Dit protocol beschrijft een unieke techniek waarbij gebruik wordt gemaakt van een transconjunctivale benadering om toegang te krijgen tot de oogzenuw van de rat voor injecties.
Methodenartikel
Transconjunctivale benadering voor injectie in de oogzenuw van de rat
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De rat dient als een belangrijk model voor het bestuderen van aandoeningen van de oogzenuw, waaronder erfelijke, traumatische, neoplastische en auto-immuunziekten. Toegang krijgen tot de oogzenuw van de rat voor experimentele manipulaties en injecties is een uitdaging vanwege de kleine omvang van de baan en de vasculariteit van de omliggende orbitale weefsels. Eerdere technieken omvatten een cutane incisie, die een hoger risico op infectie met zich meebrengt en wondsluiting vereist. Deze studie heeft tot doel een unieke, minder invasieve en potentieel efficiëntere benadering te beschrijven om toegang te krijgen tot de oogzenuw van de rat. Een transconjunctivale incisie, samen met een ruggenmerghaak van een rat, wordt gebruikt om de oogzenuw te isoleren voor experimentele injecties. In deze experimenten wordt een adenovirale vector in de oogzenuw geïnjecteerd met als doel deze techniek in de toekomst te gebruiken voor directe toediening van gentherapie. Deze techniek kan ook worden toegepast door onderzoekers die toegang tot de oogzenuw van de rat nodig hebben voor andere experimentele onderzoeken, waaronder onderzoek naar medicijnafgifte en oogzenuwletsel.
Inleiding
De rat is een belangrijk experimenteel model voor de studie van aandoeningen van de oogzenuw, waaronder glaucoom, traumatische optische neuropathie, erfelijke optische neuropathie, demyeliniserende ziekte en tumoren van de oogzenuw,2,3,4,5,6,7. Het verkrijgen van toegang tot de oogzenuw voor experimentele injectie en manipulaties kan echter moeilijk zijn, gezien de kleine omvang van de baan en de vasculaire orbitale weefsels.
De twee eerdere technieken die zijn beschreven om toegang te krijgen tot de oogzenuw van de rat voor experimentele manipulaties, maken gebruik van een superieure orbitale of laterale transcutane benadering om toegang te krijgen tot de baan 8,9. Raykova et al. beschrijven de injectie van geverfde kralen in de oogzenuw met behulp van een superieure orbitale huidincisie8. Hoewel hun techniek effectief was, vereist het hemostase en de noodzaak van een tractiehechting voor blootstelling, wat met deze benadering een grotere uitdaging kan zijn8. Een andere groep beschreef op dezelfde manier een benadering waarbij een laterale huidincisie werd gebruikt om toegang te krijgen tot de baan. Ze waren met succes in staat om de oogzenuw te injecteren met behulp van deze aanpak, maar vereisten hemostase en wondsluiting9. Hoewel deze technieken effectieve benaderingen zijn om toegang te krijgen tot de oogzenuw voor experimenteel onderzoek, omvatten ze beide een incisie in de huid, de noodzaak van hemostase en wondsluiting. Deze stappen hebben risico's op infectie met zich meegebracht en mogelijk langere tijd onder narcose vanwege de noodzaak van wondsluiting 8,9,10.
Gezien de beperkingen van de eerder beschreven technieken, is het doel van deze studie om een efficiëntere en minder traumatische benadering te beschrijven om toegang te krijgen tot de zenuw voor experimenteel onderzoek. Een ruggenmerghaak wordt gebruikt om de oogzenuw te isoleren, analoog aan de chirurgische techniek die bij mensen wordt gebruikt om spier- en oculaire adnexale structuren te isoleren met behulp van een spierhaak. Deze techniek kan worden gebruikt door onderzoekers die toegang nodig hebben tot de oogzenuw van de rat voor vele indicaties, van medicijnafgifte tot gentherapie.
Dit artikel beschrijft het nieuwe gebruik van een transconjunctivale benadering om toegang te krijgen tot de baan van de rat en de oogzenuw voor experimenteel onderzoek met behulp van een ruggenmerghaak.
Protocol
Alle dierprocedures zijn goedgekeurd door het Office of the Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Iowa. Dit onderzoek is gefinancierd door de Gilbert Family Foundation (subsidienummer 913012). Voor deze experimenten werd een combinatie van mannelijke en vrouwelijke Sprague Dawley-ratten in de leeftijd van 4-12 weken en met een gewicht van 100-400 g gebruikt. De details van de gebruikte reagentia en apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.
