Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een experimenteel menselijk DIEP-flapmodel om conserveringsstrategieën te onderzoeken voor vasculariseerde samengestelde allografts en vrije flappen

764 weergaven

DOI:

10.3791/69392

5 december 2025

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft de chirurgische techniek voor het oogsten van een menselijk perforatorflapmodel gebaseerd op de diepe inferieure epigastrische arteriepedicle, bedoeld voor experimenteel onderzoek.

Samenvatting

Recentelijk zijn conserveringsmethoden zoals cytoprotectieve middelen injecteren, ex vivo machine perfusie en superkoeling opgedoken als strategieën om het langetermijnbehoud van zowel standaard- als marginale organen te verbeteren door ischemische en hypoxische schade te beperken. Hoewel bemoedigend, blijft de toepassing ervan in het vakgebied van vascularized composite allotransplantatie (VCA) grotendeels beperkt tot preklinisch onderzoek. Tot nu toe hebben de meeste studies naar VCA-perfusiestrategieën zich gebaseerd op diermodellen, met name varkens- of knaagdiercomposieten. Hoewel deze modellen waardevolle mechanistische inzichten bieden, beperken hun anatomische, immunologische en fysiologische verschillen de reproduceerbaarheid en de translatierelevantie voor menselijke toepassingen.

In dit protocol wordt elke chirurgische stap die nodig is voor het verkrijgen van een menselijke deep inferior epigastric perforator (DIEP) flap voor conserveringsstudies uitvoerig beschreven. De perforator wordt boven de fascia doorgesneden zonder subfasciale dissectie, wat resulteert in een korte maar voldoende pedicle voor katheterisatie. Dit model maakt gebruik van afgedankt weefsel van standaard abdominoplastiekprocedures en vormt geen extra risico voor de patiënt. Kritieke stappen worden uiteengezet om ervoor te zorgen dat een functionele flap wordt geoogst zonder de operatietijd te verlengen of de patiëntveiligheid in gevaar te brengen. Functionele beeldvorming wordt vervolgens uitgevoerd om de levensvatbaarheid van de flap te bevestigen vóór experimenteel gebruik, en sequentiële biopten kunnen worden uitgevoerd om de weefselintegriteit te controleren. Dit model is bijzonder geschikt voor onderzoek waarbij spierbesparende VCA-procedures betrokken zijn – zoals partiële gezichtstransplantatie – en kan ook relevant zijn voor het onderzoek naar autoloog vrije flapbehoud.

Inleiding

Vasculariseerde composietallotransplantatie (VCA) is een veelbelovende reconstructieve oplossing voor patiënten met complex weefseldefect, met name in het gezicht en de bovenste ledematen1. VCA is echter zeer vatbaar voor ischemie-reperfusieletlast, wat de levensvatbaarheid van de transplantatie en de langetermijnresultaten kan aantasten2. In deze context zijn conserveringsbenaderingen zoals injectie van cytoprotectieve middelen, ex vivo machine perfusie en superkoeling ontstaan als strategieën om de conserveringstijd te verlengen, de kwaliteit van de transplantatie te optimaliseren en levensvatbaarheidsbeoordeling vóór transplantatie mogelijk te maken 3,4,5,6,7. Hoewel normotherme ex vivo perfusie van vaste organen in het afgelopen decennium met succes is vertaald van een experimentele laboratoriumtechniek naar klinische praktijk8, met veelbelovende resultaten, blijft het grotendeels beperkt tot de onderzoeksomgeving op het gebied van VCA9.

Tot nu toe hebben de meeste studies naar VCA-perfusieprotocollen zich gebaseerd op diermodellen, met name varkens- of knaagdiercomposieten10. Hoewel deze modellen waardevolle inzichten bieden, beperken ze inherent reproduceerbaarheid en translationele relevantie vanwege anatomische, immunologische en fysiologische verschillen11,12. Menselijke weefselmodellen bieden relevantere inzichten, maar verse weefsels van hersendode donoren zijn extreem moeilijk toegankelijk voor onderzoeksdoeleinden, vereisen complexe logistiek, strikte goedkeuring door de regelgeving en roepen ethische zorgenop 13,14. Een ideaal alternatief zou een niet-kadaverisch, ethisch acceptabel, mensgebaseerd flapmodel zijn dat niet de complexiteit of het risico van een volledige VCA-procedure met zich meebrengt en volledig veilig is voor de patiënt. Belangrijk is dat het ook gemakkelijk toegankelijk moet zijn om reproduceerbaar en schaalbaar onderzoek mogelijk te maken.

