Methodenartikel

Implantatie van een draadloos telemetrieapparaat in een Fontan-schapenmodel voor continue en langdurige hemodynamische monitoring

1.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68068

⸱

2 mei 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Regenerative Medicine, Abigail Wexner Research Institute at Nationwide Children's Hospital, 2Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3Biomedical Sciences Graduate Program, The Ohio State University College of Medicine, 4Department of Pediatric Cardiology, Nationwide Children's Hospital, 5Department of Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft de chirurgische methodologie voor het implanteren van een draadloos telemetrieapparaat voor grote dieren om continue en langdurige verzameling van hemodynamische gegevens mogelijk te maken, waaronder hartslag, arteriële bloeddruk, inferieure en superieure vena cava-druk en hartritme.

Samenvatting

Hoewel de Fontan-procedure de levensverwachting voor patiënten met een enkel ventrikel drastisch verbetert, wordt algemeen erkend dat de resulterende bloedsomloop op lange termijn een aanzienlijke ziektelast veroorzaakt als gevolg van chronisch verhoogde centrale veneuze druk en verminderd hartminuutvolume. Chronische Fontan-diermodellen zijn een waardevolle aanwinst voor het bestuderen van de late fysiologische resultaten die verband houden met deze operatie en een noodzakelijk hulpmiddel bij de evaluatie van toekomstige apparaten die zijn ontworpen om het falen van Fontan te verlichten. Eerdere pogingen om chronische Fontan-modellen te maken werden echter gehinderd door slechte overlevingspercentages. Bovendien vormt effectieve hemodynamische gegevensverzameling een grote uitdaging bij vrij bewegende dieren. Daartoe biedt het gebruik van draadloze implanteerbare telemetriesystemen een nieuwe oplossing voor real-time en langdurige monitoring van cardiovasculaire gegevens. Dit protocol beschrijft de methodologie voor chirurgische implantatie van een draadloos telemetrie-apparaat in een Fontan-overlevingsschapenmodel, waardoor de continue en voortdurende registratie van verschillende hemodynamische parameters mogelijk wordt, waaronder hartslag, arteriële bloeddruk en gelokaliseerde druk in de inferieure (IVC) en superieure vena cava (SVC). Telemetrie-apparaten werden geïmplanteerd met canulatie van de halsslagader en de interne halsader of dijbeenslagader en -ader, voor het plaatsen van drukgevoelige katheters in respectievelijk de aorta ascendens en SVC of de abdominale aorta en IVC. Het gebruik van de draadloze telemetriesystemen maakte nauwgezette postoperatieve monitoring mogelijk na een eentraps Fontan-operatie, wat bijdroeg aan een beter dierenwelzijn en overleving.

Inleiding

De ontwikkeling van de Fontan-procedure in 1971 leidde tot aanzienlijke verbeteringen in de resultaten voor patiënten met enkelvoudig ventrikel1. Het doel van deze operatie is om de systemische en pulmonale veneuze terugkeer naar het hart te scheiden, waardoor de systemische oxygenatie wordt verhoogd en de volumebelasting van het systemische ventrikel wordt verlicht. Sinds de introductie zijn er tal van wijzigingen aangebracht in de chirurgische benadering. Momenteel wordt totale bypass van het rechterhart meestal bereikt door middel van gefaseerde reconstructie 2,3. Meestal wordt de eerste fase uitgevoerd tijdens de eerste levensweek4. Patiënten ondergaan vervolgens een tweede fase, die bestaat uit de Glenn-procedure of hemi-Fontan, om de bloedstroom om te leiden van de superieure vena cava (SVC) naar de longslagader (PA)5. Dit wordt gevolgd door de Fontan-procedure, waarbij een extracardiale leiding of laterale tunnel wordt gemaakt tussen de inferieure vena cava (IVC) en PA6. Chirurgische vooruitgang zoals die in de loop van de geschiedenis van de Fontan-procedure is gemaakt, had niet kunnen worden bereikt zonder het gebruik van diermodellen7.

