Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een klinisch relevant varkensmodel van chronische myocardischemie door plaatsing van ameroïde constrictor met gelijktijdige perfusiemapping

374 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68490

⸱

10 oktober 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Het doel van dit project is het gedetailleerd beschrijven van een grondig onderzocht protocol voor de chirurgische plaatsing van een ameroïde constrictor rond de proximale linker circumflexe kransslagader (LCx), waardoor chronische coronaire hartziekte wordt geïnduceerd en het ischemische gebied nauwkeurig in kaart wordt gebracht met behulp van isotoop-gelabelde microsferen.

Samenvatting

Ondanks doorbraken in medische en procedurele therapieën voor de behandeling van hart- en vaatziekten, is de behoefte aan translationele grote diermodellen blijven bestaan om diagnostische hulpmiddelen en behandelingsstrategieën te onderzoeken. Varkens vertegenwoordigen een onberispelijk nauwkeurig en geschikt model voor hart- en vaatziekten bij de mens, aangezien hun cardiale anatomie en fysiologie sterk lijken op die van mensen, evenals hun metabolische en proteomische profiel. De inductie van chronische myocardischemie in een gebied van het myocardium door gebruik te maken van een ameroïde constrictor emuleert nauwkeurig en gemakkelijk het gebruikelijke pathofysiologische proces van de ontwikkeling van atherosclerose bij mensen en de daaropvolgende myocardiale respons. Ameroïde constrictoren zijn de afgelopen 50 jaar uitgebreid bestudeerd en hebben rigoureus bewijs geleverd voor het gebruik ervan; Bovendien hebben we meer dan twee decennia ervaring met het efficiënt en uniform uitvoeren van deze procedure. Een belangrijke stap binnen dit protocol is het in kaart brengen van de coronaire bloedstroom om het gebied met de grootste ischemie en gebieden zonder ischemie te bepalen door isotoop-gelabelde microsferen te injecteren. De mogelijkheid om de coronaire bloedstroom in kaart te brengen, sluit het noodzakelijke en arbeidsintensieve gebruik van cardiale MRI- of PET-beeldvorming voor perfusiestudies en bepaling van het ischemische gebied uit. Het doel van deze publicatie is om de juiste plaatsing van een ameroïde constrictor op de proximale LCx en de daaropvolgende coronaire perfusiekartering in detail te beschrijven.

Inleiding

Wereldwijd is ischemische hartziekte (IHD) alleen maar toegenomen in zijn mortaliteit en last voor patiënten en het gezondheidszorgsysteem. Volgens de American Heart Association is het aantal sterfgevallen als gevolg van IHD van 1990 tot 2021 wereldwijd met 74% gestegen1. Dit geldt ook in de Verenigde Staten, waar het Center for Disease Control aanhaalt dat bij een op de twintig volwassenen de diagnose coronaire hartziekte (CAD) is gesteld, en ongeveer een op de vijf sterfgevallen is te wijten aan hart- en vaatziekten, wat overeenkomt met een persoon die elke 33 s sterft aan hart- en vaatziekten2. Deze ziektelast benadrukt het gezondheidszorgsysteem, waarin van 250 tot 2019 meer dan $ 2020 miljard werd uitgegeven aan patiënten met hart- en vaatziekten2. Gezien de alomtegenwoordigheid van hart- en vaatziekten en de zware belasting voor zowel de patiënt als de zorgverlener, is het absoluut noodzakelijk om het onderzoek naar innovatieve en nieuwe therapieën voort te zetten.

