Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een uniek muismodel voor kwantitatieve beoordeling van biofilmvorming op chirurgische implantaten in subcutaan abces

955 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68067

⸱

6 juni 2025

 ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Orthopaedic Trauma Institute (OTI), University of California, San Francisco (UCSF), 2Rosies Base, LLC, 3Department of Neurological Surgery, Weill Institute for Neurosciences, Brain and Spinal Injury Center (BASIC), University of California, San Francisco (UCSF)

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een uniek experimenteel model van implantaatgerelateerde infecties dat de gelijktijdige incubatie van twee implantaten met bacteriën onder identieke omstandigheden binnen een enkele muis mogelijk maakt. Het maakt ook een nauwkeurige beoordeling van de vorming van biofilm op implantaatoppervlakken mogelijk met behulp van geoptimaliseerde vergelijkende analytische methoden, waarbij geavanceerde technieken worden gedemonstreerd voor het evalueren van de antimicrobiële eigenschappen van biomaterialen.

Samenvatting

Om een nieuw biomateriaal met antibacteriële eigenschappen voor orthopedische chirurgische ingrepen te ontwikkelen, is het van cruciaal belang om een experimenteel diermodel van implantaatgerelateerde infecties op te zetten dat de pathologische toestand nauwkeurig nabootst. Bovendien is een kwantitatieve vergelijking met controlemonsters nodig om de vorming van biofilm op materialen te beoordelen. De huidige diermodellen, waarbij elk individu met een enkel materiaal wordt geïmplanteerd, kunnen echter inconsistente resultaten opleveren vanwege de heterogeniteit van de infectiestatus tussen proefpersonen. Bovendien blijft het nauwkeurig kwantificeren van biofilmvorming op materialen in vivo een uitdaging, en de bevindingen kunnen onbetrouwbaar zijn. Om deze problemen aan te pakken, demonstreerde deze studie een uniek muismodel van implantaatgerelateerde infectie dat de gelijktijdige incubatie van twee implantaten met bacteriën in een afgesloten omgeving binnen een enkele muis mogelijk maakt, waardoor een ingekapseld onderhuids abces wordt gevormd. Onder de huid van de rug werd aanvankelijk een volwassen luchtzakje gemaakt. Twee roestvrijstalen draden werden met elkaar verbonden en in het zakje geplaatst, gevolgd door de inoculatie van Xen 36, een bioluminescente stam van Staphylococcus aureus. Tegen 14 dagen na inoculatie had zich een onderhuids abces gevormd rond de draden. De biofilm werd volledig van het oppervlak van elke draad verwijderd en de opgeloste bacteriële suspensies werden nauwkeurig gemeten met behulp van geoptimaliseerde methoden om de vorming van biofilm op het implantaat te beoordelen, kolonievormende eenheden te bepalen en kwantitatieve polymerasekettingreactieanalyse uit te voeren. Door gebruik te maken van het lux-operon van de bioluminescente bacteriën, werden de relatieve expressieniveaus van luxA en 16S rRNA gebruikt om de bacteriële belasting in de biofilm op elke draad te bepalen. Deze geoptimaliseerde vergelijkende analytische benadering maakt nauwkeurige beoordelingen van biofilmvorming op twee draden onder uniforme infectieomstandigheden binnen een enkel muismodel mogelijk en kan de vooruitgang van biomaterialen met antibacteriële eigenschappen vergemakkelijken.

Inleiding

Implantaatgerelateerde infecties blijven een grote uitdaging in klinische omgevingen, omdat ze hoge morbiditeits- en mortaliteitspercentages kunnen veroorzaken bij orthopedische chirurgie, ondanks de vooruitgang in chirurgische techniek en implantaatontwerp1. Hoewel de incidentie van infecties geassocieerd met chirurgische implantaten aanzienlijk is afgenomen als gevolg van moderne normen voor aseptische controle in de operatiekameromgeving en geschikte protocollen voor peri-operatieve antibioticaprofylaxe, blijft de incidentie van implantaatgerelateerde infecties bij primaire chirurgie 2%-5%2.

