Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een wakkere ratmodel van ischemische beroerte met neuropsychiatrische complicaties tijdens een observatie van zeven dagen

318 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69194

⸱

19 december 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Branch of the Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences, Russian Federation, 2Pushchino Branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education, Russian Biotechnological University (BIOTECH University), 3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences

In dit artikel

Samenvatting

Het nieuwe model van focale ischemische beroerte bij wakkere ratten wordt voorgesteld. Dit werd bereikt door een luchtembolie te injecteren in de interne halsslagader van ratten. De ontwikkeling van focale ischemische beroerte werd bevestigd door hersenkleuring met triphenyltetrazoliumchloride, functionele tests en beoordeling van fysiologische parameters.

Samenvatting

Het translationele model van experimentele beroerte bij ratten veroorzaakt door een gasembolie werd ontwikkeld om de kenmerken van de ontwikkeling van een beroerte te verduidelijken en het neuroprotectieve effect van nieuwe remedies en bewezen medicijnen te evalueren. Het matig tijd- en arbeidsintensieve protocol maakt het mogelijk de dynamiek van snelle neurondood bij wakkere dieren te observeren, wat een unieke kans biedt om de acute fase van een beroerte, inclusief delirium, te beoordelen en autonome verstoringen zoals veranderingen in bloeddruk, lichaamstemperatuur en ademhalingsvolume te monitoren. Atmosferische lucht (100 μL) werd toegediend via een vaatkatheter die retrograde werd geplaatst in de arteria halsslagader via de externe halsslagader, met behulp van een infuuspomp. Vierentwintig uur na de embolisatie vertonen de dieren stereotiepe gedragsproblemen, motorische tekorten en histopathologische verschillen. Op de zevende dag van het experiment werd een significante verbetering in neurologische status waargenomen, en de resultaten van gedragstests kwamen dicht bij die van de controlewaardes. Tegelijkertijd wordt een overgang van neutrofiele naar macrofage infiltratie waargenomen in de ischemische laesion. Het voorgestelde model kan worden gebruikt in preklinische studies, omdat het de neuropsychiatrische complicaties van de post-beroerte periode reproduceert, samen met de bijbehorende fysiologische, functionele en histopathologische veranderingen.

Inleiding

Het doel van dit onderzoek was het ontwikkelen van een model van focale cerebrale ischemische beroerte bij wakkere ratten en het zo dichtstbijzijnde mogelijk te bereiken bij de klinische aspecten van ischemische beroerte bij mensen. Zoals aangetoond in het onderzoek van Söyland et al., vertoonde 62,6% van de patiënten significante symptomen van een ischemische beroerte in een wakkere toestand, terwijl slechts 19% een wake-up stroke1 ervoer. Daarom is het optreden van een wakkere toestand tijdens cerebrale arterie-embolisatie bij dieren van groot belang. De klassieke modellen die worden gebruikt voor de studie van focale cerebrale ischemische beroerte omvatten de volgende: transcraniële occlusie, endovasculaire filament midden cerebrale arterie occlusie, embolische occlusie, endotheline-1 occlusie en fotothrombose model2. Klassieke modelleringsmethoden stellen dieren bloot aan de effecten van anesthetica, wat kan leiden tot vervorming van eindpunten in het ischemische beroertemodel. Isofluraan wordt uitgebreid toegepast bij occlusiechirurgie als de meest efficiënte methode voor gasanesthesie 3,4,5. De mate van cerebrale aandoening na de afsluiting van de middencerebrale arterie (MCAO) na 24 uur bleek omgekeerd evenredig te zijn met de duur van isoflurane anesthesie bij dieren. Er is aangetoond dat isofluraan effect uitoefent op meer dan 1.000 ischemie-gerelateerde differentieel tot expressie gebrachte genenexpressie 6, een factor die kan resulteren in een ischemisch beroertemodel dat niet volledig betrouwbaar is.

Een methodologie van het modelleren van ischemische beroerte bij ratten is het injecteren van het bloedstolsel in de interne halsslagader7. Desalniettemin werd de inductie van ischemische beroerte in dit model 1 uur na katheterisatie met isofluaan uitgevoerd. Het is denkbaar dat deze preconditionering de ontwikkeling van de neurologische en fysiologische gevolgen van trombustoediening heeft verstoord.

De alternatieve methode om ischemische beroerte te modelleren door embolisatie van de arteria carotis interna bij wakkere ratten, gevolgd door focale hersenbeschadiging in het midden van de hersenslagaderbekken, wordt voorgesteld. De katheterisatie werd 24 uur voor de modellering van de ischemische beroerte uitgevoerd. Dit zorgde ervoor dat de effecten van de embolietoediening niet werden beïnvloed door de anesthesie.