1. Verdoving
- Verdoof ratten door inademing van isofluraangas. Plaats het dier in de inductiekamer en draai de verdamper op 4%-5% voor inductie van anesthesie en 2%-3% om de anesthesie te behouden.
- Controleer de diepte van de anesthesie door de afwezigheid van de pedaalterugtrekkingsreflex te beoordelen voordat u verder gaat.
- Breng kunstmatige traangel aan op het oogoppervlak.
2. Positionering
- Zodra de anesthesie is ingebracht, plaatst u het dier op een verwarmingskussen in een zijligging in positie. Gebruik een neuskegel om de verdoving te behouden.
- Plaats de baan onder de operatiemicroscoop.
3. Chirurgische blootstelling
- Pak het bindvlies vast met een tandtang in het inferotemporale kwadrant (Figuur 1).
- Gebruik een Westcott-schaar om een radiale conjunctivale incisie te maken en open vervolgens de fascia van Tenon in het inferonasale kwadrant (Figuur 1). Gebruik stompe dissectie om bovenliggend orbitaal weefsel te verwijderen.
4. Isolatie van de oogzenuw
- Draai het oog nasaal met behulp van een tandtang en laat de assistent een ruggenmerghaak in het inferotemporale kwadrant steken om de oogzenuw te isoleren (Figuur 1). Zorg ervoor dat u de ventrale oftalmische ader en de extraoculaire spieren vermijdt.
- Verwijder het bovenliggende orbitale weefsel en de fascia van Tenon met behulp van stompe dissectie met een applicator of tang met wattenstaafje om de oogzenuw en de schede bloot te leggen.
5. Injectie
- Gebruik een naald van 33 G die is aangesloten op een spuit van 10 ül of 1 ml om de oogzenuwschede te doorboren (figuur 1).
- Injecteer verschillende concentraties adeno-geassocieerde virus-eGFP of Oost-Indische inktkleurstof in de oogzenuw onder directe visualisatie om ervoor te zorgen dat het materiaal rechtstreeks in de zenuw wordt geïnjecteerd.
- Om AAV-eGFP te beoordelen, injecteert u een suspensie van 10 μl met AAV-virale deeltjes (2 x 1013 vectorgenomen (vg)/ml voor een totale dosis van 2 x 1011 vg).
OPMERKING: Onderzoekers kunnen andere kleurstoffen of vlekken injecteren, afhankelijk van de experimentele behoeften.
6. Stappen na de procedure
- Herbenader het bindvlies van de limbus om de incisieplaats te bedekken en breng antibiotische zalf aan op het bindvlies (Figuur 1).
- Laat de dieren herstellen van de anesthesie en controleer ze op tekenen van infectie.
7. Vlekken
- Zeven dagen na injectie moeten de dieren worden geofferd via CO2 -verstikking, gevolgd door cervicale dislocatie11 volgens ethische richtlijnen. Ontleed de oogzenuw.
- Fixeer de oogzenuwen met 4% paraformaldehyde en spoel af met verhoogde concentraties sucrose. Integreer cryomolds in een 2:1-oplossing van OCT-verbinding tot 20% sucrose. Vries monsters snel in vloeibare stikstof in, bewaar ze bij -80 °C en doorsnede bij een dikte van 7 μm.
- Blokkeer cryosecties van de oogzenuw gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur in immunocytochemische (IHC) buffer en 3% runderserumalbumine. Incubeer secties met primair anti-GFP-antilichaam van ratten, verdund in IHC-buffer gedurende 2 uur bij kamertemperatuur.
- Incubeer secties met geitenanti-rat in IHC-buffer gedurende nog eens 1 uur bij kamertemperatuur. Label tijdens de incubatie van secundaire antilichamen secties met 4',6-diamidino-2-fenylindooldihydrochloride (DAPI) om celkernen te visualiseren. Spoel secties grondig af met PBS en monteer met een montagemedium.
8. Beeldvorming
- Afbeelding van de gelabelde secties met behulp van een rechtopstaand confocaal microscoopsysteem.
- Gebruik met name een violette laser van 405 nm om DAPI-labeling te visualiseren en een cyaanlaser van 488 nm om GFP te visualiseren.
OPMERKING: Instellingen voor elke laser (dwz laservermogen, intensiteit/versterking, achtergrond-/ruisfilters) moeten door elke gebruiker worden geoptimaliseerd voor verschillende confocale microscoopsystemen. Verkrijg afbeeldingen met behulp van een 20x objectieflens.