Het primaire onderliggende mechanisme van implantaatgerelateerde infecties is de vorming van een biofilm op de implantaatoppervlakken, die micro-organismen beschermt tegen antibiotica en het immuunsysteem, waardoor de infectie moeilijk uit te roeien is 3,4. Aangezien bacteriële hechting op het implantaatoppervlak cruciaal is tijdens de eerste fase van de vorming van biofilm, is het minimaliseren van bacteriële hechting en de daaropvolgende vorming van biofilm een essentiële strategie om het risico op implantaatgerelateerde infecties te verminderen. Ondanks de antibacteriële eigenschappen van verschillende implantaattechnologieën, zijn deze niet op grote schaal klinisch gebruikt vanwege bijwerkingen, zoals celtoxiciteit en allergieën 5,6,7,8. Daarom is er nog steeds een onvervulde klinische behoefte aan antibacteriële implantaten die veiligheid, werkzaamheid, stabiliteit en duurzaamheid harmoniseren om het risico op implantaatgerelateerde infecties te verminderen. Het onderzoek naar en de ontwikkeling van implantaten met antibacteriële eigenschappen zou de chirurgische technologie kunnen bevorderen om deze problemen op te lossen.

Het beoordelen van de antibacteriële eigenschappen van verschillende biomaterialen met behulp van kleine diermodellen is essentieel voordat wordt overgegaan tot grotere diermodellen en klinische proeven9. Talrijke studies hebben toepasbare muismodellen van implantaatgerelateerde infecties aangetoond met behulp van een bioluminescente bacterie, die het luxABCDE-operon 10,11,12,13,14,15 bevat. Hoewel deze modellen het onderzoek naar de ontwikkeling van antibacteriële implantaten of technologieën versnellen, hebben ze bepaalde beperkingen. Ten eerste zijn geavanceerde expertise en gespecialiseerde apparatuur, zoals röntgenstralen of speciale beeldvormingssystemen, vaak nodig om de bacteriële belasting op de implantaten die in muismodellen worden geplaatst direct en nauwkeurig te beoordelen. Ten tweede, hoewel verzamelde implantaten doorgaans een solitair implantaat evalueren op een enkele infectieplaats per dier, kunnen de infectieomstandigheden en immunologische reacties van persoon tot persoon verschillen, wat mogelijk kan leiden tot variabiliteit in de resultaten van vergelijkende beoordelingen. Daarom, bij het vergelijken van de antibacteriële effecten van verschillende biomaterialen in vivo, is het implanteren en inoculeren met bacteriën in uniforme omgevingen gunstiger om deze problemen aan te pakken. Daarnaast is het essentieel om de huidige methodologie te optimaliseren en kwantitatieve beoordelingen uit te voeren met reproduceerbaarheid en nauwkeurigheid door gebruik te maken van de kenmerken van het diermodel en de gebruikte bacteriën.

Deze studie presenteert een nieuwe experimentele benadering voor in vivo implantaatgerelateerde infecties die nauwkeurige metingen mogelijk maakt om de biofilmvorming op de oppervlakken van twee implantaten binnen een enkel muismodel te beoordelen door middel van vergelijkende inter- en intra-individuele analytische methoden. De biofilm op elk implantaat kan worden gekwantificeerd met behulp van geoptimaliseerde methoden voor het visualiseren van de biofilm op het implantaat, het bepalen van de kolonievormende eenheden (CFU) en kwantitatieve polymerasekettingreactie (qPCR) analyse van een bioluminescente stam van Staphylococcus aureus, Xen 36. De vorige studie toonde aan dat een nieuw metalen implantaat een veelbelovende in vivo antibacteriële werkzaamheid bezit tegen Staphylococcus aureus met behulp van deze alomvattende benadering16. Deze methodologie kan gemakkelijk worden geïmplementeerd in een standaard laboratoriumomgeving en kan het onderzoek naar de ontwikkeling van antibacteriële biomaterialen versnellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de University of California San Francisco (UCSF) en worden uitgevoerd in een BSL2-faciliteit na overleg met en goedkeuring door het UCSF Biosafety Hazard Program, beheerd door UCSF Environmental Health and Safety. Mannelijke en vrouwelijke C57BL/6-muizen (12-16 weken oud, 25-50 mg) werden gebruikt. De details van de gebruikte reagentia en de gebruikte apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Preparaat van bacteriën