Het voorgestelde model maakt geen gebruik van endotheline-18, filament 9 of stollingspigment10 voor ischemie. De keuze van het middel dat via een katheter aan de ratten zou worden toegediend, was gebaseerd op de veronderstelling dat deze methode haalbaar zou zijn, waardoor het niet nodig was het dier in een stereotaxisch kader te plaatsenen het te verdoven.

Bovendien maakt het model het observeren van fysiologische en neurologische parameters bij dieren direct na de embolisatie mogelijk; Alternatieve methoden van ischemische beroertemodellering lijken hiermee onverenigbaar te zijn. In de literatuur worden de eindpunten van hersenschade en neurologische stoornissen na ischemische beroertemodellering meestal 24 uur na occlusiebeoordeeld 11,12,13,14.

Het gebruik van wakkere ratten in ischemische beroertemodellering heeft het potentieel om als aanvulling of alternatief te dienen voor het heersende klassieke model van focale ischemische beroerte. Deze benadering faciliteert een uitgebreider onderzoek naar het neuroprotectieve potentieel van geregistreerde of ontwikkelende farmaceutische middelen voor de behandeling van ischemische beroerte.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De studie werd uitgevoerd volgens de standaardprocedures van het laboratorium en goedgekeurd door de Bioethische Commissie van het Instituut voor Dierenverzorging en -gebruik van de afdeling van het Shemyakin-Ovchinnikov Instituut voor Bioorganische Chemie van de Russische Academie van Wetenschappen (Protocol nr. 1016/25, gedateerd 17 januari 2025). In deze studie werden 28 mannelijke Sprague-Dawley (SD) ratten gebruikt, 10-12 weken oud, met een gemiddeld lichaamsgewicht van 301 g en een microbiologische status van Specifiek Pathogeen Vrij (SPF). De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Diervoorbereiding

  1. Gebruik 28 mannelijke SD-ratten, 10-12 weken oud, met SPF-status. Gebruik 12 dieren voor de schijngroep en 16 dieren om ischemische beroerte te modelleren met cerebrale arteriële gasembolie (CAE).
  2. Steriliseer alle instrumenten gedurende 24 uur in de desinfectieoplossing (0,5% chloorhexidinebigluconaat in 70% ethanol).
  3. Verdoof ratten door intramusculaire injectie met een mengsel van tiletamine 15 mg/kg en zolazepam 15 mg/kg + xylazine hydrochloride 10 mg/kg (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
  4. Zorg ervoor dat de chirurgische fase van de narcose is bereikt: raak de ooghoek van het dier aan, knijp in de punt van de staart.
    OPMERKING: Het dier wordt als verdoofd beschouwd wanneer er na deze manipulaties geen reflexen worden waargenomen.
  5. Trek het operatieveld uit de ventrale nekregio.
  6. Fixeer het dier op de operatietafel door de ledematen en bovenste snijtanden met zachte tourniquets vast te zetten.
  7. Snijd polyethyleenbuizen van 0,8 mm in diameter in buisjes van 10 cm lang, draai vervolgens een stabiliserende spiraal van ongeveer 5 mm breed aan de punt door de punt van de polyethyleenbuis op een metalen buis te rijgen en deze in heet water (90 °C) te dompelen. Vul de buis met heparine (50 ME). Sluit het andere uiteinde van de spiraal af met een plug gemaakt van een stuk vislijn.
    OPMERKING: De katheter is gemaakt van medische polyethyleenbuizen. Vermijd het knikken of knijpen van de katheter bij het hanteren.