Hoewel de Fontan-procedure de levensverwachting van patiënten met één ventrikel drastisch verbetert, wordt algemeen erkend dat de resulterende circulatie, die werkt zonder een subpulmonale pomp, op de lange termijn een aanzienlijke ziektelast veroorzaakt als gevolg van chronisch verhoogde centrale veneuze druk (CVP) en verminderd hartminuutvolume 8,9,10,11,12 . Chronische Fontan-diermodellen zijn een waardevolle aanwinst voor het bestuderen van de late fysiologische resultaten die verband houden met deze operatie13. Actieve gegevensverzameling van cardiovasculaire parameters, zoals CVP, hartslag en andere vitale functies, om de postoperatieve hemodynamische veranderingen vast te leggen, is essentieel voor een uitgebreide evaluatie van de zich ontwikkelende pathofysiologie. Bovendien zijn diermodellen een noodzakelijk hulpmiddel voor het testen van het vermogen van nieuwe ventriculaire hulpmiddelen die zijn ontworpen om de hemodynamische tekortkomingen van de Fontan-circulatie in vivote verlichten 14,15,16,17,18,19.

Het effectief verzamelen van gegevens vormt echter een grote uitdaging. Invasieve kathetertechnieken worden beperkt door hun voorbijgaande aard, de bijbehorende procedurele risico's en het onvermogen om de toestand van het dier gedurende langere perioden te monitoren. Bovendien werden eerdere pogingen om een groot dierlijk Fontan-model te maken gehinderd door slechte overlevingspercentages, vermoedelijk als gevolg van het falen van normale harten om zich aan te passen aan de acute oprichting van de Fontan-circulatie 7,20. Daartoe biedt het gebruik van draadloze telemetriesystemen een nieuwe oplossing voor realtime, langdurige verzameling van cardiovasculaire gegevens bij vrij bewegende dieren21,22. Deze apparaten kunnen ook nauwgezette postoperatieve monitoring mogelijk maken, wat kan leiden tot een beter dierenwelzijn en overleving.

Hier beschrijven we de methodologie voor de succesvolle implantatie en het gebruik van een draadloos telemetriesysteem23 in een chronisch Fontan-schapenmodel. Deze techniek bood een robuust en betrouwbaar middel voor het continu verzamelen van hemodynamische gegevens, waardoor de studie van veneuze drukken en andere belangrijke fysiologische parameters mogelijk werd. Implementatie van deze technologie in preklinische modellen is van cruciaal belang voor het bevorderen van ons begrip van de fysiologie van Fontan en de ontwikkeling van nieuwe therapeutische strategieën die gericht zijn op het verbeteren van de langetermijnresultaten van Fontan-patiënten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit experimentele protocol is goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van het Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR20-00121). Alle procedures voldeden aan de richtlijnen die zijn uiteengezet in de gids van het National Institute of Health voor het gebruik en de verzorging van proefdieren. Dit onderzoek volgde de richtlijnen voor dieronderzoek: rapportage van in vivo experimenten. Dorset-schapen met een gewicht van 23-38 kg en een leeftijd van 2-12 maanden werden gehuisvest in een specifieke pathogeenvrije omgeving met vrije toegang tot voedsel en water gedurende ten minste 1 week vóór de operatie. De apparatuur en reagentia die in het onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Voorbereiding van dieren