  1. Gebruik de bioluminescente Staphylococcus aureus Xen36 (ATCC49525) als ziekteverwekker.
    OPMERKING: Deze soort is verkregen uit de American Type Culture Collection (Manassas, VA) en maakt op unieke wijze gebruik van een luxABCDE-operon, dat is geoptimaliseerd en geïntegreerd in het inheemse plasmide van de gastheer. Xen36 maakt ook gebruik van het kanamycine-resistentiegen dat gekoppeld is aan het lux-operon.
  2. Voeg een kleine hoeveelheid bevroren glycerolbouillon Xen 36 toe en voeg de stukjes toe aan 5 ml tryptische sojabouillon (TSB) medium dat 200 μg/ml kanamycine bevat.
  3. Incubeer de cultuur een nacht bij 37 °C in een schudbroedmachine (200 rpm).
  4. Streep Xen36 op TSB-agarplaten (TSB in agar 1,5%) die 200 μg/ml kanamycine bevatten en incubeer een nacht bij 37 °C.
  5. Isoleer enkelvoudige kolonies Xen36 en kweek ze 's nachts in 5 ml TSB met 200 μg/ml kanamycine bij 37 °C in een schudbroedmachine (200 rpm).
  6. Meet de absorptie van de resulterende cultuur bij 630 nm.
  7. Verdun de cultuur en maak een Xen36-cultuur van 1,0 x 108 CFU/ml op basis van de extinctie bij 630 nm.
    OPMERKING: Een extinctiemeting bij 630 nm (tegen een TSB-blanco) van 0,5 komt ongeveer overeen met 1,0 x 108 CFU/ml Xen36.
  8. Verdun de cultuur en maak een Xen36-cultuur van 1,0 x 105 CFU/ml.

2. Voorbereiding van aangesloten implantaten

  1. Gebruik twee staafvormige draden die zijn samengesteld uit in de handel verkrijgbaar roestvrij staal van chirurgische kwaliteit (SUS316L), elk met een lengte van 8 mm en een diameter van 0.5 mm.
  2. Verbind de twee draden verticaal door ze in beide uiteinden van een 20 μL pipetpunt te steken die op een lengte van ongeveer 3 mm is gesneden.
    OPMERKING: Steek de verticaal aangesloten draden in de punt van de 18 G-naald (Figuur 1). Zorg ervoor dat de draden stevig zijn vastgezet met de pipetpunt om losraken te voorkomen.
  3. Autoclaaf de draden voordat ze operatief in de muizen worden geïmplanteerd.

3. Creatie van een rijp onderhuids zakje

OPMERKING: Maak 7 dagen voor bacteriële inoculatie het luchtzakje als volgt aan:

  1. Verdoof de muis (C57BL/6) met 2% isofluraan via inhalatie (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
    OPMERKING: Beoordeel het juiste niveau van anesthesie door de ademhalingsfrequentie, spierspanning, teenknijping, hoornvliesreflex en kleur van de slijmvliezen te observeren. Gebruik oogzalf op de ogen om uitdroging onder narcose te voorkomen.
  2. Breng de verdoofde muis over naar het operatiebed en scheer het dorsale cervicale/thoracale gebied van de muis.
  3. Veeg en steriliseer de hele regio met 70% ethanol en povidon-jodium.
  4. Vul een spuit van 10 ml met steriele lucht en bevestig een naald van 27 G aan de uitlaat.
  5. Knijp voorzichtig in de basis van de nek van de muis en til deze op om ruimte te creëren tussen het onderhuidse weefsel en de fascia.
  6. Plaats de naald in de middellijn tussen de schouderbladen van de muis en injecteer 3 ml steriele lucht subcutaan om het luchtzakje te creëren (Figuur 2).
    NOTITIE: Houd tijdens het injecteren van lucht beide zijden van de rug met de andere hand naar beneden om ervoor te zorgen dat de lucht zich naar het midden van de rug verspreidt, waardoor er in het midden een zakje ontstaat.
  7. Leg de muis terug in een kooi die is verwarmd met een thermisch kussen en houd hem nauwlettend in de gaten totdat hij hersteld is van de anesthesie.
  8. Injecteer 3 ml steriele lucht zoals hierboven beschreven om de holte op peil te houden en creëer elke 2 dagen een volwassen zakje.
    OPMERKING: Zuig voor elke keer opblazen de lucht uit het zakje aan om de juiste plaatsing van de naaldpunt te bevestigen. Haal de spuit voorzichtig uit de naald en laat de punt van de naald in het zakje. Blaas het zakje opnieuw op met 3 ml steriele lucht.

