Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Terminale oogstprocedure van een groot diermodel van chronische myocardischemie met hemodynamische karakterisering en perfusieanalyse

502 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68545

⸱

22 augustus 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Het volgende chirurgische protocol vertegenwoordigt de tweede en laatste procedure om de hartfunctie en myocardperfusie grondig en betrouwbaar te karakteriseren na succesvolle inductie van chronische myocardischemie in een varkensmodel in een poging om nieuwe therapieën te onderzoeken.

Samenvatting

Reproduceerbaarheid en onderzoeksintegriteit zijn fundamentele principes van wetenschappelijke ontdekkingen, die worden geproduceerd met behulp van gevestigde, bewezen principes en protocollen. Bovendien acht het, met de steeds toenemende prevalentie en last van hart- en vaatziekten (HVZ) voor individuen en de samenleving in het algemeen, essentieel om een robuust en gevalideerd model voor onderzoek te cultiveren. Onze groep maakt gebruik van een protocol met twee operaties in een varkensmodel dat de afgelopen twintig jaar geleidelijk is verfijnd, waarbij we eerst chronische myocardischemie induceren door plaatsing van een ameroïde constrictor die de pathofysiologie van coronaire hartziekte (CAD) bij mensen nabootst. De tweede en terminale procedure is een uitgebreide en doordachte verzameling van cardiale hemodynamische parameters, evenals regionale coronaire perfusie, gevolgd door kloppende harteuthanasie en gedetailleerde doorsnede van het hart. Ons laboratorium gebruikt isotoop-gelabelde microsferen om de myocardiale bloedtoevoer naar het ischemische gebied te analyseren als een krachtige methode om collateralisatie als gevolg van experimentele therapeutische middelen te kwantificeren. Bovendien, en waarschijnlijk de belangrijkste meetbare cardiovasculaire uitkomst, gebruiken we linkerventrikel drukvolume (PV) luskatheterisatie om een breed scala aan hemodynamische parameters te meten. We hopen dat door de uitgebreide cardiale analyse van ons varkensmodel van chronische myocardiale ischemie in detail te beschrijven, andere onderzoekers hun eigen protocollen en therapieonderzoek voor de eliminatie van hart- en vaatziekten kunnen verbeteren en cultiveren.

Inleiding

In de Verenigde Staten heeft bijna de helft van de mensen ten minste één bestanddeel van HVZ, bestaande uit een grote groep ziektetoestanden van het hart en de bloedvaten1. Tegen het jaar 2060 zal de prevalentie van meervoudige diagnoses met HVZ naar verwachting aanzienlijk toenemen ten opzichte van 2025. Zo zal het myocardinfarct naar verwachting met 30% toenemen, ischemische hartziekte (IHD) met 31,3% en hartfalen met 33%2. Deze duizelingwekkende statistieken zijn verder zorgwekkend wanneer ze worden gecombineerd met vergelijkbare voorspellingen van cardiovasculaire risicofactoren, waarbij het aantal personen met diabetes mellitus wordt geschat op een stijging van 39,3%, dyslipidemie met 27,5% en hypertensie met 27,2%2. Al met al benadrukt dit de dringende behoefte aan betrouwbare en reproduceerbare onderzoeksmodellen om innovatieve therapieën voor HVZ en de risicofactoren ervan effectief te onderzoeken. We hebben ons fysiologisch analoge model van CAD in varkens3 gedemonstreerd. Het gebruik van varkens helpt bij het vervullen van de validiteit van ons onderzoeksmodel bij het nauwkeurig weergeven van de menselijke conditie van CAD, waarin preklinische studies eerder zijn bekritiseerd vanwege de vertaalbaarheid. Varkens hebben een vergelijkbare coronaire anatomie, hartfysiologie en myocardiaal proteoom en metabolisme als mensen4. Bovendien is een cruciaal onderdeel van ons model om vervolgens nauwkeurig rekening te houden met de daaropvolgende fysiologische, myocardiale en moleculaire resultaten als gevolg van de onderzoekstherapieën.

