoutoplossing | Baxter | 2B1324X | |
| Steriele katoenen applicator | Dynarex | 4303 | |
| Steriele wegwerp chirurgische handdoeken, blauw | Medline | MDT2168202H | |
| Tegaderm Transparant Filmverband | 3M | 1624W |
Referenties
- Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. E. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
- Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sci. 10 (3), 134(2020).
- Frösen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall - A review of current pathophysiological knowledge. Transl Stroke Res. 5 (3), 347-356 (2014).
- Frösen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: Histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
- Tulamo, R., Frösen, J., Hernesniemi, J., Niemelä, M. Inflammatory changes in the aneurysm wall: A review. J Neurointerv Surg. 2 (2), 120-130 (2010).
- Hashimoto, N., et al. Experimental induction of cerebral aneurysms in monkeys. J Neurosurg. 67 (6), 903-905 (1987).
- Lv, X., Zhang, H., Kong, W., Liang, S., Zhang, H. Evaluation of an antithrombotic surface-coated flow diverter in a rabbit model without dual antiplatelet drugs. World Neurosurg. 192, e155-e162 (2024).
- Yasargil, M. G., Fox, J. L. The microsurgical approach to intracranial aneurysms. Surg Neurol. 3 (1), 7-14 (1975).
- Nishikawa, M., Yonekawa, Y., Matsuda, I. Experimental aneurysms. Surg Neurol. 5 (1), 15-18 (1976).
- Hoh, B. L., et al. A novel murine elastase saccular aneurysm model for studying bone marrow progenitor-derived cell-mediated processes in aneurysm formation. Neurosurgery. 66 (3), 544-550 (2010).
- Staarmann, B., Smith, M., Prestigiacomo, C. J. Shear stress and aneurysms: A review. Neurosurg Focus. 47 (1), E2(2019).
- Dolan, J. M., Kolega, J., Meng, H. High wall shear stress and spatial gradients in vascular pathology: A review. Ann Biomed Eng. 41 (7), 1411-1427 (2013).
- Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. J Biomed Biotechnol. 2011, 535921(2011).
- Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-α in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77(2014).
- Hussain, S., et al. Search for biomarkers of intracranial aneurysms: A systematic review. World Neurosurg. 84 (5), 1473-1483 (2015).
- Broderick, J. P. Jr Unruptured intracranial aneurysms: Epidemiology, natural history, management options, and familial screening. Lancet Neurol. 13 (4), 393-404 (2014).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