Om dergelijke doelen te bereiken, moeten klinisch relevante diermodellen worden gebruikt en toch worden onderzocht om te voldoen aan de normen van reproduceerbaar en translationeel onderzoek. Diermodellen zijn om een groot aantal redenen in twijfel getrokken, waaronder ongelijksoortige diersoorten met variabele farmacokinetiek, verschillende protocollen voor het induceren van de gewenste ziektetoestand, variaties in medicijndosering en schema's, slechte standaardisatie van het randomiseren van dieren, follow-upduur en blindering van onderzoekers, en ten slotte kleine experimentele groeperingen3. We hebben het protocol experimenteel verfijnd en gestandaardiseerd, niet alleen van het algemene diermodel om IHD weer te geven, maar ook van het chirurgische protocol, randomisatie van dieren, medicijnafgifte en -duur, en daaropvolgende resultaten. Met betrekking tot IHD vertegenwoordigen varkens een optimaal diermodel vanwege hun significante overeenkomsten in cardiale anatomie en fysiologie met mensen. Belangrijk is dat varkens een vergelijkbare verdeling van de kransslagaders hebben als mensen en een minimale collaterale circulatie, waardoor de inductie van ischemie een betrouwbare weergave is van de ontwikkeling van atherosclerose bij mensen. Bovendien hebben varkens een vergelijkbaar metabolisme, proteomisch profiel en immuunsysteem als mensen, wat het analyseren van de moleculaire impact van therapieën zinvoller maakt4. Met dit in gedachten is het diermodel dat in dit protocol wordt gebruikt het meest geschikt om de menselijke cardiovasculaire pathofysiologie reproduceerbaar weer te geven.

Ons laboratorium maakt gebruik van de chirurgische plaatsing van een ameroïde constrictor op de LCx, waardoor de chronische inductie van myocardiale ischemie mogelijk is. Het gebruik van deze techniek om chronisch ischemie te induceren, levert unieke voordelen op ten opzichte van acute ligatie. Een daarvan is de uitgebreide onderzoeksliteratuur van meerdere decennia waarin dit apparaat wordt gebruikt5. Bovendien maakt het de betrouwbare klinische simulatie mogelijk van geleidelijke coronaire vernauwing als gevolg van atherosclerotische ontwikkeling bij mensen en, ten slotte, de verbetering van de sterfte bij dieren door het sparen van myocardium dat volledig zou zijn gestoptmet de bloedstroom 6. De ameroïde constrictor bestaat uit twee delen: een titanium buitenring en een hygroscopische kunststoflaag aan de binnenkant. Wanneer de binnenring rond de kransslagader wordt geplaatst, zal deze vervolgens lichaamsvloeistoffen absorberen en naar binnen zwellen als gevolg van de beperkende stalen huls gedurende een periode van twee tot vier weken7. De strategie van plaatsing rond de LCx levert mortaliteitsvoordelen op, aangezien dit de kleinste van de drie belangrijkste kransslagaders is en ongeveer 20% van het myocardium7 aantast. Om het ischemische gebied gelijkmatig te produceren, moet de ameroïde bij de LCx-start worden geplaatst voordat de stompe marginale slagaders worden vertakt.

Verdere overweging die door dit protocol wordt gebruikt, is het in kaart brengen van de bevestigende coronaire bloedstroom om de inductie van ischemie te bepalen en het gebruik van het juiste territorium bij het onderzoeken van de myocardiale effecten van therapieën. Voor dit doel gebruiken we injectie met gouden microsferen van BioPhysics Assay Laboratory, Inc. op het moment van ameroïde plaatsing wanneer de LCx volledig is afgesloten. De sectie met de laagste kwantificering van gouden microsferen vertegenwoordigt dan het meest ischemische linkerventrikelgebied. Het belang van mapping kan niet genoeg worden benadrukt bij het bepalen van de moleculaire modificaties die door experimentele behandeling worden veroorzaakt. Bovendien biedt het gebruik van isotoop-gelabelde microsferen een kosteneffectieve methode in vergelijking met beeldvorming met cardiale magnetische weerstand voor de bepaling van myocardperfusie8.

Ten slotte houdt het hier beschreven model rekening met de bekende variatie tussen geslachten in de ontwikkeling van hart- en vaatziekten en de daaropvolgende therapeutische respons. Te vaak slagen preklinische diermodellen er niet in om verschillen in de menselijke populatie getrouw weer te geven; Zo matchen we het geslacht van de varkens die in de controle- en experimentele groepen worden gebruikt tussen vrouwelijke en intacte mannelijke varkens. We hebben dit eerder gebruikt om op geslacht gebaseerde reacties op nieuwe behandelingen te bepalen9. Wat verder bijdraagt aan de vertaalbaarheid van dit protocol is het gebruik van randomisatie van behandelingsgroepen en blindering van de onderzoeker die de cardiale functionele en myocardperfusieparameters van elk varken analyseert.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De chirurgische ingreep die hieronder wordt beschreven, is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van het Rhode Island Hospital en Brown University.