Doorgaans worden klinische onderzoeken gebruikt om nieuwe medische of chirurgische therapieën te implementeren om gunstige cardiovasculaire resultaten te onderzoeken, die uitsluitend via observatie worden ontdekt. Dit blijkt uit de baanbrekende onderzoeken naar verschillende nieuwe antidiabetica die hun cardiovasculaire impact onderzoeken. In de SUSTAIN-6 gerandomiseerde controlestudie bleken patiënten met diabetes type 2 die werden behandeld met semaglutide, een glucagon-achtige peptide-1 (GLP-1)-agonist, bijvoorbeeld lagere percentages ernstige cardiovasculaire bijwerkingen te hebben in vergelijking met placebo5. Soortgelijke waarnemingen werden gezien in een andere RCT-studie naar sotagliflozine, een dubbele natrium-glucose-cotransporter 1 en 2 (SGLT-1 en SGLT-2)-remmer, die een vermindering van ernstige nadelige cardiovasculaire voorvallen aantoonde bij patiënten met diabetes type 2, chronische nierziekte en aanvullende cardiovasculaire risicofactoren6. Deze bevindingen zijn cruciaal geweest bij het uitbreiden van de FDA-goedkeuring van dergelijke therapieën om de incidentie van cardiovasculaire risicofactoren en ziekten te verminderen. Een belangrijke beperking van deze observationele bevindingen is echter een gebrek aan begrip van de mechanismen waarmee deze nieuwe therapieën dergelijke effecten in stand houden. Dit illustreert het belang van ons model bij de wetenschappelijke ontdekking van de onderliggende mechanistische determinanten voor nieuwe therapieën voor HVZ.

Door een groot diermodel te gebruiken, zijn we in staat om de macroscopische veranderingen in hartfunctie en myocardperfusie invasief te karakteriseren, en om de microscopische moleculaire verschuivingen als reactie op experimentele therapieën volledig te begrijpen. We gebruiken PV-luskatheterisatie om variaties in de hartfunctie te bepalen. Het gebruik van PV-lussen is de gouden standaard voor het invasief bepalen van de ventriculaire functie tijdens systole en diastole en dient als maatstaf voor het vergelijken van niet-invasieve beeldvormingstechnieken, zoals echocardiogram of cardiale MRI7. Deze techniek stelt ons in staat om verschillende metingen uit te voeren om elke hemodynamische variabele te bepalen en de katheter in realtime te herpositioneren om reproduceerbare gegevensverzameling te garanderen. Dat wil zeggen, het gebruik van deze techniek is beperkt in het onvermogen om longitudinale gegevens te verzamelen, zoals baseline cardiale functionele, hartfunctie bij ischemisch begin en tijdens de behandeling. We denken dat dit wordt gecompenseerd door het vermogen om belastingonafhankelijke metingen te meten, waardoor de intrinsieke functionele status van het hart wordt verkregen. Bovendien helpt het gebruik van isotoop-gelabelde microsfeerinjecties na het in kaart brengen van het meest ischemische gebied bij het identificeren van elk ischemisch voordeel van een therapeutisch middel. Het is al lang geleden bewezen dat microsfeerinjecties een nauwkeurige weergave zijn van veranderingen in de regionale myocardiale bloedstroom8.

Ons lab gebruikt consequent microsferen met een diameter van 15 μm en met een concentratie van 2,5 miljoen microsferen/ml. Deze diameter zorgt voor de meest nauwkeurige meting van de myocardiale bloedstroom, zoals bevestigd door een eerdere studie die aantoonde dat microsferen correct waren verdeeld volgens de bloedstroom, en dat de kleinere diameter de minste variatie in verdeling tussen de linkerventrikellagen vertoonde9. Bovendien is een minimale opname van microsferen nodig om betrouwbare resultaten te garanderen, die gemakkelijk kunnen worden geproduceerd bij dergelijke hoge concentraties die in ons laboratorium worden gebruikt. Alles bij elkaar analyseren de technieken die tijdens de terminale oogst worden gebruikt consequent en nauwgezet de belangrijkste cardiale fysiologische veranderingen na een willekeurig aantal experimentele therapieën. Deze karakterisering wordt verder versterkt door het vermogen om myocardweefsel te verzamelen en regionale veranderingen grondig te analyseren met geavanceerde technologieën, zoals multiomische studies, die een robuuste, kwantitatieve karakterisering bieden op elke laag van het centrale dogma binnen het myocardium.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De volgende chirurgische ingreep werd goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van het Rhode Island Hospital en Brown University (Protocol #23-08-0005).