2. Catheterisatie van de halsslagader

  1. Maak een incisie van ongeveer 5 mm lang aan de buikzijde van de nek van het dier.
  2. Snijd de nekspier met een tang. Open het gebied waar de halsslagader vertakt in de externe en interne halsslagader.
  3. Zoek de slagader langs de luchtpijp. Maak het voorzichtig los met een tang uit de bindweefselmantel zonder de nervus vagus langs de slagader aan te raken.
  4. Gebruik een tang om een deel van de externe halsslagader te isoleren.
  5. Plaats een tijdelijke ligatuur 3-5 mm caudaal aan de bifurcatie op de arteria halsslagader van de algemene halsslagader.
  6. Plaats twee ligaturen op de externe halsslagader, één direct na de bifurcatie en één distale 4 mm van de bifurcatie.
    OPMERKING: Katheterplaatsing zal plaatsvinden tussen deze twee ligaturen. De ligatuur die direct na de bifurcatie wordt geplaatst, zal de katheter in het vat fixeren.
  7. Op de arteria carotis interna plaats één tijdelijke ligatuur kraniaal aan de bifurcatie van de arteria van de arteria common carotis.
  8. Plaats een ligatuur op de arteria pterigopalatina na de bifurcatie.
    OPMERKING: Bij het aanbrengen van de ligaturen in stappen 2.7 en 2.8 kan bloeding optreden door de aanwezigheid van collaterale stukken die verborgen zijn achter de hoofdstam van de arteria halsslagader (arteria common carotius). In dit geval zouden ze geligeerd moeten worden.
  9. Maak een incisie in de externe halsslagader tussen de ligaturen met een schaar. Plaats de voorbereide katheter (stap 1.7) in het gat dat in het vat is gevormd, zodat het naar de algemene halsslagader leidt.
  10. Maak de distale ligatuur los en duw de katheter verder naar beneden in het vat totdat hij de arteria halsslagader binnenkomt. Bind voorzichtig twee ligaturen vast op het gedeelte van de externe halsslagader met de katheter erin. Plaats de derde ligatuur vóór de katheter en bind die ook vast.
    1. Bevestig de katheter met ligaturen aan de dempingsring. Verwijder de ligaturen van de halsslagader en de externe halsslagaders.
      OPMERKING: Bij het indrukken van de katheter kan er bloed uit het vat lekken.
  11. In het geval van bloedlekken uit het vat, plaats je dubbele ligaturen tussen het gat in het vat en de derde ligatuur.
  12. Leid de vaste katheter naar de schoft met een gegroefde naaldrichter.
  13. Hecht de ventrale wond met 4,0 hechtingsmateriaal. Gebruik een doorlopende hechting.
  14. Hecht de dorsale zijde van de huid strak met 4.0 hechtmateriaal rond de katheter. Gebruik een doorlopende hechting. Bevestig een stuk lijmpleister aan de buitenkant van de katheter en bind het aan de hechting voor een stevigere bevestiging.
  15. Dien het antibioticum ciprofloxacine in een dosis van 5 mg/kg intramusculair toe.

3. Focale cerebrale ischemiemodellering bij dieren uit de CAE-groep

  1. Vierentwintig uur na de katheterisatie van de ratten plaats je het dier in een wakkere toestand in de laboratoriumdierimmobilisator zodat het mogelijk is om toegang te krijgen tot de katheter die op de schoft is geplaatst.
  2. Plaats een spuit gevuld met 0,5 mL zoutoplossing (0,9% NaCl) met een 30 G naald in de infuuspomp.
  3. Verbind de spuitnaald met een lege polyethyleenkatheter (100 μL capaciteit). Verbind het andere uiteinde van de polyethyleenkatheter met een adapter op de geïmplanteerde katheter.
    OPMERKING: De juiste katheterimplantatie en het ontbreken van een trombus worden bewezen wanneer heparine uit de geïmplanteerde katheter wordt overgebracht in de katheter met lucht, waardoor de lucht licht wordt samengedrukt. De reden hiervoor is dat de bloeddruk van de rat hoger is dan de luchtdruk in de aangesloten katheter.
  4. Stel de injectiesnelheid van de infusiepomp in op 10 μL/min. Stel het injectievolume van de infuuspomp in op 120 μL.
  5. Start de infuuspomp. Injecteer 100 μL lucht uit de polyethyleenkatheter en 20 μL zoutoplossing (0,9% NaCl).
    OPMERKING: De injectie duurt 10 minuten. Observeer op dit moment het dier. Tijdens de injectie kan het dier geluiden maken, knabbelen of de immobilisator graven.
  6. Haal het dier uit de immobilisator.
  7. Beoordeel onmiddellijk de neurologische toestand van het dier met een schaal van 0-5: 0 = geen neurologisch tekort, 1 = onvermogen om de voorpoot volledig te strekken, 2 = rotatie, 3 = verlies van ledemaatondersteuning, 4 = geen spontaan lopen met een verlaagd bewustzijnsniveau, en 5 = dood.
    OPMERKING: Voor een meer gedetailleerde beschrijving, zie bron15. Het is mogelijk dat een dier geen neurologische beperking vertoont direct nadat de lucht is toegediend. Dit geeft aan dat occlusie niet heeft plaatsgevonden door de anatomische kenmerken van het dier of verhoogde bloeddruk.
  8. Sluit het dier uit van het experiment bij afwezigheid van neurologische symptomen.
    OPMERKING: Ratten met CAE laten 1-4 punten zien op de neurologische tekortschaal. Meestal is het verlies van ledematenondersteuning, of geen spontaan lopen met een depressief bewustzijnsniveau.
  9. Dien het antibioticum ciprofloxacine in een dosis van 5 mg/kg intramusculair toe.