Resultaten
Representatieve experimentele resultaten met deze techniek voor injectie van de oogzenuw bij ratten worden weergegeven in figuur 2. In dit voorbeeld werd adeno-geassocieerd virus-eGFP (AAV-eGFP) in de oogzenuw van de rat geïnjecteerd met behulp van de hierboven beschreven transconjunctivale techniek met een naald van 33 G aangesloten op een spuit van 10 μL. Deze resultaten maakten deel uit van een experiment met deze techniek om oogzenuwinjectie te bestuderen als onderdeel van een uiteindelijk doel om AAV te gebruiken om CRISPR-correctie aan oogzenuwen toe te dienen in een rattenmodel van neurofibromatose 1 (NF1). Een combinatie van kleurstof en AAV-vector werd gebruikt om de injectietechniek te ontwikkelen. Dieren werden zeven dagen na injectie in de oogzenuw geofferd. Zenuwen werden vervolgens ontleed en gelabeld met anti-GFP-antilichamen om beeldvorming van de oogzenuw mogelijk te maken met confocale microscopie om te bevestigen dat het materiaal met succes de oogzenuwschede was binnengedrongen en de oogzenuw was binnengegaan. De succesvolle introductie van materiaal in de oogzenuw werd bevestigd door antilichaamkleuring en het leek groen bij confocale microscopie, zoals te zien is in figuur 2A. In gevallen waarin de penetratie door de oogzenuwschede niet volledig was, of er sprake was van uitstroom van materiaal uit de naaldbaan, werd kleuring gezien langs de rand van de oogzenuwschede in plaats van in het zenuwweefsel, zoals te zien is in figuur 2C.
Figuur 1: Volgorde van de chirurgische stappen. (A) Het bindvlies wordt vastgepakt met een getande tang en een Westcott-schaar wordt gebruikt om een limbale peritomie te creëren. (B) Nadat de fascia van de pen is geopend en botweg is ontleed, wordt de baan blootgelegd met behulp van een Westcott-schaar. (C) Een ruggenmerghaak wordt ingebracht en gebruikt om de oogzenuw te isoleren. (D) Na stompe dissectie van bovenliggend orbitaal weefsel wordt de oogzenuw blootgelegd met behulp van de ruggenmerghaak. (E) Een naald van 33 G wordt gebruikt om de oogzenuwschede te doorboren en adenovirus of kleurstof in de oogzenuw te injecteren. (F) De bol wordt in de baan geplaatst en het bindvlies wordt opnieuw over de peritomieplaats geplaatst. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Representatief fluorescerend confocaal panoramisch beeld van de oogzenuw van de rat 7 dagen na succesvolle injectie met AAV-eGFP (groen) waarbij vectorgetransduceerde neuronen nabij het optische chiasma. (A) Oogzenuwkernen zijn gelabeld met DAPI (blauw). ONH met pijl geeft de kop van de oogzenuw of het orbitale uiteinde van de zenuw aan, terwijl het uiteinde van het optische chiasma wordt aangeduid als "chiasma". (B) Foto van een oogzenuw van een rat van baan tot chiasme, ingebed in een bevroren cryosectieblok. De zenuw wordt onmiddellijk achter de oogkas geïnjecteerd met Oost-Indische inkt (injectieplaats aangegeven met een zwarte pijl) om de oogzenuw te oriënteren. (C) Panoramisch fluorescerend beeld van de oogzenuw van de rat 7 dagen na mislukte injectie met AAV-eGFP (groen) waarbij het grootste deel van de vectorsuspensie waarschijnlijk uit het zenuwkanaal is geëfleerd, waardoor de optische schede wordt getransduceerd. Oogzenuwkernen zijn gelabeld met DAPI (blauw). ONH geeft de oogzenuwkop direct achter het neurale netvlies en de injectieplaats aan, aangegeven door een witte pijl. Chiasme en witte pijl markeren naar het optische chiasma. Schaalbalken = 400 μm in (A) en 200 μm in (C). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| Veranderlijk | Naderen | ||
| Transconjunctivaal | Superieur | Lateraal | |
| Huid incisie | Nee | Ja | Ja |
| Conjunctivale incisie | Ja | Nee | Nee |
| Microscoop | Ja | Ja | Ja |
| Doorsnede van de superieure orbitale spier | Nee | Ja | Nee |
| Tractie hechtdraad | Nee | Ja | Ja |
| Ruggenmerg haak | Ja | Nee | Nee |
| Huid hechten | Nee | Ja | Ja |
Tabel 1: Vergelijking met eerder gepubliceerde technieken voor het isoleren van de oogzenuw van de rat voor experimenteel onderzoek. Variabelen, waaronder de noodzaak van huidincisie, conjunctivale incisie, operatiemicroscoop, doorsnijding van de superieure orbitale spier, tractiehechting, ruggenmerghaak en huidhechting, worden vergeleken met behulp van de transconjunctivale, superieure en laterale benaderingen.