1. Dierlijk model

  1. Kies Yorkshire-varkens die eerder een ameroïde constrictor rond de proximale linker circumflexe kransslagader (LCx) hebben ondergaan, waardoor chronische myocardischemie wordt geïnduceerd, en daaropvolgende behandeling met een experimenteel therapeutisch middel. Houd ~7 weken aan tussen de eerste operatie voor het plaatsen van ameroïde en de daaropvolgende terminale oogst. Wacht 2 weken voor ameroïde sluiting en zorg ervoor dat de varkens daarna een experimentele therapie ondergaan. Zorg ervoor dat de varkens ~18 weken oud zijn en ~40 kg wegen op het moment van deze terminale oogst en dat de experimentele en controlegroepen op geslacht worden gematcht.
    OPMERKING: Een representatief cijfer toont de anatomie van het hart dat we oogsten, inclusief waar de ameroïde eerder was geplaatst en het verwachte gebied van ischemisch myocardium (Figuur 1).

2. Preoperatieve ingreep

  1. Houd voedsel achter op de ochtend van de procedure.
  2. Verdoof de varkens met behulp van intramusculaire injecties van telazol (4,4 mg/kg) en xylazine (2,2 mg/kg) en intuber ze met een endotracheale tube met manchet.
  3. Start analgesie met 0,03 mg/kg buprenorfine.
  4. Plaats een intraveneuze (IV) katheter (20-22 G) in een van de grote ooraders en begin met het toedienen van 0,9% zoutoplossing met een snelheid van ~5-10 cc∙kg-1∙h-1.
    OPMERKING: De IV-vloeistof heeft uitsluitend een onderhoudspercentage in de context van de NPO-status van het varken en de duur van het operatiegeval.
  5. Scheer de operatieplaats en andere plaatsen die worden gebruikt voor ECG-bewaking.
  6. Transporteer de varkens naar de operatiekamertafel, liggend met de poten vastgebonden aan de tafel, en ga door met de anesthesie met isofluraan (0,75-3,0%).
  7. Start met ECG- en bloeddrukmeting en breng een elektrocauterisatie-aardingspad aan op de varkens.
  8. Reinig de operatieplaats.
    OPMERKING: Dit is een terminale procedure; Daarom hoeft de steriliteit niet te worden gehandhaafd. Het is individuele voorkeur met betrekking tot de voorbereiding en drapering van de operatieplaats.