Hierin wordt een human deep inferior epigastric perforator (DIEP) lapmodel beschreven voor VCA-behoudsonderzoek, waarbij afgedankt weefsel wordt gebruikt van abdominoplastiekprocedures zonder extra risico voor de patiënt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle patiënten kregen standaard humane zorg in overeenstemming met de Helsinki-verklaring, en het protocol werd goedgekeurd door de institutionele ethische commissie (project nr. IRB00014528_2025_32). De patiënt gaf geïnformeerde toestemming voor het gebruik van afgedankt weefsel voor onderzoeksdoeleinden.

1. Preoperatieve zorg

OPMERKING: Deze cutane perforatorflappen, exclusief fascia en spier, zijn afkomstig van chirurgisch afval bij patiënten, meestal post-bariatrisch, en kunnen alleen worden geoogst bij een eerdere dermolipectomie met voorspelbare navelverplaatsing (d.w.z. een significante abdominale pannus). Geplande liposuctie tijdens de ingreep is een uitsluitingscriterium. Gelijktijdige diastaseherstel is geen contra-indicatie, omdat deze procedure plaatsvindt na het oogsten van de flap. De abdominale pannus biedt over het algemeen ten minste gedeeltelijke dekking van het schaamgebied. Patiënten mogen geen voorgeschiedenis van trombo-embolische gebeurtenissen hebben en de body mass index (BMI) moet onder de 30 kg/m² liggen, aangezien hogere waarden geassocieerd worden met obesitas en een ongunstige risico-batenverhouding voor electieve niet-vitale ingrepen onder algehele anesthesie. Eerdere buikoperaties, behalve liposuctie, is meestal geen contra-indicatie, mits een perforator wordt geïdentificeerd door Doppleronderzoek of direct intraoperatief wordt gevisualiseerd. Deze onderzoeksprocedure moet ook worden vermeden bij echte klinische unilaterale DIEP free-flap reconstructies, die al langdurige en complexe operaties zijn waarbij aanvullende preoperatieve stappen irrationeel zouden zijn en het procedurele risico zouden verhogen.

  1. Voer de preoperatieve dermolipoptomiemarkering uit terwijl de patiënt staand is met een dermografische pen. Identificeer de middenlijn van de symfyse pubica tot het uitsteeksel xiphoïd en trek een transversale lijn ongeveer 7 cm boven de vulva-commissuur. Strek deze lijn zijwaarts ongeveer 7 cm aan elke zijde, buig hem zachtjes omhoog om net onder de voorste bovenste iliacale stekels te verbinden.
  2. Identificeer de perforatoren rond de navel met een handzame akoestische Dopplersonde (8-10 MHz) terwijl de patiënt in rugligging ligt.
    OPMERKING: Breng een kleine hoeveelheid steriele ultrageluidsgel aan op de huid om een goede akoestische koppeling te garanderen. Houd de probe onder een hoek van 45° met lichte contactdruk om te voorkomen dat het signaal wordt gedempt. Een sterk, triphasisch pulsatiegeluid duidt op een arteriële perforator. Markeer elke perforator op de huid met een steriele marker om de perforatorkaart vast te stellen, zoals routinematig wordt gedaan vóór de DIEP-flapoogst.
  3. Met een dermografische pen omlijnt u een huidpeddel in een elliptische vorm van de gewenste afmetingen, inclusief de perforator langs de mediale rand en die zich uitstrekt aan beide zijden van de navel (Figuur 1).
  4. Bereid het operatieveld voor en drapeer het operatieveld van het xiphoïde proces tot het bovenste derde deel van de dijen, inclusief het schaamgebied, met steriele chirurgische gordijnen zoals routinematig uitgevoerd bij standaard buikoperaties.