Discussie
Dit artikel beschrijft een nieuwe methode om toegang te krijgen tot de oogzenuw van de rat voor experimenteel onderzoek zonder dat er een incisie in de huid nodig is. Deze aanpak biedt de potentiële voordelen van efficiëntie en verminderd risico op infectie en bloedingen, aangezien er geen incisie in de huid nodig is en er minder stappen zijn in vergelijking met andere technieken 8,9. Deze techniek maakt ook gebruik van de nieuwe benadering van het isoleren van de oogzenuw met een ruggenmerghaak van een rat om trauma aan de zenuw en de omliggende weefsels te voorkomen.
Kritieke stappen in de techniek zijn onder meer het maken van een adequate limbale incisie voor toegang tot de subconjunctivale ruimte, het gebruik van de ruggenmerghaak om de oogzenuw te isoleren en het gebruik van een naald met een kleine boring om de oogzenuwschede te doorboren en materiaal aan de oogzenuw af te leveren. Er moet voor worden gezorgd dat de haak van het ruggenmerg wordt gedraaid om de zenuw te isoleren. Als de zenuw niet duidelijk geïsoleerd is, moet de haak mogelijk meerdere keren worden ingebracht om ervoor te zorgen dat de zenuw geïsoleerd is, en een applicator met wattenstaafje kan worden gebruikt om bindweefsel uit de zenuwschede te verwijderen voor een betere visualisatie. Blootstelling aan deze techniek kan een grotere uitdaging zijn bij dieren van grotere omvang met een groter volume orbitaal vet. Het gebruik van een assistent om de omliggende weefsels terug te trekken voor voldoende blootstelling kan in deze situaties nuttig zijn. Er moet voor worden gezorgd dat de oogzenuw direct tijdens de injectie zichtbaar is. Door ervoor te zorgen dat de naald tijdens de injectie loodrecht door de zenuwschede wordt geleid, wordt het succes van de injectie verbeterd.
Deze techniek bouwt voort op eerder werk van Raykova et al. en Hallas en Wells 8,9. Raykova et al. beschreven de toegang tot de oogzenuw van de rat met behulp van een superieure benadering met een incisie in de huid gemaakt over de orbitale richel en doorsnede van de superieure orbitale spier8. Hoewel deze benadering blootstelling van de zenuw mogelijk maakt, vereist het doorsnijding van een extraoculaire spier met een hoger risico op bloedingen en de noodzaak om de huidincisie te hechten. Evenzo beschrijven Hallas en Wells een laterale benadering van de baan van de rat om de oogzenuw9 te bereiken. Ze beschrijven een laterale incisie in de huid, gevolgd door een laterale conjunctivale incisie en een tractiehechting die wordt gebruikt om het oog te draaien en de oogzenuw bloot te leggen9. Net als bij de superieure benadering, omvat deze techniek een incisie in de huid met als gevolg de noodzaak om de wond te sluiten en een hoger risico op infectie en bloeding 8,9. De hier gepresenteerde transconjunctivale techniek maakt een incisie in de huid en de spieren overbodig, waardoor het risico op bloedingen/infecties wordt verminderd en de efficiëntie wordt verbeterd door te voorkomen dat een huidincisie moet worden gesloten. De procedure veroorzaakt minimaal leed, wordt goed verdragen en vereist geen langdurig gebruik van pijnstillende of ontstekingsremmende medicijnen. De transconjunctivale techniek wordt vergeleken en gecontrasteerd met de eerder gepubliceerde technieken in Tabel 1.