4. Beoordeling van fysiologische parameters

  1. Een uur na CAE beoordeel je de neurologische toestand van het dier met een schaal van 0-5: 0 = geen neurologisch tekort, 1 = onvermogen om de voorpoot volledig te strekken, 2 = rotatie, 3 = verlies van ledemaatondersteuning, 4 = geen spontaan lopen met een laag bewustzijnsniveau, en 5 = dood15.
    OPMERKING: Na 1 uur kan het dier geen symptomen vertonen doordat de luchtbel snel wordt heropgenomen, wat aangeeft dat de arteriële embolisatie onvoldoende was.
  2. Sluit het dier uit van het experiment zonder neurologische symptomen 1 uur na CAE (ratten met 0 punten op de neurologische tekortschaal15).
  3. Dien het antibioticum ciprofloxacine in een dosis van 5 mg/kg intramusculair toe 24 uur en 48 uur na CAE.
  4. Randomiseer dieren uit de schijngroep en CAE-groep voor beoordeling van fysiologische parameters.
  5. Weeg dieren direct voor CAE, en 3 uur, 24 uur, 4 dagen en 7 dagen na CAE op een Sartorius-weegschaal met gramnauwkeurigheid.
  6. Meet de rectale lichaamstemperatuur van ratten direct vóór CAE, en 3 uur, 24 uur, 4 dagen en 7 dagen na CAE met een digitale thermometer met een werkbereik van 32 °C tot 42 °C.
  7. Meet de systolische bloeddruk en hartslag niet-invasief direct voor CAE, en 3 uur, 24 uur, 4 dagen en 7 dagen na CAE met behulp van een staartmanchet op een geautomatiseerd systeem om bloeddruk en ademhalingsparameters te registreren.
    1. Zet het verwarmingskussen aan en verwarm het tot 40 °C.
    2. Plaats het dier in de dierenimmobilisator en plaats het op het verwarmingskussen. Laat het dier 3-5 minuten kalmeren.
    3. Plaats vervolgens een manchet met een sensor om cardiovasculaire parameters te meten op de staart van het dier, 2-3 cm van de basis van de staart.
    4. Plaats de transducer direct onder de ventrale staartslagader.
    5. Zorg ervoor dat het signaal stabiel is en dat de hartslag in het programma wordt weergegeven. Begin met het opnemen van het signaal.
    6. Zet de druk in de manchet aan.
    7. Noteer de pols en systolische bloeddruk totdat de manchetdruk volledig is losgelaten.
    8. Zorg ervoor dat het herstel van het hartslagsignaal van het dier duidelijk wordt weergegeven.
    9. Herhaal stappen 4.4.3-4.4.5. Nog twee keer en laat het dier los uit de immobilisator.
    10. Bereken de gemiddelde pols en systolische bloeddruk uit drie metingen.
  8. Meet de ademhalingsfrequentie en het ademhalingsvolume direct vóór CAE, en 3 uur, 24 uur, 4 dagen en 7 dagen na CAE met behulp van een computersysteem om bloeddruk en ademhalingsparameters te registreren.
    1. Zet het dier in één hand vast in een natuurlijke positie voor het dier.
    2. Plaats een masker met een buisje dat aan de neus van het dier is bevestigd.
      OPMERKING: Het kost tijd voor het dier om te wennen aan het ademen in het masker.
    3. Zorg ervoor dat het dier gekalmeerd is.
    4. Neem het ademhalingsvolume en de ademhalingsfrequentie op gedurende 10 seconden.
    5. Zorg ervoor dat het dier niet zuchtte of slikte tijdens de opname.
    6. Herhaal stappen 4.5.2-4.5.3 nog twee keer.
    7. Bereken het gemiddelde ademhalingsvolume en de ademhalingsfrequentie uit drie metingen.
    8. Bereken het ademhalingsminuutvolume met behulp van de formule:
      Minuut ademhalingsvolume = Ademhalingsfrequentie × Ademhalingsvolume.