4. Implantatie van aangesloten draden en bacteriële inoculatie

  1. Verdoof de muis 7 dagen na de eerste luchtinjectie zoals beschreven in stap 3.1.
    OPMERKING: Controleer tijdens de chirurgische ingreep voortdurend of de muis ademt en verdoofd is. De gehele chirurgische ingreep duurt meestal 10-15 minuten wanneer deze wordt uitgevoerd door een getrainde chirurg. De anesthesie wordt gehandhaafd door een buisje met 2% isofluraan gemengd met zuurstof naast de snuit van de muis te plaatsen.
  2. Veeg en steriliseer de hele regio met 70% ethanol en povidon-jodium.
  3. Injecteer bupivacaïne subcutaan vlak voor de operatie.
  4. Maak een incisie van 3 mm in de lengterichting van de middellijn aan de bovenkant van het opvangzakje.
  5. Steek een naald van 18 G met de aangesloten draden in het zakje door het gat en duw de draden naar buiten met behulp van een binnenspuit van een naald van 25 G (Figuur 3A,B).
  6. Laat de punt van de 18 G-naald in het zakje, verwijder voorzichtig de binnencilinder en injecteer 3 ml 1,0 x 105 CFU/ml Xen36-cultuur met behulp van de spuit (Figuur 3C,D).
  7. Verwijder voorzichtig alle naalden, sluit de huid met een wondclip en sluit af met huidlijm (Figuur 3E,F).
  8. Zorg ervoor dat er geen lekkage is, plaats de muis terug in de individuele kooi die is verwarmd met een thermisch kussen en controleer zoals voorheen.

5. Extractie van de implantaten uit het onderhuidse abces

  1. Scheer na euthanasie via overdosering van isofluoraan het dorsale cervicale, thoracale en lumbale gebied van de muis en veeg en steriliseer het hele gebied met 70% ethanol en povidon-jodium (Figuur 4A).
    OPMERKING: De euthanasie werd uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de American Veterinary Medical Association (AVMA) voor de euthanasie van dieren.
  2. Maak een incisie van 2 cm in de middellijn in de lumbale regio en scrub het onderhuidse weefsel voorzichtig met een schaar.
  3. Verleng de incisie en subcutane dissectie proximaal en scheid het aanhangende weefsel rond het abces (Figuur 4B - D).
  4. Snijd het gehele onderhuidse abces weg (Figuur 4E).
  5. Knip het abces door en haal voorzichtig de draad uit de binnenkant van het abces (Figuur 4F).