Beperkingen van de techniek die in deze studie worden gepresenteerd, zijn onder meer een leercurve voor het isoleren van de oogzenuw met behulp van de ruggenmerghaak, maar als deze techniek eenmaal onder de knie is, zorgt deze techniek voor een efficiënte en atraumatische isolatie van de zenuw. Bekendheid met het gebruik van een operatiemicroscoop is voor deze techniek noodzakelijk. Hoewel er een leercurve is voor deze techniek, zal het kleinere aantal stappen en de afwezigheid van de noodzaak om de wond te hechten deze techniek gemakkelijker onder de knie te krijgen in vergelijking met de andere gepubliceerde benaderingen 8,9. Zorgvuldige stompe dissectie om de zenuw en de schede bloot te leggen is noodzakelijk, omdat er een bloeding kan optreden uit de nabijgelegen bloedvaten en spierweefsel. Bij grotere ratten kan het moeilijker zijn om grote delen van de oogzenuw bloot te leggen vanwege het verhoogde orbitale vet/weefsel, maar met zorg kan dit weefsel over het algemeen worden verwijderd met stompe dissectie om de visualisatie van de zenuw te verbeteren. Verder werk zou het gebruik van deze techniek in andere modelsystemen, zoals de muis, kunnen aanpakken en zou de chirurgische efficiëntie direct kunnen vergelijken met andere technieken voor toegang tot de oogzenuw.
Deze techniek kan worden gebruikt door andere groepen die toegang moeten hebben tot de oogzenuw van de rat voor experimenteel onderzoek. De hier gepresenteerde experimenten maakten deel uit van een groter project dat gericht was op het ontwikkelen van manieren om CRISPR-gencorrectie toe te dienen aan de oogzenuw in rattenmodellen van neurofibromatose type 1 (NF1). Het uiteindelijke doel van dit project is om manieren te vinden om gentherapie rechtstreeks aan de oogzenuw toe te dienen bij patiënten met NF1 om de ontwikkeling van oogzenuwgliomen, die het gezichtsvermogen bedreigen, te voorkomen12. In deze studie werd de kleurstof van Oost-Indische inkt of AAV-eGFP-vector in de oogzenuw geïnjecteerd om ervoor te zorgen dat materiaal in de oogzenuw werd afgeleverd en om aan te tonen dat de vector de oogzenuw kon binnendringen.
Deze techniek zou op grotere schaal door andere onderzoekers kunnen worden gebruikt, aangezien de zenuw mogelijk moet worden benaderd of nieuwe therapieën moeten worden geïnjecteerd in een poging om een verscheidenheid aan zichtbedreigende aandoeningen te behandelen, waaronder neoplasmata van de oogzenuw, degeneratieve processen zoals erfelijke optische neuropathie van Leber, traumatische optische neuropathie, glaucoom en auto-immuunziekten zoals optische neuritis13, 14. okt. Bijvoorbeeld, Singh et al. beschrijven injectie van C6-glioomcellen in de oogzenuw van de rat als een model van neurofibromatose type 1 dat toegang heeft tot de zenuw met behulp van een huidincisie3, Kwon et al. toegang tot de oogzenuw vanuit een laterale cutane benadering voor studies met compressie en regeneratie van de oogzenuw met stamcellen6, en Negishi et al. toegang tot de oogzenuw van de rat voor de plaatsing van een Schwann-celtransplantaat als een model van oogzenuw Regeneratie15. De hier gepresenteerde techniek zou een efficiëntere en veiligere aanpak kunnen bieden voor studies zoals deze die toegang tot de oogzenuw van de rat vereisen om een verscheidenheid aan experimentele vragen te beantwoorden.
Samenvattend toont dit werk de werkzaamheid aan bij het binnendringen van de oogzenuw met een kleine naaldbenadering en het vermogen om de zenuwschede binnen te dringen zonder dat er een incisie in de huid nodig is. De representatieve afbeeldingen laten zien dat de adenovirale vector met succes de oogzenuw is binnengedrongen. Deze techniek kan worden toegepast op een verscheidenheid aan oogzenuwexperimenten in regeneratieve geneeskunde, oncologie en erfelijke netvliesaandoeningen.
Openbaarmakingen
Geen relevante openbaarmakingen.