5. Beoordeling van functionele en gedragsparameters

  1. Beoordeel de neurologische toestand van het dier met een schaal van 0-5: 0 = geen neurologisch tekort, 1 = onvermogen om de voorpoot volledig te strekken, 2 = rotatie, 3 = verlies van ledemaatondersteuning, 4 = geen spontaan lopen met een verlaagd bewustzijnsniveau, en 5 = dood15.
  2. Beoordeel motorische functie en coördinatie op een Rota-Rod direct voor CAE, en 3 uur, 24 uur, 4 dagen en 7 dagen na CAE.
    1. Train de dieren voor testen op het Rota Rod-apparaat.
      1. Plaats het dier op een stilstaande hengel gedurende 5-30 seconden.
      2. Dieren die minstens 10 seconden aan een stilstaande stok kunnen vasthouden, laten ze ongeveer 30 seconden op een rotatiestaaf rennen met minimale acceleratie.
      3. Blijf de dieren trainen totdat ze vrij kunnen staan op een hengel die draait met een passende versnelling.
    2. Plaats de dieren op een roterende horizontale staaf met een diameter van 7 cm op een minimale snelheid van 1 toeren.
    3. Start acceleratie van 1 tpm elke 10 seconden tot een maximale snelheid van 60 tpm.
    4. Noteer de tijd dat de rat op de roterende stang heeft gezeten.
  3. Beoordeel de bewegingsbeweging van ratten direct voor CAE, en 3 uur, 24 uur, 4 dagen en 7 dagen na CAE met behulp van een geautomatiseerd systeem.
    1. Plaats het dier in het midden van een open veld en registreer 5 minuten de afgelegde afstand en de activiteitstijd van de rat.
  4. Beoordeel de gripkracht van de voorpoten 3 uur, 24 uur, 4 dagen en 7 dagen na CAE met de Grip Strength Meter.
    1. Houd het dier bij de staart vast en laat het dier de staven met zijn voorpoten vastgrijpen.
    2. Trek het dier parallel aan het rooster totdat de rat het rooster loslaat.
    3. Doe drie pogingen en kies het hoogste resultaat.

6. Beoordeling van het S100 calciumbindend eiwit B (S100b) niveau

  1. Meet de serum S100b-niveaus bij ratten vóór de CAE-modellering, 24 uur en 7 dagen na CAE.
    1. Plaats het dier in de laboratorium-immobilisator.
    2. Zet het verwarmingskussen aan en verwarm het tot 40 °C.
    3. Plaats het dier in de laboratoriumdier-immobilisator op het verwarmingskussen. Wacht 5 minuten om het dier te laten kalmeren.
    4. Leg het dier op zijn zij.
      OPMERKING: De staartader moet zichtbaar zijn op de staart.
    5. Plaats een intraveneuze katheter in de caudale ader.
    6. Neem 1 ml bloed af in een buis van 1,5 mL.
    7. Laat het bloed 40 minuten op kamertemperatuur staan.
    8. Centrifugeer het bloedmonster bij 4 °C gedurende 15 minuten bij 1500 x g.
    9. Verzamel het serum met een automatische pipet in een aparte 1,5 mL buis.
      OPMERKING: Het serum moet helder en transparant zijn, zonder rode mengsels van erytrocyten.
    10. Analyseer het serum met een enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) met behulp van een geschikte ELISA-kit.

7. Katheterverwijdering

  1. Voer de katheterverwijderingsprocedure 24 uur na CAE uit, na de tests in stap 5.
    1. Plaats de dieren in de inhalatiekamer met een aangesloten gasanesthesiesysteem en zuurstofconcentrator gedurende 1-2 minuten, met isoflurane in de kamer bij een volume van 2,5%-3,5% en een zuurstoftoevoer van 3 L/min.
    2. Breng het dier over naar een verwarmingskussen (37,5 °C) met een maskergastoevoer en isoflurane 2%-3% doseringsmodus met een zuurstofstroom van 1,0-2,0 L/min.
    3. Knip de vlag door zonder de wondhechting door te snijden of de katheter te beschadigen.
    4. Maak het buitenste uiteinde van de katheter schoon, behandel met een desinfectiemiddel (0,5% chloorhexidinebigluconaat in 70% ethanol).
    5. Verwijder de hechting van de vorige operatie aan de ventrale zijde van de hals. Gebruik via de incisie een pincet om de katheterhelix voorzichtig te isoleren.
    6. Trek het lange uiteinde van de katheter uit via de ventrale incisie.
    7. Plaats een ligatuur met een knoop, zonder aanspannen, op de externe halsslagader tussen de bifurcatie en de plek waar de katheter wordt vastgelegd.
    8. Knip voorzichtig de knopen rond de katheter, trek de katheter eruit met een tang, trek de knoop aan en knoop de knoop weer vast.
    9. Knip de ligatuuruiteinden af en hecht de wond. Gebruik een doorlopende hechting.