1. Dierlijk model

  1. Gebruik zowel jonge vrouwelijke als intacte mannelijke Yorkshire-varkens, idealiter ongeveer 11 weken oud en meestal met een gewicht van ongeveer 15 kg.

2. Pre-operatieve ingrepen

  1. Zorg ervoor dat varkens dagelijks pre- en postoperatieve aspirine (10 mg/kg) krijgen, beginnend 1 dag voor de operatie en doorgaand tot 5 dagen na de operatie.
  2. Zorg ervoor dat varkens op de ochtend van de operatie geen voedsel hebben.
  3. Induceer op de dag van de operatie anesthesie met behulp van intramusculaire injecties van telazol (4,4 mg/kg) en xylazine (2,2 mg/kg).
  4. Intubeer het varken met een endotracheale tube met de juiste maat (meestal 7-0) manchet.
  5. Bereik tegelijkertijd analgesie door buprenorfine te geven in een dosis van 0,03 mg/kg en een fentanylpleister (4 μg/kg) aan te brengen.
  6. Plaats een intraveneuze (IV) katheter van 20-22 G in de grote auriculaire ader.
  7. Begin IV-vloeistoffen (0,9% zoutoplossing) met een snelheid van 5 ml/kg/uur.
  8. Dien ceftiofur toe, een breedspectrum cefalosporine-antibioticum. Dit gebeurt meestal binnen 30 minuten na de incisie als een IM-injectie met een enkele dosis.
  9. Scheer het varken op de plaats van de operatie (van de linkerschouder tot de navel) en op het elektrocardiogram (ECG) om de posities van de leads te controleren.
  10. Transporteer het varken naar de operatiekamer en houd de anesthesie op peil met 0,75-3,0% isofluraan.
  11. Sluit het varken aan op de ECG-monitor en breng elektrocauterisatie-aardpads aan.
  12. Plaats het varken op de juiste manier op de operatietafel: met de goede kant naar beneden, de linker voorpoot gestrekt en aan de tafel vastgebonden, en de rechterkant van de tafel omhoog gekanteld.
  13. Bereid de operatieplaats voor met een scrub van 2% chloorhexidine.
  14. Drapeer de incisieplaats met vier kleine zelfklevende lakens en één groot laparotomielaken.