Figuur 1
Figuur 1: Preoperatieve evaluatie vóór postbariatrische abdominale dermolipectomie met DIEP-flapoogst. (A) Preoperatieve markering uitgevoerd met een akoestische Doppler en een dermografische pen om de paraumbilicale perforatoren aan weerszijden van de middenlijn te identificeren en af te tekenen. (B) De chirurg toont de laxiteit van de buikhuid en het te verwijderen subcutane weefsel aan, waarbij de adipocutane panniculus wordt gemarkeerd vóór de incisie langs de horizontale markeringslijn. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Klepinkoop

  1. Maak de navel los van de buikwand via een circumferentiële incisie naar de hypodermis met een scalpelblad nr. 15.
  2. Plaats een lange, losse, niet-absorberbare hechting aan weerszijden van de navelrand.
  3. Snijd de navel verticaal met behulp van een Mayo-schaar, van het oppervlakkige naar het diepe vlak, totdat deze volledig vrij is terwijl de navelstam behouden blijft.
    OPMERKING: Assistentdeelname is cruciaal in deze stap. Gillies-retractoren moeten worden gebruikt om de navel bloot te leggen, terwijl zachte longitudinale tractie wordt toegepast op de lange, niet-absorberbare hechting om de dissectie te vergemakkelijken. Het vet rondom de navelstam vormt een stevig koord dat gemakkelijk tastbaar is tijdens de navelisolatie, waardoor nauwkeurige identificatie en behoud van de pedikel mogelijk is.
  4. Maak een lage transversale huidincisie langs de preoperatieve markering, ongeveer 7 cm boven de vulva commisssure, waarbij zachtjes naar de voorste bovenste iliacale stekels aan elke zijde gebogen wordt, met een scalpelblad nr. 15 of nr. 21.
  5. Hef de bovenste abdominoplastiekflap in het subcutane vlak, beginnend bij de onderste incisie en geleidelijk naar de navel. Gebruik een fijnpuntige monopolaire elektrocauterisatie ingesteld op ongeveer 50-70 °C en 80 W in stollingsmodus om de voorste rectusfascia te scheiden van het bovenliggende subcutane weefsel en huid, terwijl de hemostase gedurende de dissectie nauwkeurig wordt gehandhaafd.
  6. Naarmate de dissectie de voorheen geïsoleerde navelkolompedicle nadert, verlaag je de elektrocauterisatietemperatuur tot ongeveer 20-30 °C, houd je het vermogen ingesteld op 80 W in stollingsmodus, en ga je verder met fijne dissectie met een Metzenbaum-schaar om pediclebeschadiging te voorkomen.
  7. Identificeer en isoleer zorgvuldig de twee dominante paraumbilicale perforatoren die ontstaan uit het diepe inferieure epigastrische systeem. Snijd elke perforator omtrek onder direct zicht met Stevens- of kleine Metzenbaum-schaar, waarbij je hun vaatpedikels behoudt. Verleng de dissectie niet boven het niveau van de anterieure rectus aponeurose (Figuur 2).
    OPMERKING: perforatoren worden geselecteerd op basis van hun grootte; degenen die groter en pulserend lijken onder direct zicht hebben de voorkeur. Dissectie rond de navel moet nauwkeurig zijn om beschadiging van deze perforatoren te voorkomen.
  8. Verdeel de adipocutane panniculus longitudinaal langs de middenlijn, van het midden van de onderste schaamstreek tot aan de navel, met een blad nummer 15 gevolgd door een monopolaire elektrocauterisatie ingesteld op ongeveer 50-70 °C.
  9. Zet de dissectie craniaal voort tot aan het xiphoïedgebied en langs de laterale costale randen met elektrocauterisatie ingesteld op ongeveer 50-70 °C, waarbij de kleppedikels intact blijven en niet gescheiden worden (Figuur 3).
    OPMERKING: Deze stap 9 kan ook om praktische redenen worden uitgesteld als de pedicle de supraumbilicale dissectie bemoeilijkt en kan in plaats daarvan worden uitgevoerd na de pedicle-deling bij stap 12, afhankelijk van de intraoperatieve omstandigheden.
  10. Beheers lichte bloedingen met middelmatige intensiteit stolling, met behulp van een standaard monopolaire elektrocauterie ingesteld op 50-60 °C en 80 W in stollingsmodus om precieze hemostase te behouden.