8. Beoordeling van triphenyltetrazoliumchloride kleuring

  1. Geef terminale anesthesie aan 6 dieren uit de schijngroep en 6 dieren uit de CAE-groep 24 uur na occlusie, en 6 dieren uit de schijngroep en 10 dieren uit de CAE-groep op de 7e dag na CAE met intramusculaire injectie van tiletamine 15 mg/kg en zolazepam 15 mg/kg + xylazinehydrochloride 10 mg/kg.
  2. Controleer of de chirurgische fase van anesthesie is bereikt zoals beschreven in stap 1.3.
  3. Neem een totale bloedafname uit de caudale vena cava met een 2 mL spuit en een 24 G naald.
  4. Open de dorsale kluis van de schedel zonder het hersenweefsel te beschadigen.
  5. Onderzoek de dura mater.
  6. Snijd de hersenen met een microtoomblad in 2 mm dikke frontale sneden, beginnend bij de frontale kwab.
  7. Plaats de secties op een microscoopglaasje.
  8. Plaats de plakjes in een oplossing van 1% triphenyltetrazoliumchloride (TTC) en plaats ze in een thermostaat op 37 °C gedurende 10-12 minuten.
  9. Onderzoek alle hersensecties. Let op de kleurverschuiving van TTC-kleuring.
    OPMERKING: Onbeschadigd weefsel kleurt felroze, terwijl weefsel met laesies bleekroze kleurt.
  10. Maak foto's van beide kanten.
  11. Fixeer de plakjes in een 10% neutrale formalineoplossing.
  12. Schat het gebied van de focale laesie in de software voor wetenschappelijke beeldanalyse.

9. Beoordeling van hematoxyline- en eosine kleuring

  1. Droog gefixeerde hersensneetjes in een stijgende batterij ethanol (70%, 80%, 100%).
  2. Week gedroogde plakjes in paraffine en maak plakjes van 7 mm dik.
  3. Kleur de secties met hematoxyline en eosine.
  4. Voer microscopische analyse van doorsneden uit met behulp van een doorlichtmicroscoop.

10. Statistische analyse

  1. Voer statistische analyses uit in het statistische programma.
  2. Pas beschrijvende statistieken toe (bereken het gemiddelde ± standaardfout van het gemiddelde) en maak grafieken om de resultaten te visualiseren.
  3. Na het controleren van de normaliteit van elke groep, voer je meerdere vergelijkingen uit met behulp van Duncans rangcriterium.
  4. Bepaal verschillen op het 5% significantieniveau.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Overleving en algehele toestand
Direct na het toedienen van de luchtbel vertoonden alle ratten een verstoorde toestand en een uitgesproken tremor gedurende enkele seconden, gevolgd door het stoppen van alle motorische activiteit en bewustzijnsverlies voor 1-2 minuten. Sommige dieren verloren 10-15 minuten hun steun op hun poten nadat ze weer bij bewustzijn waren gekomen.

De overlevingskans van dieren 3 uur na CAE was 100%, maar na 24 uur da...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