3. Chirurgische ingreep

  1. Begin met het subcutaan injecteren van 2% lidocaïne op de verwachte incisieplaats.
  2. Gebruik vervolgens een #10 scalpel om een incisie van ongeveer 5 cm schuin te maken, beginnend bij de okselhuidplooi en zijwaarts verder te gaan; Dit is rond de2e tot 3eintercostale ruimte.
  3. Gebruik de #10 scalpel om deze incisie door te zetten door de spierlaag totdat de fasciale laag is bereikt.
  4. Gebruik op dit moment elektrocauterisatie om hemostase van de huid en spieren te bereiken.
  5. Open de fasciale plaats botweg naar boven totdat het sleutelbeen kan worden gepalpeerd.
  6. Zodra dit is bereikt, palpeert u de ribruimtes en zorgt u ervoor dat de 2eribruimte wordt geïdentificeerd.
    OPMERKING: Doorgaans bereikt de2e intercostale ruimte een iets beter zicht op het veld, waardoor de ameroïde constrictor proximale gemakkelijker kan worden geplaatst. Soms, vanwege de anatomie van de varkens, moet de 3e intercostale ruimte worden betreden.
  7. Scoor de intercostale spier in met elektrocauterisatie en ga de pleurale ruimte binnen met een grote Kelley-klem.
  8. Verleng deze opening mediaal en lateraal met elektrocauterisatie terwijl u de long en het hartzakje beschermt met de grote Kelley-klem als geleiding.
  9. Introduceer een klein Finochietto-oprolmechanisme om de ribben uit elkaar te spreiden.
  10. Plaats een nat gaasje om de long terug te duwen in de linker pleuraruimte. Dit vergroot het zicht op het hartzakje.
  11. Gebruik een Debakey-tang om het hartzakje op te sluiten en maak een kleine snee met een Metzenbaum-schaar. Verleng dit mediaal en lateraal om het linker atriumaanhangsel bloot te leggen. Wanneer u zich lateraal naar de long uitstrekt, identificeer en bescherm dan de long en de middenrifzenuw.
  12. Plak het hartzakje indien nodig vast met behulp van een 3-0 zijden hechtdraad.
  13. Pak met een kleine Satinsky-klem een distaal deel van het linker atriumaanhangsel vast en ligate dit deel met behulp van een 0-zijden stropdas. Trek met een kleine hemostaat het aanhangsel terug om de LCx en de LAD bloot te leggen (Figuur 1A).
  14. Zodra de bloedvaten zijn blootgesteld, schakelt u over op een Gerald-tang en maakt u een kleine inkeping met een Metzenbaum-schaar in het epicardiale vet dat over de LCx ligt bij het opstijgen vanaf de linker hoofdkransslagader.
  15. Gebruik een kleine rechte hoek en pindasponzen op Allis-klemmen om de LCx voorzichtig te ontleden. Eenmaal rond de slagader met de juiste hoek, plaatst u een vaatlus om deze volledig te isoleren. Plaats een kleine hemostaat aan de twee uiteinden.
  16. Hepariniseer de varkens nu systematisch met 80 IE/kg om trombusvorming te voorkomen.
  17. Voer de myocardperfusiemapping uit.
    OPMERKING: Voor deze procedure zijn twee assistenten vereist. Zorg ervoor dat men een operatiekamertechnicus is die 2 minuten zal timen. De andere moet een operatieassistent zijn.
    1. Instrueer de assistenten om de vaatlus voorzichtig in te trekken om de LCx volledig af te sluiten. Bevestig de occlusie door de ST-segment- en/of T-golfveranderingen op de ECG-monitor te bekijken.
    2. Injecteer tijdens de eerste 30 s van occlusie 5 ml gouden microbolletjes, met behulp van een naald van 28 G, in het linker atriumaanhangsel (Figuur 1B). Trek de spuit halverwege de injectie terug om bloed zichtbaar te maken; Dit is van cruciaal belang om de juiste positionering van de naald in het linker atrium te garanderen en vervolgens nauwkeurig in kaart te brengen.
    3. Gebruik na voltooiing van de injectie een pindaspons om druk op de injectieplaats te houden totdat hemostase is bereikt. Als hemostase niet met druk kan worden bereikt, plaats dan een kleine achtvormige hechtdraad met een 6-0 polypropyleen hechtdraad.
    4. Instrueer de operatieassistent om de vaatlus gedurende de hele 2 minuten in te trekken terwijl u de ECG-veranderingen visualiseert, zodat occlusie van de LCx wordt gegarandeerd.
  18. Na de 2 minuten en zodra de ECG-veranderingen zijn verdwenen, plaatst u een ameroïde constrictor rond het proximale LCx-vat. De dimensionering is gebaseerd op visuele inspectie, meestal variërend van 2,0 mm tot 2,75 mm. Het vastpakken van de ameroïde op een Allis-klem of Kelly-klem zorgt voor een eenvoudigere toepassing (Figuur 1C). Zorg ervoor dat de ameroïde goed gesmeerd is.
  19. Laat de operatieassistent de zak die is ontstaan door dissectie intrekken met een Gerald-tang en/of een pindaspons om de ruimte te openen. Leid de ameroïde voorzichtig door het sleutelgat naar de slagader en bevestig dat het sleutelgat naar buiten is gedraaid (Figuur 1D).
  20. Controleer of de ameroïde zich zo proximaal mogelijk positioneert. Dit helpt de uniformiteit in plaatsing en het daaropvolgende ischemische gebied te behouden.
  21. Verwijder de vaatlus en spuit topische nitroglycerine (~2 ml) op de slagader om verdere vasospasmen te voorkomen.
  22. Knip de stropdas van het atriale aanhangsel door en laat deze weer op zijn plaats vallen.
  23. Sluit het hartzakje met behulp van een lopende 3-0 resorbeerbare hechtdraad op een omgekeerde afschuining (RB) naald.
  24. Vergeet niet om het natte gaasje eruit te halen, de long terug te trekken en te inspecteren op verwondingen.
  25. Benader de ribruimte opnieuw met behulp van 0 Polydioxanon hechtdraad (PDS) op een naald met stompe punt.
  26. Sluit de spierlaag met een 3-0 resorbeerbare hechting en wanneer deze bijna gesloten is, brengt u een kleine rode rubberen katheter die is aangesloten op afzuiging in de pleurale ruimte. Terwijl de primaire chirurg de laatste hechting vastmaakt, houdt u de adem in en laat u de assistent het rode rubber uit de holte terugtrekken. Dit zorgt ervoor dat alle lucht in de pleuraholte wordt afgevoerd.
  27. Sluit de onderhuidse laag af met 3-0 resorbeerbare hechtdraad en de huid met een lopende subcuticulaire 4-0 Monocryl hechtdraad.
  28. Plaats een steriel verband over de incisieplaats.