6. Kwantificering van de gevormde biofilm op de implantaatoppervlakken

  1. Kristalviolette test
    1. Plaats de draden die uit het abces zijn geëxtraheerd in individuele putjes van een plaat met 24 putjes die 1 ml gedeïoniseerd (DI) water bevatten.
    2. Breng de draden over naar nieuwe putjes die 1 ml DI-water bevatten om loszittende bacteriën van het oppervlak van de draden te verwijderen.
    3. Bevestig de biofilm op de draden met 100% ethanol gedurende 1 minuut en laat ze drogen.
    4. Breng de draden over naar nieuwe putjes die 1 ml 0,1% kristalviolet reagens bevatten.
    5. Was de draden na 15 minuten vlekken voorzichtig twee keer met DI-water om overtollige kleurstof te verwijderen.
    6. Plaats het implantaat gedurende 15 minuten in een microcentrifugebuis van 1,5 ml met 250 μl 33% azijnzuur; Los het kristalviolet op dat aan de biofilm op het implantaat hecht, gevolgd door vortexing gedurende 1 minuut.
    7. Breng 200 μL van de suspensie over op een plaat met 96 putjes en meet de extinctie bijOD 630 nm met behulp van een microplaatlezer. Alle metingen worden in drievoud uitgevoerd.
  2. Tellen van kolonievormende eenheden (CFU)
    1. Verwijder alle loszittende bacteriën van het oppervlak van de draden zoals beschreven in stap 6.1.2.
    2. Plaats het implantaat in een microcentrifugebuisje van 1,5 ml met 200 μl 10x trypsine en incubeer gedurende 1 uur bij 37 °C.
    3. Vortex gedurende 1 minuut en sonificeer in een waterbad op 100 W gedurende 5 min, gevolgd door extra vortex gedurende 30 s om de biofilm in de suspensie los te maken.
    4. Inoculeer 10 μl van de serieel verdunde suspensie op de TSB-agarplaten (TSB in agar 1,5%) met 200 μg/ml kanamycine.
      OPMERKING: Voer deze procedure in drievoud uit voor elke oplossing.
    5. Na 24 uur incubatie van de platen bij 37 °C telt u de kolonies op de platen en berekent u het aantal bacteriecellen in de oorspronkelijke cultuur aan de hand van het gemiddelde aantal kolonies17.
      NOTITIE: Om ervoor te zorgen dat alle bacteriën van de draden worden verwijderd, wat cruciaal is voor een nauwkeurige meting, kleurt u de draden met kristalviolet en observeert u ze nadat u de suspensie op de platen hebt aangebracht. In de voorbereidende experimenten werden door de combinatie van de bovenstaande mechanische en chemische dissociatie met succes alle Xen36-biofilms van de oppervlakken van de conventionele roestvrijstalen draad verwijderd (Figuur 5).
  3. Kwantitatieve polymerasekettingreactie (qPCR) analyse
    1. Verwijder alle loszittende bacteriën van het oppervlak van de draden zoals beschreven in stap 6.1.2.
    2. Plaats het implantaat in een microbuisje van 1.5 ml met 600 μl TSB.
    3. Extraheer DNA met behulp van het pelletvrije gemodificeerde alkalische lysissysteem16.
      OPMERKING: Het uiteindelijke volume geëlueerd DNA is 20 μL.
    4. Verdun het DNA 1:10 en bewaar het bij -20 °C.
    5. Voer qPCR uit voor de luxA- en 16S-rRNA-genen 16.