3. Chirurgische ingreep

  1. Femorale katheterisatie
    1. Palperen voor de dijbeenpuls.
    2. Injecteer 2% lidocaïne subcutaan ter voorbereiding op een femurlies die in de linker- of rechterlies is gesneden, ruwweg loodrecht op de liesplooi, craniocaudaal bewegend.
    3. Maak een incisie van 4-5 cm met behulp van een #10 scalpel, blijf opnieuw loodrecht op de liesplooi, beginnend caudaal waar de dijbeenpuls werd gepalpeerd en beweeg craniaal. (Figuur 2A)
    4. Ontleed met behulp van elektrocauterisatie door het onderhuidse weefsel tot ter hoogte van de dijbeenslagader. Gebruik een Weitlaner-retractor om de spier verder te spreiden, waardoor de dijbeenslagader bloot komt te liggen.
      OPMERKING: Dit kan een kleine hoeveelheid van het splitsen van de semimembranosus en vastus medialis-spier vereisen.
    5. Ontleed botweg met behulp van een rechthoekige klem om de dijbeenslagader circumferentieel bloot te leggen aan het omliggende weefsel. Gebruik een Metzenbaum-schaar om verklevingen die niet botweg kunnen worden verwijderd scherp te verdelen.
    6. Isoleer de dijbeenslagader door de slagader te omringen met een vaatlus.
    7. Plaats een tweede vaatlus om proximale en distale controle van de slagader te garanderen.
    8. Hepariniseer het varken systemisch vóór canulatie in een dosis van 80 IE/kg.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat de mediane sternotomie en cardiale blootstelling volledig zijn voordat u hepariniseert en femorale toegang bereikt. We zorgen ervoor dat de blootstelling aan het hart volledig is vóór de heparinisatie, omdat elke lysis van verklevingen bloedingen kan veroorzaken. Het algemene doel van heparinisatie is het voorkomen van trombus bij toegang tot zowel de dijbeenslagader als de linker hartkamer.
    9. Gebruik de Seldinger-techniek om de dijbeenslagader te doorboren met een toegangsnaald van 18 G, waarbij u de achterste arteriële wand niet doorboort. Wanneer het bloed terugkeert, steekt u een voerdraad door de naald in de slagader. Verwijder de naald en leid de 7F arteriële schede in de slagader. Verwijder de voerdraad en vasculaire dilatator en laat alleen de arteriële huls op zijn plaats.
      OPMERKING: De dijbeenslagader kan moeilijk toegankelijk zijn omdat deze gemakkelijk kan worden ontleed. Aangezien dit een terminale procedure is, wordt aanbevolen om de dijbeenslagader scherp door te knippen met een Metzenbaum-schaar en de voerdraad direct in het lumen te steken als dit gebeurt. De arteriële schede kan dan gemakkelijk via de voerdraad in het vat worden geleid. Zorg ervoor dat u het distale deel van de dijbeenslagader afklemt met een kleine hemostaat.
    10. Zorg voor de doorbloeding via de schede. Sluit aan op de afnamepomp van het Harvard-apparaat (Afbeelding 3).
  2. Mediane sternotomie
    1. Afhankelijk van het aantal co-chirurgen kan dit gedeelte gelijktijdig worden afgelegd met de lies afgesneden.
    2. Injecteer 2% lidocaïne subcutaan om je voor te bereiden op de sternotomie op de middellijn.
    3. Maak een incisie in de middellijn van de sternale inkeping tot het xiphoid-proces met behulp van een #10 scalpel. (Figuur 2B)
    4. Verdeel met behulp van elektrocauterisatie het onderhuidse weefsel totdat het borstbeen is bereikt en handhaaft de hemostase.
    5. Snijd het xiphoid-proces weg door eventuele verklevingen lateraal en inferieur vrij te maken met elektrocauterisatie. Gebruik een Kelley-klem om de xiphoid op te tillen en horizontaal aan de basis te transecteren met behulp van elektrocauterisatie.
    6. Zorg ervoor dat de sternale inkeping naar boven wordt losgemaakt om het verdelen van dit deel van het borstbeen te vergemakkelijken. Dit vereist meestal het verdelen van enkele oppervlakkige riemspieren.
    7. Ontleed botweg onder het borstbeen met een vinger.
    8. Verdeel met een Lebsche-mes het borstbeen scherp en zorg ervoor dat het middellijn blijft. Verander de hoek van het mes indien nodig en ga langzaam verder zodra het laatste een derde van het borstbeen is bereikt.
      OPMERKING: Het gebruik van het mes heeft de voorkeur boven een sternale zaag, zoals bij mensen, vanwege de steile hoeking en dikte van het schedelgedeelte van het borstbeen, waardoor het risico op schade aan onderliggende grote bloedvaten idealiter wordt verminderd. Het kan nuttig zijn om gaas onder het schedelgedeelte van het borstbeen te plaatsen om de onderliggende grote bloedvaten te beschermen.