  11. Stel de omtrek van de huidpaddel opnieuw af met een dermografische pen, gebaseerd op de initiële markeringen, om ervoor te zorgen dat de perforator langs de mediale rand van de flap aan elke zijde van de adipocutane panniculus is geplaatst, die longitudinaal werd verdeeld in stap 8 (Figuur 4).
    OPMERKING: Om bias door verschillen in het oppervlak dat aan de testoplossing wordt blootgesteld te voorkomen, moeten beide flappen (indien er twee worden geoogst) van identieke grootte zijn. De flikdikte wordt bepaald door het subcutane weefsel van de flap en kan niet chirurgisch worden verminderd zonder het risico van de integriteit van de flap.
  12. Ligaer de diepe benedenste perforatorpedicle van de epigastrische arterie met behulp van resorbabele 3-0 hechtingen of automatische klemmen en snijd de perforator boven de fascia door, zonder subfasciale dissectie. Noteer het tijdstip van de warme ischemie.
    OPMERKING: Er wordt een periode van ongeveer 10 minuten van flap-ischemie waargenomen voordat volledige loslating en behandeling met een cytoprotectieve injectie plaatsvindt.
  13. Schuif de supraumbilicale huid en het subcutane vet naar beneden, en bevestig de ondermijnde buikflap aan de onderste incisierand bij de middenlijn met een niet-absorberbare hechting, waarbij één uiteinde van de knoop lang blijft.
    OPMERKING: Plaats de patiënt tijdens deze stap in een halfgebogen positie. Naar beneden gerichte tractie op de bovenbuikflap helpt bepalen hoeveel overtollige huid verwijderd moet worden.
  14. Gebruik het lange uiteinde van de middenlijn, niet-absorberbare hechting die de supraumbilale en schaamstreek verbindt, als leidraad om met een dermografische pen de resectielijn op de overtollige adipocutane panniculus te tekenen, lateraal uitstrekkend naar elke voorste bovenste iliacale spin, zoals meestal wordt uitgevoerd tijdens een buikoperatie. De DIEP-kleppen bevinden zich onder deze gemarkeerde resectielijn (Aanvullende Figuur 1).
  15. Inceer de flap langs de preoperatieve markeringen met een scalpelblad nr. 15. Oogst de perforatorklep volgens het vooraf vastgestelde ontwerp, met behulp van monopolaire elektrocauterie ingesteld op ongeveer 50-60 °C en 80 W in stollingsmodus (Figuur 5).
    OPMERKING: Dit is een van de meest subtiele stappen, omdat de perforator in de klep moet worden geplaatst. Assistentie wordt aanbevolen om zachte grip te bieden, terwijl de operator gedurende de dissectie continu visuele controle over de perforator behoudt. Koudmesdissectie wordt niet aangeraden, omdat dit de klepintegriteit kan aantasten en kan leiden tot vasculaire lekkage.
  16. Maak de perforatorflap volledig los van het omliggende afgedankte weefsel.
    OPMERKING: Als twee flappen worden geoogst en verschillende behandelingen ondergaan, kunnen ze worden onderscheiden door een hechting op één van hen te plaatsen.
  17. Verwijder het overtollige dermo-adiposweefsel dat overeenkomt met het overtollige huid en vet dat tijdens de buikcorrectie is verwijderd.
    OPMERKING: Als de perforatorflap om praktische redenen wordt geoogst na het excisie van het overtollige dermo-vetweefsel, gebruik dan een steriele, eenmalige, batterij-aangedreven wegwerpcauteriepen (grote tip, ongeveer 1.200 °C) om de loskoppeling te voltooien. In deze situatie kan een retourelektrode niet worden gebruikt, omdat het weefsel volledig van de patiënt gescheiden is. Na het oogsten van de DIEP-flappen geeft het chirurgisch team de flap aan het onderzoeksteam dat in de operatiekamer wacht, waarna de abdominoplastiek wordt uitgevoerd door langs de vooraf gemarkeerde resectielijnen te dissecten om de overtollige adipocutane panniculus los te maken en te verwijderen.