      OPMERKING: Alle qPCR-reacties worden in drievoud uitgevoerd. Het totale reactiemixvolume is 10 μl, met 3 μl DNA-sjabloon, 5 μl SYBR Green, 1 μl nucleasevrij water en 0,5 μl van elke primer. Primers voor het luxA-gen zijn 5'- GAGCATCATTTCACGGAGTTTG -3' en 5'- ATAGCGGCAGTTCCTACATTC -3'. Primers voor het 16S rRNA-gen zijn 5'- GTGGAGGGTCATTGGAAACT - 3' en 5'- CACTGGTGTTCCTCCATATCTC - 3'. De PCR-omstandigheden zijn als volgt: eerste denaturatie gedurende 2 minuten bij 94 °C, gevolgd door 40 cycli van 15 s bij 94 °C, 30 s bij 60 °C en 30 s bij 72 °C, en een laatste verlenging bij 72 °C gedurende 5 minuten.
    6. Zet het gemiddelde van de drempelwaarden met drie cycli (Ct) uit tegen een kalibratiecurve die is gegenereerd met DNA dat rechtstreeks is gezuiverd uit serieel verdunde zuivere Xen36-culturen om de bacteriële belasting op het implantaat te schatten (Figuur 6).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze studie evalueerde de betrouwbaarheid van een alomvattende aanpak met behulp van een nieuw muismodel van implantaatgerelateerde infectie met geoptimaliseerde kwantitatieve beoordelingen van biofilmvorming op implantaatoppervlakken, die in de vorige studie is gebruikt16. De twee identieke implantaten werden gebruikt om de biofilm die op hun oppervlakken werd gevormd te onderzoeken, met als doel te verifiëren dat beide implantate...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie toonde een alomvattende aanpak aan voor nauwkeurige kwantitatieve beoordelingen van biofilmvorming op meerdere implantaten door gebruik te maken van een nieuw muismodel en geoptimaliseerde analysetechnieken voor implantaatgerelateerde infectie. Om ervoor te zorgen dat twee implantaten onder identieke infectieomstandigheden bij dezelfde proefpersoon werden geïncubeerd, werd door middel van herhaalde luchtinjecties een volwassen onderhuids zakje gemaakt in een enkele muis. Dit ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen tegenstrijdige belangen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd gedeeltelijk gefinancierd door een NSF Industry/University Cooperative Research Program genaamd het Center for Disruptive Musculoskeletal Innovations (IIP-1916629), Komatsuseiki Kosakusho Co., Ltd. en Rosies Base, LLC.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AzijnzuurTHOMAS SCIENTIFIC12-16-15-00
Agilent BioTek 800 TS AbsorptiemeterAgilentBT800TS
Air-Tite steriele hypodermische naalden, Naaldmaat: 18 GFISHER SCIENTIFIC14817151 (CS)
BD Spinalnaalden: 25 GFISHER SCIENTIFIC22043805
Benchtop Incubator ShakerFISHER SCIENTIFIC
Branson Ultrasoon Bad, 115 Vac, 60 HzFISHER SCIENTIFIC2489500
Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator)RPI-T48500-500.0
Centrifuge sorvall picoFISHER SCIENTIFIC
CFX96 Real Time Optics Module qPCR SystemBIO-RAD
Compact Sterilisator, 30LTHOMAS SCIENTIFIC LLC22A00N096 (EA/1)
Kristal Violet, 1%, Oplossing SCI_EDFISHER SCIENTIFIC10114-58-6
Falcon 24-well celcultuurplaatFISHER SCIENTIFIC877125
Falcon 96-well celcultuurplaatFISHER SCIENTIFIC8771001
Fisherbrand Digital Vortex MixerFISHER SCIENTIFICS
KanamycinTHOMAS SCIENTIFIC LLC 15160054
Mannitol Zout Agar 
FISHER SCIENTIFIC 
Microbiologische IncubatorThermo Scientific51028063H
PBS, Fosfaat Gebufferde Saline
Staphylococcus aureus ATCC 49525 (Xen36)Perkin Elmer119243
SYBR Green I Nucleïnezuur Gel StainFISHER SCIENTIFIC
Trypsine 10x (2,5%)FISHER SCIENTIFIC15090046
Tryptische Soja Bouillon NETA SCIENTIFIC INC 
Zyppy Plasmid Miniprep KiFISHER SCIENTIFIC501977785pellet-free gemodificeerd alkalisch lysis systeem