    9. Zodra de sternotomie is voltooid, lyseert u botweg en scherp alle verklevingen, indien aanwezig, tussen de borstwand en het hartzakje of borstvlies.
    10. Plaats een sternaal oprolmechanisme om de ribben te spreiden en het hart bloot te leggen.
    11. Open het hartzakje met een Metzenbaum-schaar. Strek uit naar het rechter atrium en ga caudaal verder naar de top van de linkerventrikel.
    12. Ga door met het lyseren van verklevingen, hetzij bot, hetzij scherp om de linker en rechter atriale aanhangsels bloot te leggen. Het gebruik van pindaspons op een Allis-klem kan nuttig zijn voor deze dissectie.
    13. Als het moeilijk is om de atriale aanhangsels te ontleden en te identificeren, kan een thymectomie nuttig zijn. Om dit uit te voeren, gebruikt u elektrocauterisatie om thymusweefsel te ontleden.
    14. Zodra de atriale aanhangsels blootliggen, brengt u stimulatieklemmen aan op beide aanhangsels, die zijn aangesloten op een externe stimulatiebox met één kamer. Test het tempo tot 150 bpm en zorg ervoor dat elke beat wordt vastgelegd op ECG.
    15. Zorg voor blootstelling van de linkerventrikel apex, opnieuw met behulp van botte en scherpe dissectie.
    16. Ga ten slotte de linker pleurale ruimte binnen en omcirkel de inferieure vena cava (IVC) met een grote Satinsky-klem. Isoleer met een vaatlus.
    17. Zodra dit is voltooid, is het een geschikt moment om de varkens te hepariniseren en toegang tot het dijbeen te verkrijgen.
  3. Analyse van injectie-perfusie van microbolletjes
    1. Krijg toegang tot het linker atriale aanhangsel met een fijne vlindernaald bevestigd aan een infuusslang en een driewegkraan. Gebruik een kleine hemostaat om de naald te geleiden en op zijn plaats te houden.
    2. Sluit een spuit aan op de kraan met steriele gehepariniseerde zoutoplossing en trek deze terug om de juiste positionering te garanderen. Als bloed gemakkelijk kan worden afgenomen, is de positie correct.
    3. Sluit een spuit met 5 ml lutetium-gelabelde microsferen (concentratie: 2,5 miljoen microsferen/ml) aan op de driewegkraan.
    4. Wijs een operatiekamerassistent toe om 90 s te timen.
    5. Begin met het afnemen van bloed in de dijbeenslagader via de pomp van het Harvard-apparaat voor een totaal van 10 ml bloed met een snelheid van 6.67 ml/min en begin met timing.
    6. Injecteer gedurende de eerste 30 s van de bloedafname de lutetiummicrosferen in het linker atriumaanhangsel (figuur 4). Bevestig halverwege de positionering door de spuit met microbolletjes terug te trekken.
    7. Zodra dit is voltooid, spoelt u de slang door met een spuit met gehepariniseerde zoutoplossing en zorgt u opnieuw voor een correcte positionering.
    8. Koppel na 90 s de slang los van de femorale toegang tot de terugtrekkingspomp en sluit de nieuwe slang opnieuw aan om analyse tijdens de stimulatie te verkrijgen.
    9. Begin met pacen tot 150 bpm.
    10. Herhaal stap 3.3.5, 3.3.6 en 3.3.7 met 5 ml samarium-gelabelde microsferen (concentratie: 2,5 × 106 microsferen/ml).
    11. Stop met ijsberen en koppel de femorale arteriële schede los van de terugtrekkingspomp van het Harvard-apparaat.
    12. Verwijder de vlindernaald en oefen druk uit om hemostase van het linker atriumaanhangsel te garanderen.
  4. Druk-volume luskatheterisatie
    1. Plaats een taskoord aan de top van de linkerventrikel met een 4-0 polypropyleen.
    2. In het midden van het gebied dat door de hechting wordt omsloten, krijgt u toegang tot en plaatst u een andere arteriële schede in de linkerventrikel met behulp van de hierboven beschreven Seldinger-techniek.
    3. Breng een gekalibreerde druk-volumetransductiekatheter met micromanometerpunt via de huls in de linker hartkamer. Trek de arteriële schede uit de linkerventrikel over de katheter en begin met het transduceren van de drukgolfvorm met behulp van het druk-volumemeetsysteem. Dit informeert de locatie van de katheter, bijvoorbeeld als de katheter zich in de aorta, het kleppencomplex of de linkerventrikel bevindt. Trek de katheter zo nodig terug om er zeker van te zijn dat deze zich in de linkerventrikelholte bevindt en verplaats deze om ervoor te zorgen dat de morfologie van de druk-volumelus geschikt lijkt (Figuur 5).