Figuur 2
Figuur 2: Intraoperatieve weergave van de abdominale dermolipectomieprocedure met skelettisering van de diepe epigastrice perforator pedicles in de inferieure. De afbeelding toont het operatieve veld vóór supraumbilicale dissectie en longitudinale infraumbilicale deling. De twee dominante bilaterale paraumbilicale diepe inferieure epigastrische perforatoren worden blootgelegd en gemarkeerd met chirurgische instrumenten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 3
Figuur 3: Intraoperatief beeld na supraumbilicale dissectie met de bilaterale diepe epigastrice perforatoren. De perforatoren zijn niet geligeerd, en hun subfasciale koers en lengte zijn beter te waarderen bij zachte grip (witte pijlen). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 4
Figuur 4: Intraoperatief beeld met de DIEP-flappen die op de huid in een elliptische vorm zijn omlijnd vóór de ligatie. (A) De huidpaddle wordt afgesteld en in een elliptische vorm omlijnd met een dermografische pen (witte cirkel) om te zorgen dat de perforator langs de mediale rand van de flap aan weerszijden van de adipocutane panniculus wordt opgenomen. (B) Vergrote weergave met de omtrek van de DIEP-flap en de perforator gemarkeerd met een "x" volgens preoperatieve Dopplermapping (witte pijl). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Aanvullende Figuur 1: Naar beneden gerichte tractie op de bovenbuikflap helpt bepalen hoeveel overtollige huid verwijderd moet worden. Het lange uiteinde van de middenlijn, niet-absorberbare hechting die de supraumbilicale en pubische regio's verbindt, wordt als leidraad gebruikt. Met een dermografische pen tekent u de resectielijn langs het verloop van de hechting (witte pijlen) op de redundante adipocutane panniculus. Strek deze lijn zijwaarts uit naar elke voorste bovenste iliacale wervelkolom. De DIEP-flaps bevinden zich onder deze gemarkeerde resectielijn. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Figuur 5
Figuur 5: Intraoperatief beeld van de diepe inferior epigastrische arterieperforator (DIEP) flappen tijdens de oogst, na pedicle-ligatie. (A) De DIEP-flap, ongeveer 10 cm × 6 cm, wordt omlijnd met een chirurgische marker na lokalisatie van de perforator. (B) Huidincisie en flapoogst worden uitgevoerd langs de vooraf vastgestelde markeringen. De eerste incisie wordt gemaakt met een No. 15 mes, gevolgd door dissectie met een monopolaire elektrocauterie ingesteld op ongeveer 50-60 °C, en 80 W in stollingsmodus, wanneer het overtollige cutaneus-vetweefsel aan de patiënt blijft vastzitten. Wanneer het weefsel volledig is losgemaakt, wordt een steriele, eenmalige, batterij-aangedreven wegwerpcauteriepen (grote punt, ongeveer 1.200 °C) gebruikt om de scheiding te voltooien. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Voorbereiding van de flap