MCAO is een veelgebruikte methode om focale ischemische beroerte bij ratten te modelleren, die wordt bereikt door trombusvorming, lokale spasmen van de middelste cerebrale arterie en tijdelijke occlusie door filament2. Het doel van dergelijke modellen is (1) het bereiken van focale apoptose van neuraal hersenweefsel16 met gestandaardiseerde laesievolume en gebied17, (2) het monitoren van het neurologisch tekort van d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door de Russische Wetenschappelijke Stichting, projectnr. 25-15-00037.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3-component syringe with a 2 mL needle LEIKO52322223G
Aladdin Single infusion pumpWorld Precision InstrumentsAL-1000
CiprofloxacinPharmavet38977445% oplossing van ciprofloxacine
Computerized system PowerLab 8/35 ADInstruments3508-1090
DezinApteka.ru0,5% chloorhexidine bigluconaat in 70% ethanol
Digital thermometerB.Well Swiss AGLOT 0413
Electronic dynamometer Grip Strength MeterBioMed Easy Technologies007231024415MC01
ELISA Kit for S100 Calcium Binding Protein B (S100B)CLOUD-CLONE CORP.(CCC)SEA567Ra48T
Fishing lineDiameter 0,9 mm
Gas anesthesia systemUGO BASILE 21100
GraphPad statistical softwarePrismv.10
Grooved Needle DirectorFisher ScientificCatalog no. 11-0012,7 cm
HeparineEndopharm. Moscow Endocrine Plant30122
ImageJNational Institutes of Health and the Laboratory for Optical and Computational Instrumentation
Insulin syringeSFM Hospital Products1603030,5 mL, U-100, 30G
Intravenous catheterKD MedicalG24
Isoflurane (Isoflurin)Vetpharma100 mL, 1000 mg/kg
Lab animal immobilizer for laboratory animalsOpen ScienceAE1001-R1
Light microscopeZEISSAxio Scope.A1
Light microscopy slidesThermo Scientific15442933
Medical grade polyethylene micro tubingScientific Commodities Inc.BB31695-PE/4Inner diameter 0,76 mm
Medical sterile gauze wipesNew life 45x29 CM
Micro tubeSARSEDT AG & Co. KGS0443781,5 mL
Micropipette Eppendorf research plusEppendorf200 µL
Microscope slidesFisher Scientific11562203
Microsurgical forceps (curved)Kazan Medical Instruments PlantF0106
Microsurgical forceps (straight)RWD Life ScienceF11029-11
Microtome bladesThermo Scientific3052835MX35 Premier+
Multiconditioning SystemTSE Systems131202-10
Neutral buffered formalinhem1072024pH 6,8-7,2 
Non-absorbable Surgical Suture LavsanLintex2022-01
Ophthalmic scissors for iridectomyCM InstrumenteAJ-410-05
Oxygen concentratorArmedYYT327009607F-3L
Phosphate bufferAMRESCO2120C462
Piptte tipsServicebio200 µL
Ratsobtained from the Laboratory Animal Nursery “Pushchino” (www.spf-animals.ru), Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences.
Refrigerated Lab Multifunctional CentrifugeEppendorf5804 R
Rota-Rod Rotamex-5 COLUMBUS INSTRUMENTS210426
Scissors METZENBAUM Medstandart-InstrumentMT-H-256
Surgical suture materialREPROMED114/0042011124Kaproag 4/0
Surgical tableVetKormTorgVETBOT STL-1, TD00472
TelazolZoetis67291350 mg/mL tiletamine en 50 mg/mL zolazepam in 5 mL
Triphenyltetrazolium chlorideDia-MTTC1809
XylazineNITA-FARM1512% xylazine hydrochloride in 50mL