  1. Laat de schapen 1 week voor de operatie evalueren door het veterinaire team om er zeker van te zijn dat ze veilig anesthesie kunnen ondergaan. Vast, gezonde schapen en onthoud water gedurende 12 uur voorafgaand aan de chirurgische ingreep.
  2. Kalmeren met een combinatie van ketamine (4 mg/kg) en diazepam (0,5 mg/kg) geïnjecteerd via een inwendige halsader (IJ).
  3. Scheer schapen volgens de geplande procedure (hieronder beschreven) en over de dij voor het plaatsen van het elektrocauterisatie-aardingskussen. Reinig de operatieplaatsen met alcohol.
  4. Breng een endotracheale tube van 8-9 mm met één lumen in de luchtpijp in.
  5. Breng een orogastrische sonde in voor decompressie van de maag en pens.
  6. Breng een veneuze katheter met één lumen (16-18 G) in de rechter halsader of een laterale vena saphena in voor continue vloeistoftoediening, continue infusie (CRI) van propofol en injectie van het geneesmiddel indien nodig.
  7. Plaats een arteriële lijn (22-24 G) in een oorslagader voor continue bloeddrukmeting.
  8. Plaats een bloeddrukmanchet op de rechter voorpoot voor niet-invasieve bloeddrukmeting, een clip op het oor of de tong om de zuurstofverzadiging te controleren en een elektrocardiogram (ECG) op alle vier de ledematen.
  9. Handhaaf tijdens de procedure de anesthesie met geïnhaleerd isofluraan 1%-3% met 100% O2 en/of propofol CRI (20-45 mg/kg/uur).
  10. Reinig de operatieplaatsen aseptisch met behulp van een prep op basis van chloorhexidine en drapeer ze op de standaard steriele manier.
  11. Dien cefazoline (25 mg/kg) toe voor antibiotische profylaxe vóór incisie en doseer indien nodig elke 4 uur tijdens de operatie opnieuw.
  12. Dien een subcutane injectie met lokaal anestheticum, zoals bupivacaïne 0,25%, toe op alle geplande incisieplaatsen voorafgaand aan de incisie.

2. Voorbereiding van het telemetrieapparaat

  1. Open het telemetriesoftwareprogramma en zet het telemetrieapparaat aan met behulp van de magneetschakelaar terwijl het nog verzegeld is in de originele verpakking.
  2. Klik in het softwareprogramma op Hardware in de bovenste balk en selecteer PhysioTel Digital (CLC)-configuratie bewerken om de telemetrie-eenheid toe te wijzen aan een communicatielinkcontroller (CLC).
  3. Zodra een CLC is geselecteerd, wordt de pagina met CLC-details geopend. Klik op deze pagina op Zoeken naar implantaten, waardoor een zoekopdracht wordt gestart naar implantaten die in de buurt zijn ingeschakeld.
  4. Klik op Toevoegen om de telemetrie-eenheid toe te voegen aan de lijst Implantaten geselecteerd. Het apparaat verschijnt nu onder de lijst Geconfigureerde implantaten op de pagina CLC-details. Klik op Opslaan en afsluiten .
  5. Start de gegevensverzameling door op de afspeelknop naast de naam van de telemetrie-eenheid op het tabblad Sampling Control te drukken. De grafiek die de live gegevensverzameling weergeeft, wordt automatisch geopend.
  6. Haal het apparaat uit de buitenverpakking en breng het over in de steriele binnenverpakking op de operatietafel.
  7. Zet het apparaat op nul terwijl het in de binnenverpakking zit. Wacht tot de metingen van het apparaat 30 s stabiel zijn geweest en gebruik de gestabiliseerde niet-pulserende gemiddelde (NPMN) drukwaarden als offset.
  8. Selecteer in Onderwerpinstelling het instellingenpictogram naast de parameter die op nul wordt gezet en open het tabblad Offsets . Voer de offsetwaarde van de NPMN-metingen in het tekstvak in.
  9. Controleer na het invoeren van de offset of de NPMN-waarden 0 ± 0,1 mmHg zijn. Als dit niet het geval is, herhaalt u stap 2.7 totdat de waarden binnen het gewenste bereik liggen.
  10. Voer stap 2.7-2.9 uit voor beide drukkanalen.
  11. Voordat u de drukgevoelige katheters in een bloedvat inbrengt, tikt u op de punt om het overeenkomstige kanaal te identificeren. Tikken worden zichtbaar in de golfvormuitvoer.
  12. Gebruik de katheter die overeenkomt met het linkerventrikeldrukkanaal (LVP) voor het meten van de arteriële druk en het bloeddrukkanaal (BP) voor het meten van de veneuze druk.
  13. Stel op het tabblad Standaardkenmerken van het dialoogvenster Kenmerken van bloeddrukanalyse de minimale pulshoogte in op 1 mmHg voor het bloeddrukkanaal.