      OPMERKING: Het verwijderen van de huls van de linkerventrikel zorgt voor een betere transductie van de druk-volumetracering van de katheter en zorgt voor meer gemak bij het wijzigen van de positie van de katheter om de meest geschikte morfologie van elke PV-lus te verkrijgen.
    4. Plaats een andere gekalibreerde PV-katheter in de femorale toegang om de systolische en diastolische bloeddruk en de gemiddelde arteriële druk te verkrijgen.
    5. Als u tevreden bent met de morfologie van de PV-lussen, voert u drie ademinhoudingen in rust uit om de ademhalingsvariatie op de druk-volumelussen te verminderen. Hiermee worden verschillende belastingsafhankelijke variabelen gemeten, zoals het hartminuutvolume en het slagvolume.
    6. Sluit daarna de IVC af door de vaatlus voorzichtig in te trekken en voer een gelijktijdige ademinhouding uit om belastingonafhankelijke variabelen te verkrijgen, zoals de eind-systolische drukvolumerelatie (ESPVR) en de einddiastolische drukvolumerelatie (EDPVR). Herhaal dit nog twee keer.
    7. Begin met pacen tot 150 bpm en houd drie adem in om de hartprestaties onder stressomstandigheden te karakteriseren.
    8. Hiermee is de profilering van de hartfunctie voltooid. Verwijder beide katheters en bind de hechtdraad van het taskoord op de linkerventrikel vast.
  5. Euthanasie verslaan
    1. Verwijder de stimulatiekabels en alle instrumenten uit de kist.
    2. Zorg voor afzuiging voor de co-chirurg.
    3. Ontleed botweg alle laterale verklevingen van het hart aan de borstwand en zorg ervoor dat de top van het linkerventrikel gemakkelijk superieur kan worden opgetild.
    4. Vraag anesthesie om de sedatie te verdiepen.
    5. Plaats een grote Kelley klem op de superior vena cava (SVC), als deze goed bereikbaar is, en een grote Satinsky klem rond de IVC. Klem tegelijkertijd.
    6. Neem onmiddellijk een #10 scalpel om het hart uit de borst te verwijderen. Dit omvat het scheiden van het hart van de IVC, SVC, aorta, longslagaders en longaders.
      OPMERKING: De co-chirurg moet afzuigen om het operatieveld gedurende deze tijd zo vrij mogelijk te houden.
    7. Haal het hart uit de kist en plaats het op een aparte tafel.
    8. Snijd in twee helften: apicale en basale (Figuur 6A). Dit zal het ventriculaire weefsel scheiden van de atria en grote bloedvaten.
    9. Scheid de linkerventrikel van al het andere myocardiale weefsel.
    10. Elke helft moet circumferentieel worden doorgesneden in twaalf secties op basis van de nabijheid van de linker voorste dalende kransslagader (LAD) en de achterste dalende kransslagader, zoals weergegeven in figuur 6B.
    11. Verzamel weefselmonsters van alle andere kamers, kleppen, grote bloedvaten en perifeer weefsel, zoals de alvleesklier, lever, longen, nieren, enz.
    12. Een klein monster van elke linkerventrikelsectie moet worden toegewezen aan BioPAL voor kwantificering van de microsfeer. Bepaalde secties worden gefixeerd in formaline voor histologische analyse, terwijl het grootste deel van het weefsel snel wordt ingevroren in vloeibare stikstof voor toekomstige moleculaire studies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Ten eerste wordt door isotoop-gelabelde microsferen in het linker atriumaanhangsel te injecteren, regionale myocardiale perfusie gemeten. Om de myocardiale bloedstroom te berekenen, kan de volgende vergelijking worden toegepast wanneer een constante bloedafnamesnelheid van 6,67 ml/min werd gebruikt: myocardiale bloedstroom = (referentiebloedafname [6,67 ml/min]/gewicht weefsel) (gekwantificeerd aantal weefselmicrobolletjes/gekwantificeerd aantal bloedrefe...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze chirurgische ingreep bestaat uit vier kritieke stappen: blootstelling van het hart, femorale katheterisatie, microsfeerinjectie voor perfusieanalyse en druk-volumelusverwerving. Met betrekking tot het blootleggen van het hart, moet een belangrijke overweging de mogelijkheid zijn om aanzienlijke verklevingen op te treden als gevolg van de eerste chirurgische ingreep. Bij het uitvoeren van de mediane sternotomie kan het hartzakje worden gehecht aan de borstwand, die botweg moet worden...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen onthullingen of belangenconflicten.