4. Postoperatieve zorg en herstel

  1. Begin met het spenen van het isofluraan.
  2. Terwijl u wacht tot het varken wakker wordt, zet u het incisieverband vast met gaas en elastische wikkel.
  3. Zodra het varken zelfstandig ademt, verwijdert u de endotracheale tube.
  4. Laat de varkens herstellen onder toezicht van het veterinaire team in een gewatteerde herstelkooi met warmteondersteuning.
  5. Nogmaals, aspirine wordt voortgezet tot postoperatieve dag 5 om het trombotische risico te verminderen. Bereik analgesie met de preoperatief geplaatste fentanylpleister, die 3 dagen op zijn plaats blijft.
  6. Voer tweemaal daags postoperatieve controles van de varkens uit gedurende 3 dagen. Meestal ervaren de varkens in deze periode geen aritmie of infarct.
    OPMERKING: Houd er rekening mee dat rond postoperatieve dag 14 een vroege ameroïde sluiting en/of spontane ventriculaire aritmie vaker voorkomt. Groepen kunnen deze periode oplossen met profylactische anti-aritmica, zoals amiodaron of lidocaïne, die in de discussie wordt besproken. Bovendien kan continue ECG-monitoring worden gebruikt; Het is echter vrij arbeidsintensief en moeilijk te onderhouden aan de varkens.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Over twee decennia van het uitvoeren van de bovenstaande procedure is het overlevingspercentage ongeveer 80%10,11. De meeste mortaliteiten treden ongeveer 2 weken na de operatie op, vaak als gevolg van onomkeerbare en spontane ventriculaire aritmie op het moment van ameroïde sluiting. Bij meerdere eerdere necropsieën tonen typische bevindingen een correct geplaatste ameroïde met minimale acute littekenvorming van de linker hartka...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het belangrijkste voordeel van het gebruik van een ameroïde constrictor is de eenvoud van het apparaat; Dit brengt echter beperkingen met zich mee in het onvermogen om de sluitingspercentages of de mate van stenose rond de kransslagader te beheersen. Dit kan leiden tot variabiliteit in de inductie van myocardiale ischemie. Alternatieven voor het gebruik van ameroïde constrictoren zijn onder meer het gebruik van zijden banden, hydraulische afsluiters of seriële plaatsing van stroomsondes ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen onthullingen of belangenconflicten.