3. Methode 1: Cannulatie van dijbeenslagader en ader

  1. Scheer de schapen in een brede omtrek rond de rechter lies en over de buik en borst.
  2. Plaats de schapen in rugligging op de operatietafel met hun voorpoten in flexie vastgezet met een flexibele stoffen riem en de achterpoten in het verlengde met een schuifknoop om toegang tot de lies mogelijk te maken (Figuur 1A).
  3. Maak een transversale incisie van 5 cm in de rechter liesstreek gecentreerd over de voelbare dijbeenslagader, ongeveer 1 cm onder de liesplooi.
  4. Gebruik een combinatie van elektrocauterisatie en stompe dissectie en ontleed door het onderhuidse weefsel naar de dijbeendriehoek. Lokaliseer de femurvaten door te palperen voor de arteriële pols.
  5. Verdeel tussen de sartorius- en adductor longus-spier in de richting van de spiervezels om de dijbeenvaten bloot te leggen (Figuur 1B).
  6. Gebruik een combinatie van stompe en scherpe dissectie om het bindweefsel rondom uit de dijbeenvaten te verwijderen.
  7. Leid een 2-0 zijden stropdas met dubbele lus rond beide bloedvaten proximaal en distaal van de canulatieplaats voor tijdelijke ligatie van het vat.
  8. Maak een dwarse incisie van 6 cm door de huid in de rechter onderbuik, ongeveer 3 cm boven de liesplooi.
  9. Gebruik een combinatie van elektrocauterisatie en stompe dissectie om het onderhuidse vet en bindweefsel te ontleden om een zak van 6 cm x 4 cm te creëren die oppervlakkig is ten opzichte van de externe schuine hoek.
  10. Plaats het telemetrieapparaat in de onderhuidse zak en zet het op zijn plaats vast met een 2-0 zijden hechtdraad (Figuur 1C).
  11. Tunnel de antenne van het telemetrieapparaat onder het onderhuidse weefsel en zet deze op zijn plaats vast met een 2-0 zijden hechtdraad.
  12. Voor het plaatsen van de biopotentiaalkabels (ECG) maakt u tegenincisies van 1 cm in de huid over de midden- en onderbuik, evenals de onder- en bovenborst. Tunnel subcutaan om deze incisies aan te sluiten op de lichaamszak van het apparaat en leid de ECG-kabels naar de gewenste locatie.
  13. Plaats de positieve elektrode in het onderhuidse weefsel links van het onderste borstbeen. Zorg ervoor dat de siliconenslang is verwijderd om de punt van de staaldraad eronder zichtbaar te maken.
  14. Plaats de negatieve elektrode in het onderhuidse weefsel rechts van het bovenste borstbeen.
  15. Overtollige bedrading voor beide draden kan worden opgerold en op de onderhuidse plaats worden vastgezet met behulp van een 2-0 zijden hechtdraad.
  16. Maak een onderhuidse tunnel van de zak van het onderbuikapparaat naar de incisie in de lies, en rijg de twee drukkatheters erdoor.
  17. Plaats een portemonnee-draadsteek met behulp van een 6-0 polypropyleen hechtdraad rond de canulatieplaats van zowel de dijbeenslagader als de ader, die kan worden vastgezet met een plastic tourniquet.
  18. Vul de kathetergeltips met niet-samendrukbare gel met een hoge viscositeit om stolling in de kathetertips te voorkomen en ervoor te zorgen dat er geen luchtbellen ontstaan.
  19. Dien 3 minuten voor canulatie een dosis intraveneuze heparine (100 eenheden/kg) toe.
  20. Span de proximale en distale 2-0 zijden tourniquets rond de dijbeenslagader aan. Snijd voorzichtig in het vat in het midden van de tassteek met behulp van een #11 messcalpel en verwijd lichtjes met de punt van een gebogen hemostaat.
  21. Breng de drukkatheter in die overeenkomt met het LVP-kanaal en schuif deze in de abdominale aorta, waarbij u de proximale zijden tourniquet losmaakt om de katheter te kunnen passeren. Draai de hechtdraad van het taskoord vast en bind deze om de katheter.
  22. Herhaal stap 3.20 en 3.21 voor canulatie van de dijbeenader met behulp van de drukkatheter die overeenkomt met het bloeddrukkanaal en ga deze naar de abdominale IVC (Figuur 1D).
  23. Controleer met behulp van fluoroscopie of de kathetertips zich op de juiste manier in de IVC en de aorta bevinden.
  24. Benader de sartoriusspier opnieuw met behulp van een 2-0 resorbeerbare hechtdraad.
  25. Sluit de huid af met diepe dermale en subcuticulaire hechtingen met behulp van respectievelijk 3-0 en 4-0 resorbeerbare hechtingen.