Dankbetuigingen

Onderzoeksfinanciering werd verstrekt door de National Institutes of Health, waaronder de volgende subsidienummers: T32HL16051703 (K.C.M., C.S., D.D.H., M.K.), R01HL46716 (F.W.S.) en R01HL128831 (F.W.S.). We willen onze diepste dankbaarheid betuigen aan het veterinaire personeel van het Rhode Island Hospital en de Brown University voor hun humane dierenzorg en uitzonderlijke ondersteuning bij onze vele projecten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#10 ScalpelMedlineMDS15310
0.9% SalineDechra/Vetivex17033-492-50Snelheid: 5-10 mL/kg tijdens de ingreep
18G NaaldenPatterson Veterinary78032793Voor het opzuigen van medicatie/microsferen
2% LidocainePhoenix57319-533-05Dosering: 2-5mg/kg
4-0 Polypropyleen HechdraadCovidienD9H0436YVoor purse string
Alle chirurgische instrumentenSteris en MedlineVereist Sales RepresentativeAlles wat gewoonlijk in ziekenhuisoperatiekamers wordt aangetroffen
Analgesie: BuprenorphineHospiraMerknaam: BupredineDosering: 0,03 mg/kg
Anesthesie: TelazolZoetis(tiletamine en zolazepam)Dosering: 4,4 mg/kg
Anesthesie: xylazine (Rompun)DechraN/ADosering: 2,2 mg/kg
Arteriële schedeCordis401-711MOf 6F of 7F; vereist twee
Butterfly-naald infuussetSurfloSV-25BLKVoor microsfeerinjectie; doorgaans 23-25G
Chlorhexidine 4%BD E-Z Scrub371073Chirurgische voorbereiding, indien gewenst
Cuffed Endotracheale buisRUSCHTypisch 7-0Mogelijk andere maten nodig afhankelijk van de grootte en het gewicht van het varken
ECG-bewakingssysteemMidMarkN/AMultiparameter Monitor
ElektrocauterBovie Specialist Pro1250STypisch 2 indien mogelijk
Isofluraan, USPDechraDosering: 0,75%-3,0%
LaptopHP MicrosoftN/AKan elke laptop gebruiken die door de persoon wordt verkozen
Lebsche MesIntegra300-425N/A
Lutetium STERIspheresBioPAL, Inc.C-15E20Hoeveelheid: 5cc per operatie
Mini Witte Vaatlussen (X-ray Detecteerbaar)DeRoyal30-711Om de femorale slagader en IVC te isoleren
Meerdere 5cc SpuitTerumoSS-05LVoor flushes en microsfeerinjecties
PacemakerOsypka Medical2428001Een tijdelijke pacemaker
PV Loop KathetersTransonicModel: FDH-5018B-E3450 en S/N: 50-679Voor PV Loop Acquisitie
PV Loop ComputerprogrammaTransonic ScisenseADV500 SoftwareProgramma op uw laptop
PV Loop Data Acquisitie SysteemTransonic en ADInstrumentsModellen: FY097B en PowerLab 8/35Verbindt de katheters en de computer
Samarium STERIspheresBioPAL, Inc.C-15A20Hoeveelheid: 5cc per operatie
Kleine HamerIntegra410-335N/A
Steriele HandschoenenEncore820955We zouden nog steeds steriele handschoenen en een operatiekleed aanbevelen
Steriele SalineBAXTERG171328Verdunnen om heparine gesaline flushes te maken
ZuigsysteemGOMCO4042Beter als de eigen faciliteit een wandzuiging heeft
Zuigtip: YankauerMedlineDYND50130Belangrijk om het veld vrij te houden bij het reseceren van het hart
Systemische HeparineCovetrus82496Dosering: 80 IU/kg
Drieweg stopkraanJorgensen Laboratories, Inc.200820Voor microsfeerinjecties
Warm WaterbadFisherOm de katheters voor gebruik te verwarmen
TrekpompHarvard Apparatus70-2002Om perifeer bloed met constante snelheid te trekken
Yorkshire VarkenCBSET, Inc.N/AVarkens zullen al de initiële chirurgische ingreep hebben ondergaan