Referenties

  1. Wukich, D. K., Lowery, N. J., McMillen, R. L., Frykberg, R. G. Postoperative infection rates in foot and ankle surgery: a comparison of patients with and without diabetes mellitus. J Bone Joint Surg Am. 92 (2), 287-295 (2010).
  2. Darouiche, R. O. Treatment of infections associated with surgical implants. N Engl J Med. 350 (14), 1422-1429 (2004).
  3. Arciola, C. R., Campoccia, D., Montanaro, L. Implant infections: Adhesion, biofilm formation and immune evasion. Nat Rev Microbiol. 16 (7), 397-409 (2018).
  4. Li, P., Yin, R., Cheng, J., Lin, J. Bacterial biofilm formation on biomaterials and approaches to its treatment and prevention. Int J Mol Sci. 24 (14), ijms241411680(2023).
  5. Chen, X., Zhou, J., Qian, Y., Zhao, L. Antibacterial coatings on orthopedic implants. Mater Today Bio. 19, 100586(2023).
  6. Pan, C., Zhou, Z., Yu, X. Coatings as the useful drug delivery system for the prevention of implant-related infections. J Orthop Surg Res. 13 (1), 220(2018).
  7. Savvidou, O. D., et al. Efficacy of antimicrobial coated orthopedic implants on the prevention of periprosthetic infections: A systematic review and meta-analysis. J Bone Jt Infect. 5 (4), 212-222 (2020).
  8. Sussman, E. M., Casey, B. J., Dutta, D., Dair, B. J. Different cytotoxicity responses to antimicrobial nanosilver coatings when comparing extract-based and direct-contact assays. J Appl Toxicol. 35 (6), 631-639 (2015).
  9. Cyphert, E. L., Zhang, N., Learn, G. D., Hernandez, C. J., von Recum, H. A. Recent advances in the evaluation of antimicrobial materials for resolution of orthopedic implant-associated infections in vivo. ACS Infect Dis. 7 (12), 3125-3160 (2021).
  10. Stavrakis, A. I., et al. Current animal models of postoperative spine infection and potential future advances. Front Med (Lausanne). 2, 34(2015).
  11. Carli, A. V., et al. Quantification of Peri-implant bacterial load and in vivo biofilm formation in an innovative, clinically representative mouse model of periprosthetic joint infection. J Bone Joint Surg Am. 99 (6), e25(2017).
  12. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS One. 5 (9), e12580(2010).
  13. Kelley, B. V., et al. In vivo mouse model of spinal implant infection. J Vis Exp. (160), e60560(2020).
  14. Meroni, G., et al. A Journey into animal models of human osteomyelitis: A review. Microorganisms. 10 (6), 10061135(2022).
  15. Wang, Y., et al. Mouse model of hematogenous implant-related Staphylococcus aureus biofilm infection reveals therapeutic targets. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (26), E5094-E5102 (2017).
  16. Mitsuhiro Nishizawa, D. H., et al. A novel approach to reducing spinal implant-associated infections. bioRxiv. , (2024).
  17. Fehlings, M. G., et al. A clinical practice guideline for the management of patients with acute spinal cord injury: Recommendations on the use of methylprednisolone sodium succinate. Global Spine J. 7 (3 Suppl), 203S-211S (2017).
  18. Dworsky, E. M., et al. Novel in vivo mouse model of implant-related spine infection. J Orthop Res. 35 (1), 193-199 (2017).
  19. Masters, E. A., et al. Distinct vasculotropic versus osteotropic features of S. agalactiae versus S. aureus implant-associated bone infection in mice. J Orthop Res. 39 (2), 389-401 (2021).
  20. Sheppard, W. L., et al. Novel in vivo mouse model of shoulder implant infection. J Shoulder Elbow Surg. 29 (7), 1412-1424 (2020).
  21. Mansouri, M. D., Ramanathan, V., Al-Sharif, A. H., Darouiche, R. O. Efficacy of trypsin in enhancing assessment of bacterial colonization of vascular catheters. J Hosp Infect. 76 (4), 328-331 (2010).
  22. Wang, X., Howe, S., Deng, F., Zhao, J. Current applications of absolute bacterial quantification in microbiome studies and decision-making regarding different biological questions. Microorganisms. 9 (9), 9091797(2021).
  23. Lima, A., Franca, A., Muzny, C. A., Taylor, C. M., Cerca, N. DNA extraction leads to bias in bacterial quantification by qPCR. Appl Microbiol Biotechnol. 106 (24), 7993-8006 (2022).
  24. Eleaume, H., Jabbouri, S. Comparison of two standardization methods in real-time quantitative RT-PCR to follow Staphylococcus aureus genes expression during in vitro growth. J Microbiol Methods. 59 (3), 363-370 (2004).
  25. Vidlak, D., Kielian, T. Infectious dose dictates the host response during Staphylococcus aureus orthopedic-implant biofilm infection. Infect Immun. 84 (7), 1957-1965 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Muisinfectiemodelimplantaatgerelateerde infectieantibacteri le biomaterialenbioluminescente bacteri nkristalvioletkleuringcolony forming unitskwantitatieve PCR
Een uniek muismodel voor kwantitatieve beoordeling van biofilmvorming op chirurgische implantaten in subcutaan abces
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.