  1. Ontleed de vaatpedicle onder vergroting met microchirurgische instrumenten en identificeer zowel de slagader als de ader (Figuur 6). Open voorzichtig het arteriële lumen met een microvasculaire dilatator.
    OPMERKING: Gebruik een speciale steriele tafel met microchirurgische instrumenten om de klep voor te bereiden. Knip 2-3 mm van het arteriële uiteinde af om een schone, regelmatige rand te krijgen die geschikt is voor katheterisatie.
  2. Weeg elke flap op het oogstmoment om later de oedemvorming te kunnen kwantificeren.
  3. Katheteriseer de slagader met een 18-24 G canule en sluit deze vast in het lumen met 5-0 zijdehechting (Figuur 7).
    OPMERKING: Voor dit experiment werden de flappen katheteriseerd met een 24-G canule, omdat de studie de evaluatie van cytoprotectieve middelen via één injectie omvatte. Voor ex vivo machineperfusie of extracorporale membraanoxygenatie (ECMO) toepassingen moet canulatie worden uitgevoerd met een grotere 18-20-G canule. In geval van katheterafsluiting tijdens ex vivo perfusie, spoel voorzichtig met hepariniseerde zoutoplossing of vervang de canule om de doorstroming te herstellen. Het handhaven van een lage perfusiedruk (<25 mmHg) helpt om recidief te voorkomen.
  4. Injecteer contrastmiddel intraarterieel via de katheter in de perforatorslagader en beoordeel de flap onder fluoroscopie (Figuur 8).
    OPMERKING: Het contrastmiddel moet de kleine haarvaten uniform radiopaque maken door de hele lap, wat wijst op een voldoende perfusiegebied dat door de geselecteerde pedicle wordt aangeleverd. In dit stadium kan de aanwezigheid van niet-perfuseerde gebieden het model ongeschikt maken voor verder onderzoek of het excisie van het distale deel van de lap vereisen. De geoogste flappen kunnen vervolgens worden gebruikt voor experimentele protocollen, geplaatst op een perfusiemachine, ECMO-apparaat, of geïnjecteerd met een testoplossing als cytoprotectieve middelen. Ponsbiopten (variërend van 1 mm tot 8 mm in diameter) kunnen op verschillende tijdstippen worden uitgevoerd zonder de klepintegriteit te verminderen, waardoor kinetische beoordeling van histologische veranderingen in de weefsels mogelijk is.

Figuur 6
Figuur 6: Na-oogst weergave van een onderzoeks-DIEP-lap. (A) De geoogste DIEP-lap wordt getoond met de vasculaire pedicle ontleed en geïsoleerd met behulp van microchirurgische tangen. Het arteriële uiteinde wordt met enkele millimeters afgeknipt om een schone snede te verkrijgen, en het lumen wordt voorzichtig geopend met een micro-dilator tang. (B) Close-up afbeelding van microchirurgische tangen die de dominante perforatorslagader vastzetten, met een 24-G katheter die in het lumen wordt ingebracht voor contrastmiddelinjectie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 7
Figuur 7: Katheterisatie van de DIEP-flap pedicle. (A) De katheter wordt op zijn plaats gezet met een 5-0 zijden hechting die zachtjes wordt vastgebonden om te voorkomen dat het lumen van de pedicle wordt belemmerd. (B) Zicht op de katheter zonder de spuit bevestigd, die de mate van katheterinsertie in het vasculaire lumen toont. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 8
Figuur 8: Post-harvest fluoroscopie van de DIEP-flap die de vasculaire anatomie aantoont. (A,B) Contrastmiddel wordt via een 24-G katheter geïnjecteerd in de dominante perforatorslagader, waarbij het vertakkingspatroon en het vascularisatiegebied worden weergegeven, wat de levensvatbaarheid van de flap op twee verschillende flaps bevestigt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Elf flappen werden geoogst van zes vrouwelijke patiënten die in deze studie waren opgenomen. Twee ervaren plastisch chirurgen, ervaren in flapchirurgie en buikcorrectie, voerden de dissecties uit. Bij één patiënt werd de flap eenzijdig geoogst vanwege een dissectieprobleem. De geoogste flappen hadden een gemiddeld gewicht van 198,6 ± 24,4 g (n = 11) en een gemiddelde grootte van 10 cm × 6 cm, wat overeenkwam met de monstervereisten voor de conserveringsstudie waarin deze flappen werden gebruikt. De pedikellengte, gemeten...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Menselijke modellen helpen bevindingen van dierstudies te overbruggen naar klinische praktijk, waardoor de relevantie en voorspellende kracht van preklinisch onderzoek verbeterd 16,17,18. Ze moeten zorgvuldig worden ontworpen om veiligheid en ethische naleving te waarborgen, waarbij vaak de reikwijdte en invasieve aard van experimentenworden beperkt. Over de vier geoogste flappen was geen extra dissectie ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL and 5 mL Luer-Lok spuitBecton Dickinsonhttps://www.bd.com/en-us/products-and-solutions/products/product-page.309646
11.5” Medium en Small Premium Surgiclip II Auto Suture vat clip applierCovidienN/A
22–24 G vat cannula stomp tipMedtronic IncN/A
5-0 zijden hechtdraad N/AElke compatibele hechtdraad
Een wegwerpbare cauteriseringspen, aangedreven door een batterij Helpmedical, EuropaN/A1200 °C, grote punt
Adson ForcepsMPM106-2112A
Bipolar Coagulation ForcepsOlsen20-1320I
Wegwerp scheermes #15 & #21SklarN/A
Eosine Microm MicrotechU/C0363
Faraboeuf retractorsMedicta InstrumentsN/A
Fijne naald cauteriseringCormedicaN/A
OEC MiniView MaxGE HealthcareN/AFluoroscopiesysteem
Forceps dilatorenWPI15910
Hematoxyline Microm MicrotechU/C0303
Iohexol 300 mg I/mLGE Healthcare Canada Inc.N/A
Micro schaarWPI504492
Valleylab Monopolaire DiathermieMedtronic Inc
Niet-ionisch gejodeerd contrastmiddel, Omnipaque 300 mg I/mLGE HealthcareN/A
Draagbare akoestische Doppler, 8 MHzParks Medical Electronicshttps://www.parksmed.com/
Zoutoplossing 0,9%GenDepotS0600-101
Standaard plastic chirurgie instrumentensetAesculapN/Ainclusief scheermes handvat No. 3, Metzenbaum en Mayo schaar, Adson en Gillies forceps, dissectieschaar, hemostatische klemmen en naaldhouders.
Strabismus schaarSurtex102-4109
Chirurgische markeerpenCardinal health212PR
Hechtdraad Ethilon 4.0 en 3.0Ethicon1667G
Weefsel forcepsMPM106-0511