Referenties

  1. Søyland, M. H., Tveiten, A., Eltoft, A., Øygarden, H., Varmdal, T., Indredavik, B., et al. Wake-up stroke and unknown-onset stroke: Occurrence and characteristics from the nationwide Norwegian Stroke Register. Eur Stroke J. 7 (2), 143-150 (2022).
  2. Li, Y., Zhang, J. Animal models of stroke. Animal Model Exp Med. 4 (3), 204-219 (2021).
  3. Brunner, C., Korostelev, M., Raja, S., Montaldo, G., Urban, A., Baron, J. C. Evidence from functional ultrasound imaging of enhanced contralesional microvascular response to somatosensory stimulation in acute middle cerebral artery occlusion/reperfusion in rats: A marker of ultra-early network reorganization. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1690-1700 (2018).
  4. Buetefisch, C. M., Wei, L., Gu, X., Epstein, C. M., Yu, S. P. Neuroprotection of low-frequency repetitive transcranial magnetic stimulation after ischemic stroke in rats. Ann Neurol. 93 (2), 336-347 (2023).
  5. Jin, R., Zhu, X., Li, G. Embolic middle cerebral artery occlusion (MCAO) for ischemic stroke with homologous blood clots in rats. J Vis Exp. (91), e51956(2014).
  6. Shpetko, Y. Y., Filippenkov, I. B., Denisova, A. E., Stavchansky, V. V., Gubsky, L. V., Limborska, S. A., et al. Isoflurane anesthesia's impact on gene expression patterns of rat brains in an ischemic stroke model. Genes. 14 (7), 1448(2023).
  7. Toung, T. J. K., Mehr, N., Mirski, M., Koehler, R. C. Embolic occlusion of internal carotid artery in conscious rats: Immediate effects of cerebral ischemia. Physiol Rep. 11 (4), e15613(2023).
  8. Yan, J., Liu, Y., Zheng, F., Lv, D., Jin, D. Environmental enrichment enhanced neurogenesis and behavioral recovery after stroke in aged rats. Aging-US. 15 (18), 9453-9463 (2023).
  9. Jin, X., Morais, A., Imai, T., Lamb, J., Nagarkatti, K., Boisserand, L. Determinants of outcome after endovascular middle cerebral artery occlusion in rats in the SPAN trial. Stroke. 56 (9), 2734-2747 (2025).
  10. Feng, Y., et al. Activation of testosterone-androgen receptor mediates cerebrovascular protection by photobiomodulation treatment in photothrombosis-induced stroke rats. CNS Neurosci Ther. 30 (2), e14574(2024).
  11. Gubskiy, I. L., et al. MRI guiding of the middle cerebral artery occlusion in rats aimed to improve stroke modeling. Transl Stroke Res. 9 (4), 417-425 (2018).
  12. Gupta, S., Sharma, U., Jagannathan, N. R., Gupta, Y. K. Neuroprotective effect of lercanidipine in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. Exp Neurol. 288, 25-37 (2017).
  13. Gupta, Y. K., Sinha, K., Chaudhary, G. Transient focal ischemia induces motor deficit but does not impair the cognitive function in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. J Neurol Sci. 203-204, 267-271 (2002).
  14. Shukla, P. K., et al. Neuroprotective effect of Acorus calamus against middle cerebral artery occlusion-induced ischaemia in rat. Hum Exp Toxicol. 25 (4), 187-194 (2006).
  15. Schäbitz, W. R., et al. Synergistic effects of a combination of low-dose basic fibroblast growth factor and citicoline after temporary experimental focal ischemia. Stroke. 30 (2), 427-432 (1999).
  16. Tang, H., et al. Delayed recanalization after MCAO ameliorates ischemic stroke by inhibiting apoptosis via HGF/c-Met/STAT3/Bcl-2 pathway in rats. Exp Neurol. 330, 113359(2020).
  17. Lee, K. Y., Bae, O. N., Weinstock, S., Kassab, M., Majid, A. K. Neuroprotective effect of asiatic acid in rat model of focal embolic stroke. Biol Pharm Bull. 37 (8), 1397-1401 (2014).
  18. Li, L., Rong, W., Ke, W., Hu, Z., Yip, S. P., Tong, K. Y. Muscle activation changes during body weight support treadmill training after focal cortical ischemia: A rat hindlimb model. J Electromyogr Kinesiol. 21 (2), 318-326 (2011).
  19. Palikov, V. A., et al. Experimental model of cerebral arterial air embolism in conscious rats. Bull Exp Biol Med. 177 (5), 668-672 (2024).
  20. Kusuda, K., Ibayashi, S., Sadoshima, S., Ishitsuka, T., Fujishima, M. Brain ischemia following bilateral carotid occlusion during development of hypertension in young spontaneously hypertensive rats--importance of morphologic changes of the arteries of the circle of Willis. Angiology. 47 (5), 455-465 (1996).
  21. Webster, J., Osborne, S., Rickard, C. M., Marsh, N. Clinically-indicated replacement versus routine replacement of peripheral venous catheters. Cochrane Database Syst Rev. 1 (1), CD007798(2019).
  22. Okuyama, S., et al. The arterial circle of Willis of the mouse helps to decipher secrets of cerebral vascular accidents in the human. Med Hypotheses. 63 (6), 997-1009 (2004).
  23. Mamo, Y. A. Cerebrovascular effects of vasoactive drugs: in vitro, in vivo and clinical investigations. Medicine. , 73874537(2015).
  24. Stangeland, H., Orgeta, V., Bell, V. Poststroke psychosis: A systematic review. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 89 (8), 879-885 (2018).
  25. Mercier, E., et al. Predictive value of S-100β protein for prognosis in patients with moderate and severe traumatic brain injury: Systematic review and meta-analysis. Br Med J (Clin Res Ed). 346, f1757(2013).
  26. Baig, M. U., Bodle, J. Thrombolytic Therapy. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2025).
  27. Murphy, R. P., Donnellan, J. A High-pressure solution for a high-pressure situation: Management of cerebral air embolism with hyperbaric oxygen therapy. Cureus. 11 (9), e5559(2019).
  28. Heinrichs, S. C., Koob, G. F. Application of experimental stressors in laboratory rodents. Curr Proto. Neurosci. Chapter 8 (Unit 8.4), (2006).
  29. Emms, H., Lewis, G. P. Sex and hormonal influences on platelet sensitivity and coagulation in the rat. Br J Pharmacol. 86 (3), 557-563 (1985).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

GasembolieBerortemodelNeuronale DoodGedragsdeficiëntiesAutonome StoornissenHistopathologische VeranderingenPreklinische Studies
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.