Dankbetuigingen
De auteurs willen de Gilbert Family Foundation bedanken voor het financieren van dit project.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 4’,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI) | MilliporeSigma | D9542 | 1:10.000 verdunning, gebruikt voor het kleuren van cryosecties |
| AAV virale deeltjes | Vectorbuilder | N/A | Vector gebruikt voor injectie in de optische zenuw |
| Aqua-Mount montagemedium | ThermoFisher Scientific | 14-390-5 | Gebruikt voor het monteren van gekleurde cryosecties |
| Rund serumalbumine | Research Products International Corp | 9048-46-8 | Gebruikt in het proces voor het kleuren van cryosecties |
| Geit anti-rat Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific | A-11006 | 1:1000 verdunning, gebruikt voor het kleuren van cryosecties |
| Isoflorane gas | Primal Healthcare | 66794-017-10 | Gas voor anesthesie |
| Leica TCS SPE rechtopstaande confocale microscoop systeem | Leica Microsystems | N/A | Confocale microscoop |
| Luer lock spuit | BD | 309628 | Spuit voor injectie |
| Microm HM505E cryostaat | Microm | M-HM360 van Marshall Scientific | Gebruikt voor het snijden van monsters |
| Ratten anti-GFP | BioLegend | 338002 | 1:500 verdunning, gebruikt voor het kleuren van cryosecties |
| Ruggenmerg haak | F.S.T | 10162-12 | Haak gebruikt om de optische zenuw te isoleren |
| Tien microliter spuit | Hamilton | CAL 803901 | Spuit voor injectie |
| Drieëndertig gauge naald | JBP | JBP3308B | Naald voor injectie |
| Tissue-Tek OCT compound | VWR International | 25608-930 | Gebruikt voor cryomold verwerking |
| Gekartelde pincet | Bausch and Lomb | E1809 | Pincet om het bindvlies vast te grijpen |
| Westcott gebogen tenotomie schaar | Bausch and Lomb | E3323-R | Schaar om peritomie te maken |
Referenties
- Korn, P., et al. Evaluation of the neuroprotective effects of methylprednisolone and surgical decompression in a rodent model of traumatic optic neuropathy. Curr Eye Res. 47 (3), 461-467 (2022).
- Lim, J. Y., Utzschneider, D. A., Sakatani, K., Kocsis, J. D. The attenuation of GABA sensitivity in the maturing myelin-deficient rat optic nerve. Brain Res Dev Brain Res. 72 (1), 15-20 (1993).
- Singh, D., Dromel, P. C., Perepelkina, T., Baranov, P., Young, M. C6 cell injection into the optic nerve of long-evans rats: A short-term model of optic pathway gliomas. Cell Transplant. 29, 963689720964383(2020).
- Schwaner, S. A., Feola, A. J., Ethier, C. R. Factors affecting optic nerve head biomechanics in a rat model of glaucoma. J R Soc Interface. 17 (165), 20190695(2020).
- Ellouze, S., et al. Optimized allotopic expression of the human mitochondrial ND4 prevents blindness in a rat model of mitochondrial dysfunction. Am J Hum Genet. 83 (3), 373-387 (2008).
- Kwon, H., Park, M., Nepali, S., Lew, H. Hypoxia-preconditioned placenta-derived mesenchymal stem cells rescue optic nerve axons via differential roles of vascular endothelial growth factor in an optic nerve compression animal model. Mol Neurobiol. 57 (8), 3362-3375 (2020).
- Pang, I. H., Clark, A. F. Rodent models for glaucoma retinopathy and optic neuropathy. J Glaucoma. 16 (5), 483-505 (2007).
- Raykova, K., Jones, M. V., Huang, H., Hoffman, P. F., Levy, M. Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve. J Vis Exp. (99), e52249(2015).
- Hallas, B. H., Wells, M. R. A novel technique for mulitple injections into the mamallian optic nerve. Kopf Carrier. 54, 1-10 (2000).
- Yan, F., et al. Partial optic nerve transection in rats: A model established with a new operative approach to assess secondary degeneration of retinal ganglion cells. J Vis Exp. (128), e56272(2017).
- Han, I. H., et al. Biocompatibility of human induced pluripotent stem cell-derived retinal progenitor cell grafts in immunocompromised rats. Cell Transplantation. 31, 1-25 (2022).
- Tang, Y., Gutmann, D. H. Neurofibromatosis Type 1-associated optic pathway gliomas: Current challenges and future prospects. Cancer Manag Res. 15, 667-681 (2023).
- Pan, T., et al. Implantation of biomimetic polydopamine nanocomposite scaffold promotes optic nerve regeneration through modulating inhibitory microenvironment. J Nanobiotechnol. 22 (1), 683(2024).
- Gokoffski, K. K., Peng, M., Alas, B., Lam, P. Neuro-protection and neuro-regeneration of the optic nerve: recent advances and future directions. Curr Opin Neurol. 33 (1), 93-105 (2020).
- Negishi, H., Dezawa, M., Oshitari, T., Adachi-Usami, E. Optic nerve regeneration within artificial Schwann cell graft in the adult rat. Brain Res Bull. 55 (3), 409-419 (2001).
Herprints en machtigingen
Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken
Toestemming aanvragen