Dankbetuigingen

Het onderzoek werd gefinancierd door de National Institutes of Health met de volgende subsidienummers: T32HL16051703 (K.C.M., C.S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S.) en R01HL128831 (F.W.S.). We willen het veterinair personeel van het Rhode Island Hospital en Brown University bedanken voor hun uitzonderlijke werk en ondersteuning bij onze veelheid aan projecten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#10 ScalpelMedlineMDS15310
0.9% SalineDechra/Vetivex17033-492-50Snelheid: 5 mL/kg tijdens de procedure
0-Silk TiesEthiconSA76GLinker atrium afsluiten
1-0 PDS II op een CT Blunt TipEthiconZ359TRib ruimte sluiten
2% LidocainePhoenixDosering: 2–5 mg/kg
2-0 Silk Suture op SH TaperEthiconK833HPericardum vastbinden
28-gauge naaldPatterson Veterinary78032728Voor microsfeer injectie
3 18G NaaldenPatterson Veterinary78032793Voor het trekken van medicatie
3-0 Vicryl op een RB TaperEthiconVCP215HPericardum sluiten
3-0 Vicryl Reverse CuttingEthiconVCP442HSpier- en diepe dermale lagen sluiten
4-0 MonocrylEthiconMCP496GHuid sluiten
6-0 Polypropyleen SutuurSharePointJS617NVoor noodreparatie van atrium
Alle chirurgische instrumentenSteris en MedlineVereist verkoopvertegenwoordigerAllemaal gebruikelijk in ziekenhuis operatiekamers
Ameroid ConstrictorsResearch Instruments SW, Inc. CS-2.00-TIType: titanium (2.0 cm tot 3.0 cm)
Analgesie: BuprenorfineHospiraMerknaam: BupredineDosering: 0,03 mg/kg
Analgesie: Fentanyl PatchCovetrus77870Dosering: 4 mg/kg
Anesthesie: TelazolZoetis(tiletamine en zolazepam)Dosering: 4,4 mg/kg
Anesthesie: xylazine (Rompun)DechraN/ADosering: 2,2 mg/kg
Chlorhexidine 4%BD E-Z Scrub371073Chirurgische voorbereiding
Cuffed Endotracheal TubeRUSCH7-0 doorgaansMogelijk verschillende maten nodig, afhankelijk van de grootte en het gewicht van het varken
ECG Monitoring SysteemMidMarkN/AMultiparameter Monitor
ElektrocauterBovie Specialist Pro1250S
Excede (Ceftiofur)Covetrus23814Eenmalige IM injectie
Gold STERIspheres BioPAL, Inc.C-15H20Hoeveelheid: 5cc per operatie
Isoflurane, USPDechraDosering: 0,75%–3,0%
Mini White Vessel Loops (X-ray Detectable)DeRoyal30-711Om de LCx te isoleren
Meerdere 5cc SpuitenMedlineTMOSS05LVoor meerdere injecties
NitroglycerineBaxterNitroglycerine in 5% dextrose injectie (200mcg/mL)Spuit 2–3 cc topisch
Red Rubber CatheterCardinal Health888766008Plaats in de borst om lucht te extraheren
Steriele HandschoenenEncore820955
Suctie SysteemGOMCO4042Beter als eigen faciliteit met muursuctie
Suctie tip: YankauerMedlineDYND50130
Chirurgische DrapenPatterson Veterinary General Surgery Pack789294364 kleine zelfklevende drapen en een grote laparotomie drape
Chirurgische SmeerSurgiLube0281-0205-43Moet steriel zijn
Systemische HeparineCovetrus82496Dosering: 80 IU/kg
Yorkshire VarkenCBSET, Inc.N/AIdeaal rond de 11 weken oud