4. Methode 2: Cannulatie van de halsslagader en interne halsader

  1. Scheer de schapen in een brede omtrek rond de linkernek en naar beneden over de borst.
  2. Plaats het schaap in de rechter laterale decubitus op de operatietafel met de linker voorpoot in flexie vastgezet met behulp van een schuifknoop om de borstkas bloot te leggen (Figuur 2A).
  3. Maak een incisie van 5 cm in de longitudinale huid boven de linker halsslagader en de IJ-ader, ongeveer 7 cm craniaal tot aan de thoracale inlaat.
  4. Ontleed met behulp van elektrocauterisatie het onderhuidse vet, bindweefsel en platysma om de nekvaten bloot te leggen (Figuur 2B).
  5. Gebruik een combinatie van stompe en scherpe dissectie om het bindweefsel van de linker halsslagader en de IJ-ader rondom vrij te maken.
  6. Leid een 2-0 zijden stropdas met dubbele lus rond beide bloedvaten proximaal en distaal van de canulatieplaats voor tijdelijke ligatie van het vat.
  7. Maak een longitudinale incisie van 6 cm aan de basis van de linkernek tussen het schouderblad en de cervicale wervelkolom.
  8. Gebruik een combinatie van elektrocauterisatie en stompe dissectie om het onderhuidse vet en bindweefsel te ontleden om een zak van 6 cm x 4 cm te creëren die zich uitstrekt naar de wervelkolom.
  9. Plaats het telemetrieapparaat in de onderhuidse zak en zet het op zijn plaats vast met een 2-0 zijden hechtdraad.
  10. Tunnel de antenne van het telemetrieapparaat onder het onderhuidse weefsel en zet deze op zijn plaats vast met een 2-0 zijden hechtdraad.
  11. Maak incisies van 1 cm in de tegenhuid aan de basis van de nek, evenals linksonder en rechtsboven op de borst, voor het plaatsen van de ECG-geleidingslijnen. Tunnel subcutaan om deze incisies aan te sluiten op de lichaamszak van het apparaat en leid de ECG-kabels naar de gewenste locatie (Figuur 2C).
  12. Plaats de ECG-kabels op dezelfde manier als de hierboven beschreven stappen voor de femurimplantatieprocedure (sectie 3).
  13. Maak een onderhuidse tunnel van de zak van het laterale apparaat naar de incisie in de mediale hals en rijg de twee drukkatheters erdoor. Bereid deze drukkatheters voor met gel voorafgaand aan de canulatie, zoals beschreven in de femorale implantatieprocedure.
  14. Gebruik een 6-0 polypropyleen hechtdraad, plaats een portemonnee-draadsteek rond de plaats van cannulatie op beide vaten en zet vast met een plastic tourniquet.
  15. Dien 3 minuten voor canulatie een dosis intraveneuze heparine (100 eenheden/kg) toe.
  16. Span de proximale en distale 2-0 zijden tourniquets rond de halsslagader aan. Snijd voorzichtig in het vat in het midden van de tassteek met behulp van een #11 messcalpel en verwijd lichtjes met de punt van een gebogen hemostaat.
  17. Breng de drukkatheter in die overeenkomt met het LVP-kanaal en plaats deze in de thoracale aorta ascendens, waarbij u de proximale zijden tourniquet losmaakt om de katheter te kunnen passeren. Draai de hechtdraad van het taskoord vast en bind deze om de katheter.
  18. Herhaal stap 4.16 en 4.17 voor canulatie van de linker IJ-ader met behulp van de drukkatheter die overeenkomt met het BP-kanaal en breng deze naar de thoracale SVC.
  19. Bevestig de juiste locatie van de kathetertips in de thoracale SVC en de aorta ascendensief met behulp van fluoroscopie (Figuur 2D).
  20. Herbenader de platysma-spier met behulp van een 2-0 resorbeerbare hechtdraad.
  21. Sluit de huid af met diepe dermale en subcuticulaire hechtingen met behulp van respectievelijk 3-0 en 4-0 resorbeerbare hechtingen.