Referenties

  1. Tsao, C. W., et al. Heart disease and stroke statistics-2022 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).
  2. Mohebi, R., et al. Cardiovascular disease projections in the United States based on the 2020 census estimates. J Am Coll Cardiol. 80 (6), 565-578 (2022).
  3. Stone, C. R., et al. Crafting a rigorous, clinically relevant large animal model of chronic myocardial ischemia: what have we learned in 20 years. Methods Protoc. 7 (1), 17(2024).
  4. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 53 (6), 136-147 (2024).
  5. Marso, S. P., et al. Semaglutide and cardiovascular outcomes in patients with type 2 diabetes. N Engl J Med. 375 (19), 1834-1844 (2016).
  6. Aggarwal, R., et al. Effect of sotagliflozin on major adverse cardiovascular events: a prespecified secondary analysis of the SCORED randomised trial. Lancet Diabetes Endocrinol. 13 (4), 321-332 (2025).
  7. Stonko, D. P., et al. A technical and data analytic approach to pressure-volume loops over numerous cardiac cycles. JVS Vasc Sci. 3, 73-84 (2022).
  8. Cannon, P. J. Radioisotopic studies of the regional myocardial circulation. Circulation. 51 (6), 955-963 (1975).
  9. Domenech, R. J., et al. Total and regional coronary blood flow measured by radioactive microspheres in conscious and anesthetized dogs. Circ Res. 25 (5), 581-596 (1969).
  10. Roth, D. M., et al. Development of coronary collateral circulation in left circumflex Ameroid-occluded swine myocardium. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 253 (5 Pt 2), H1279-H1288 (1987).
  11. Elmadhun, N. Y., Sadek, A. A., Sabe, A. A., Lassaletta, A. D., Sellke, F. W. Alcohol and the heart: a proteomics analysis of pericardium and myocardium in a swine model of myocardial ischemia. Ann Thorac Surg. 100 (5), discussion 1635 1627-1635 (2015).
  12. Harris, D. D., et al. Proteomic analysis and sex-specific changes in chronically ischemic swine myocardium treated with sodium-glucose cotransporter-2 inhibitor canagliflozin. J Am Coll Surg. 238 (6), 1045-1055 (2024).
  13. Harris, D. D., et al. Proteomic profiling of SGLT-2 inhibitor canagliflozin in a swine model of chronic myocardial ischemia. Biomedicines. 12 (3), 558(2024).
  14. Sabe, A. A., et al. Investigating the effects of resveratrol on chronically ischemic myocardium in a swine model of metabolic syndrome: a proteomics analysis. J Med Food. 18 (1), 60-66 (2015).
  15. Sabe, S. A., et al. Effects of canagliflozin on myocardial microvascular density, oxidative stress, and proteomic profile. J Mol Cell Cardiol Plus. 6, 100052(2023).
  16. Xu, C. M., et al. Proteomic assessment of hypoxia-pre-conditioned human bone marrow mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles demonstrates promise in the treatment of cardiovascular disease. Int J Mol Sci. 24 (2), 1674(2023).
  17. Billig, S., et al. Transesophageal echocardiography in swine: evaluation of left and right ventricular structure, function and myocardial work. Int J Cardiovasc Imaging. 37 (3), 835-846 (2021).
  18. Hocum Stone, L. L., et al. Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery. J Thorac Cardiovasc Surg. 153 (3), 582-590 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

VarkensmodelAmeroid ConstrictorCoronaire HartziekteDruk-VolumelusMyocardiale BloedstroomIsotoopgelabelde Microsferen

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.