Referenties

  1. Martin, S. S., Aday, A. W., Almarzooq, Z. I., et al. heart disease and stroke statistics: a report of US and global data from the American Heart Association. Circulation. 149 (8), e347-e913 (2024).
  2. Tsao, C. W., Aday, A. W., Almarzooq, Z. I., et al. heart disease and stroke statistics-2023 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 147 (8), e93-e621 (2023).
  3. Pound, P., Ebrahim, S., Sandercock, P., Bracken, M. B., Roberts, I. Where is the evidence that animal research benefits humans. BMJ. 328 (7438), 514-517 (2004).
  4. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 53 (6), 136-147 (2024).
  5. Litvak, J., Siderides, L. E., Vineberg, A. M. The experimental production of coronary artery insufficiency and occlusion. Am Heart J. 53 (4), 505-518 (1957).
  6. Keeran, K. J., et al. A chronic cardiac ischemia model in swine using an ameroid constrictor. J Vis Exp. (128), e56190(2017).
  7. Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 1689-1701 (2003).
  8. Reinhardt, C. P., Dalhberg, S., Tries, M. A., Marcel, R., Leppo, J. A. Stable labeled microspheres to measure perfusion: validation of a neutron activation assay technique. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280 (1), H108-H116 (2001).
  9. Harris, D. D., et al. Proteomic analysis and sex-specific changes in chronically ischemic swine myocardium treated with sodium-glucose cotransporter-2 inhibitor canagliflozin. J Am Coll Surg. 238 (6), 1045-1055 (2024).
  10. Sabe, S. A., et al. Sitagliptin therapy improves myocardial perfusion and arteriolar collateralization in chronically ischemic myocardium: a pilot study. Physiol Rep. 11 (11), e15744(2023).
  11. Stone, C. R., et al. Crafting a rigorous, clinically relevant large animal model of chronic myocardial ischemia: what have we learned in 20 years. Methods Protoc. 7 (1), 17(2024).
  12. Chen, C., et al. Functional and structural alterations with 24-hour myocardial hibernation and recovery after reperfusion: a pig model of myocardial hibernation. Circulation. 94 (3), 507-516 (1996).
  13. Chen, C., et al. Impact of delayed reperfusion of myocardial hibernation on myocardial ultrastructure and function and their recoveries after reperfusion in a pig model of myocardial hibernation. Cardiovasc Pathol. 9 (2), 67-84 (2000).
  14. Fallavollita, J. A., Perry, B. J., Canty, J. M. Jr 18F-2-deoxyglucose deposition and regional flow in pigs with chronically dysfunctional myocardium: evidence for transmural variations in chronic hibernating myocardium. Circulation. 95 (7), 1900-1909 (1997).
  15. Liedtke, A. J., Renstrom, B., Nellis, S. H., Hall, J. L., Stanley, W. C. Mechanical and metabolic functions in pig hearts after 4 days of chronic coronary stenosis. J Am Coll Cardiol. 26 (3), 815-825 (1995).
  16. Young, L. H., Renfu, Y., Russell, R., et al. Low-flow ischemia leads to translocation of canine heart GLUT-4 and GLUT-1 glucose transporters to the sarcolemma in vivo. Circulation. 95 (2), 415-422 (1997).
  17. Bolukoglu, H., et al. An animal model of chronic coronary stenosis resulting in hibernating myocardium. Am J Physiol. 263 (1 Pt 2), H20-H29 (1992).
  18. Radke, P. W., et al. Evaluation of the porcine ameroid constrictor model of myocardial ischemia for therapeutic angiogenesis studies. Endothelium. 13 (1), 25-33 (2006).
  19. Remme, W. J., et al. Acute hemodynamic and antiischemic effects of intravenous amiodarone. Am J Cardiol. 55 (6), 639-644 (1985).
  20. Nawada, T., et al. Evaluation of negative inotropic and antiarrhythmic effects of class 1 antiarrhythmic drugs. Int J Clin Pharmacol Ther. 32 (7), 347-355 (1994).
  21. Paslawska, U., et al. Normal electrocardiographic and echocardiographic (M-mode and two-dimensional) values in Polish Landrace pigs. Acta Vet Scand. 56 (1), 54(2014).
  22. Robich, M. P., et al. Anti-angiogenic effect of high-dose resveratrol in a swine model of metabolic syndrome. Surgery. 148 (2), 453-462 (2010).
  23. Salerno, M., Beller, G. A. Noninvasive assessment of myocardial perfusion. Circ Cardiovasc Imaging. 2 (5), 412-424 (2009).
  24. Qayyum, A. A., Kastrup, J. Measuring myocardial perfusion: the role of PET MRI and CT. Clin Radiol. 70 (6), 576-584 (2015).
  25. Sirajuddin, A., et al. Ischemic heart disease: noninvasive imaging techniques and findings. Radiographics. 41 (4), 990-1021 (2021).
  26. Hecht, S., Adams, W. H., Narak, J., Thomas, W. B. Magnetic resonance imaging susceptibility artifacts due to metallic foreign bodies. Vet Radiol Ultrasound. 52 (4), 409-414 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Coronaire bloedstroomisotoopgelabelde microsferencardiovasculaire ziektegroot diermodelcoronaire perfusiemyocardiale respons

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.