5. Herstel

  1. Stop met anesthesie. Verwijder de orogastrische sonde en extubeer wanneer het schaap ademt zonder hulp van de beademingsapparatuur. Dit gebeurt meestal nadat het schaap tekenen van opwinding vertoont (beweging, knipperen, reactie op pijnlijke prikkels, kaaktonus, kauwen).
  2. Verwijder de arteriële lijn.
    OPMERKING: Continue bloeddrukmeting kan worden uitgevoerd door het telemetrieapparaat als een van de drukkatheters in de aorta is geplaatst.
  3. Breng de schapen over naar een geïsoleerde wooneenheid voor herstel. Help de schapen om in sternale lighouding te blijven en uiteindelijk om te staan.
  4. Intraveneus banamine (2,2 mg/kg) en subcutaan buprenorfine SR (0,03 mg/kg) toedienen bij postoperatieve pijn.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Chirurgische resultaten
In totaal ondergingen 13 schapen een eentraps Fontan-operatie met een totale cavopulmonale verbinding met loslating van zowel de SVC als de IVC van het rechter atrium, directe end-to-side anastomose van de SVC naar PA en plaatsing van een extracardiale leiding tussen de IVC en PA. Schapen ondergingen deze procedure op een gemiddelde leeftijd van 13,3 ± 7,6 maanden. Hiervan ondergingen 3 schapen een implantatie van een draadloos telemetrieappara...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

We hebben twee chirurgische methoden ontwikkeld voor de implantatie van een draadloos telemetrie-apparaat in een schapenmodel. Het apparaat werd met succes geïmplanteerd bij 5 schapen om continue, langdurige monitoring en registratie van verschillende cardiovasculaire parameters te bereiken, waaronder hartslag, arteriële bloeddruk en gelokaliseerde veneuze druk van de abdominale IVC en thoracale SVC. Alle schapen overleefden de operatie voor implantatie van het apparaat zonder grote comp...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Dit project werd gefinancierd door de Additional Ventures Cures Collaborative, Palo Alto, Californië.

Dankbetuigingen

We waarderen het toegewijde veterinaire personeel van de Animal Research Core. We willen ook onze dankbaarheid betuigen aan Mary Walker, DVM, MS, voor haar onschatbare expertise en waakzame zorg tijdens het onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% Sodium Chloride-oplossingBaxter Healthcare CorporationPharmacyIntraoperatieve vloeistofreanimatie en wondspoeling
16 G intraveneuze katheterBD382259Voor vloeistof- en medicijntoediening
22 G intravasculaire katheterBD381423Voor arteriële bloeddrukmeting
70% isopropylalcoholAspen Vet11795782Topische reinigingsoplossing
ACT-cartridgeAbbot Diagnostics03P86-25Geactiveerde stollingstijd
Backhaus-doekklemMedlineMDS1411111Voor het bevestigen van een steriele drape
BanamineHospira PharmaceuticalsPharmacyPijnbestrijding na de operatie: concentratie 50 mg/mL, dosis 2,2 mg/kg
BloeddrukmanchetRoyal Philips9.89803E+11Niet-invasieve bloeddrukmeting
BupivacaïnehydrochlorideHospira PharmaceuticalsPharmacyLokaal verdovingsmiddel: concentratie 2,5 mg/mL, dosis 2,5 mg/kg
BuprenorfineHospira PharmaceuticalsPharmacyPijnbestrijding na de operatie: concentratie 0,3 mg/mL, dosis 0,03 mg/kg
Castroviejo-naaldhouderMedlineMDS0750386Naaldhouder bij het sutureren van bloedvaten
Cautery-reinigerpadCardinal Health300-2SSVoor het schoonmaken van de punt van de cautery-pen
Cautery-penMedlineESRK3002LVoor dissectie met behulp van elektrocauter
CefazolinHospira PharmaceuticalsPharmacyAntibioticabehandeling
CetacaineCetylite220Topische verdovende spray voor intubatie
ChloraprepBD930825Topische antisepticum
Debakey-atraumatische tangMedlineMDS1130630FVoor weefselbehandeling
DiazepamHospira PharmaceuticalsPharmacySedativum: concentratie 5 mg/mL, dosis 0,5 mg/kg
ECG-leidingen3M2570ECG-bewaking
Endotracheale buis, maat 8-9Covidien86452, 86114 of 86454Voor luchtwegbeveiliging
Hartmann-hemostatieklemMedlineMDS1221109Om bloedvaten te klemmen en kleine hechtingen vast te houden
HeparineHospira PharmaceuticalsPharmacyAnticoagulans: 1.000 USP-eenheden/mL
DruktransducerkitEdwards LifesciencesVSYPX12NVoor arteriële bloeddrukmeting
Pulsoximeter lingual clipNellcorPO736Voor pulsoximetrie
IsofluraanBaxter Healthcare CorporationPharmacyVerdovingsmiddel: dosis 1-3%
Kantrowitz-tang (recht hoekig)MedlineMDS1243528Voor stompe dissectie rond bloedvaten
KetamineHospira PharmaceuticalsPharmacySedativum: concentratie 100 mg/mL, dosis 4 mg/kg
LaparotomiedoekMedlineDYNJP3008Steriele drape
SmeringsgelMedlineMDS0322273ZLubricant voor endotracheale buis
Mayo Hegar-naaldhouderMedlineMDS2418420FNaaldhouder bij het sutureren van zacht weefsel
Mayo-schaarMedlineMDS0816121Voor het snijden van hechtingen
Metzenbaum-gebogen schaarMedlineMDS3223226Voor scherpe dissectie
Naalden en spuitenCardinal Health309604Voor intraveneuze en subcutane toediening van geneesmiddelen
OptixcareAventixOPX-4252Corneavocht
Perma-Hand zijden hechtdraadEthiconC016DVoor het binden van bloedvaten en het bevestigen van het telemetrieapparaat subcutaan
PhysioTel Digital draadloze telemetrieapparaatData Sciences InternationalL21-modelImplantaat voor draadloze telemetrie
Pierce-microforcepsMedlineMDG384908Kleine naaldbehandeling
Kunststof tourniquet en hechtdraadsnareMedtronic79013Om hemostase tijdens canulerings van bloedvaten te vergemakkelijken
DrukzakCarefusion64-10029Voor arteriële bloeddrukmeting
Prolene 6-0 hechtdraadEthicon8307HPurse string-steek voor canulerings van bloedvaten
PropofolFresenius KabiPharmacyVerdovingsmiddel: concentratie 10 mg/mL, dosis 20-45 mg/kg/u
Scalpel #10-mesMedlineMDS15310Voor huidsneden
Scalpel #11-mesMedlineCISION11CSVoor snijden in bloedvaten
Schnidt-tonsillenklemMedlineMDS5018719Voor stompe dissectie door subcutaan weefsel
SoftCarry-dragerFour Flags Over AspenSSTR-4Voor transport van dieren
Steriele wegwerp OR-doekMedlineMDT2168201Steriele drape
Steriele komLSL Industries5232Voor het bewaren van zoutoplossing
Steriele katoenen X-ray detecteerbare gaasjesponsMedlineNON21430LFVloeistofabsorptie
Orogastrische buisJorgensen Lab, Inc.J0348RVoor decompressie van maag en pens
T-poortMedlineDYNDTN0001Aansluiting voor intraveneuze katheterbuis
UrinewaaszakCovidien3512Verbindt met orogastrische buis om maagsappen te verzamelen
Veeterische trocar met styletBraintree Scientific, Inc.TRO-STY 7B-12Om telemetriedraden door

Referenties

  1. Fontan, F., Baudet, E. Surgical repair of tricuspid atresia. Thorax. 26 (3), 240-248 (1971).
  2. Attanavanich, S., Limsuwan, A., Vanichkul, S., Lertsithichai, P., Ngodngamthaweesuk, M. Single-stage versus two-stage modified fontan procedure. Asian Cardiovasc Thorac Ann. 15 (4), 327-331 (2007).
  3. Bove, E. L., Lloyd, T. R. Staged reconstruction for hypoplastic left heart syndrome. Contemporary results. Ann Surg. 224 (3), discussion 394-385 387-394 (1996).
  4. Iskander, C., et al. Comparison of morbidity and mortality outcomes between hybrid palliation and norwood palliation procedures for hypoplastic left heart syndrome: Meta-analysis and systematic review. J Clin Med. 13 (14), 4244(2024).
  5. Salik, I., Mehta, B., Ambati, S. Bidirectional Glenn Procedure or Hemi-Fontan. , Statpearls. Treasure Island, FL. (2024).
  6. Daley, M., D'udekem, Y. The optimal Fontan operation: Lateral tunnel or extracardiac conduit. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (6), 1825-1834 (2021).
  7. Jalal, Z., et al. Role and applications of experimental animal models of Fontan circulation. J Clin Med. 13 (9), 2601(2024).
  8. Al Balushi, A., Mackie, A. S. Protein-losing enteropathy following Fontan palliation. Can J Cardiol. 35 (12), 1857-1860 (2019).
  9. Emamaullee, J., et al. Fontan-associated liver disease: Screening, management, and transplant considerations. Circulation. 142 (6), 591-604 (2020).
  10. Mazza, G. A., Gribaudo, E., Agnoletti, G. The pathophysiology and complications of Fontan circulation. Acta Biomed. 92 (5), e2021260(2021).
  11. Schwartz, I., Mccracken, C. E., Petit, C. J., Sachdeva, R. Late outcomes after the Fontan procedure in patients with single ventricle: A meta-analysis. Heart. 104 (18), 1508-1514 (2018).
  12. Zafar, F., et al. Long-term kidney function after the Fontan operation: Jacc review topic of the week. J Am Coll Cardiol. 76 (3), 334-341 (2020).
  13. Van Puyvelde, J., et al. Creation of the Fontan circulation in sheep: A survival model. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 29 (1), 15-21 (2019).
  14. Cysyk, J., et al. Chronic in vivo test of a right heart replacement blood pump for failed Fontan circulation. ASAIO J. 65 (6), 593-600 (2019).
  15. Cysyk, J. P., et al. Miniaturized Fontan circulation assist device: Chronic in vivo evaluation. ASAIO J. 67 (11), 1240-1249 (2021).
  16. D'udekem, Y., et al. Validating the concept of mechanical circulatory support with a rotary blood pump in the inferior vena cava in an ovine Fontan model. Bioengineering (Basel). 11 (6), 594(2024).
  17. Granegger, M., et al. Feasibility of an animal model for cavopulmonary support with a double-outflow pump. ASAIO J. 69 (7), 673-680 (2023).
  18. Wei, X., et al. Mechanical circulatory support of a univentricular Fontan circulation with a continuous axial-flow pump in a piglet model. ASAIO J. 61 (2), 196-201 (2015).
  19. Zhu, J., et al. Cavopulmonary support with a microaxial pump for the failing Fontan physiology. ASAIO J. 61 (1), 49-54 (2015).
  20. Kelly, J. M., et al. Investigation of a chronic single-stage sheep Fontan model. JTCVS Open. 21, 268-278 (2024).
  21. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  22. Kearney, K., Appleby, C., Kieper, J., Atterson, P. Comparative analysis of data sciences international PhysioTel™ D70 and PhysioTel™ digital telemetry platforms. J Pharmacol Toxicol Methods. 81, 364-365 (2016).
  23. Physiotel digital l series. , At https://www.datasci.com/products/implantable-telemetry/large-animal/physiotel-digital-l (2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Chronisch Fontan modelcardiovasculaire parametersdrukkathetervena cava superiorvena cava inferiorarteri le bloeddruk

Gerelateerde artikelen