Referenties

  1. Lupon, E., et al. vascularized composite allografts in france: An update. Ann Chir Plast Esthet. , (2024).
  2. Messner, F., Grahammer, J., Hautz, T., Brandacher, G., Schneeberger, S. Ischemia/reperfusion injury in vascularized tissue allotransplantation: Tissue damage and clinical relevance. Curr Opin Organ Transplant. 21 (5), 503-509 (2016).
  3. Berkane, Y., et al. advances and perspectives in vascularized composite allotransplantation preservation. Bull Acad Natl Med. 208, 1299-1308 (2024).
  4. Baker, C. E., et al. Pretreatments of ex vivo vascularized composite allografts: A scoping review. Ann Plast Surg. , (2025).
  5. Njessi, P., et al. Preservation strategies for vascularized composite allotransplantation: An updated systematic review of a rapidly expanding field. bioRxiv. , (2025).
  6. Cougnon, M., et al. Inhibition of eif5a hypusination enhances antioxidant defense to prevent kidney ischemia/reperfusion injury. Redox Biol. 86, 103814(2025).
  7. Le Meur, Y., et al. First-in-human use of a marine oxygen carrier (m101) for organ preservation: A safety and proof-of-principle study. Am J Transplant. 20 (6), 1729-1738 (2020).
  8. Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: The first clinical study. Am J Transplant. 13 (5), 1246-1252 (2013).
  9. Muss, T. E., et al. Ex-vivo perfusion of limb vascularized composite allotransplants: A systematic review of published protocols. Transpl Int. 38, 14132(2025).
  10. Muss, T. E., et al. A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 12 (11), e6271(2024).
  11. Mcgonigle, P., Ruggeri, B. Animal models of human disease: Challenges in enabling translation. Biochem Pharmacol. 87 (1), 162-171 (2014).
  12. Pound, P., Ritskes-Hoitinga, M. Is it possible to overcome issues of external validity in preclinical animal research? Why most animal models are bound to fail. J Transl Med. 16 (1), 304(2018).
  13. Pirnay, J. P., et al. Access to human tissues for research and product development: From eu regulation to alarming legal developments in belgium. EMBO Rep. 16 (5), 557-562 (2015).
  14. Charmode, S., Ratanpara, L., Sheikh, N., Ravi, K. S., Mehra, S. Legal frameworks upholding deceased individuals' rights and enabling the use of cadavers in anatomy education and research: A systematic review. Cureus. 16 (4), e58473(2024).
  15. Lupon, E., et al. Engineering Vascularized Composite Allografts Using Natural Scaffolds: A Systematic Review. Tissue Eng Part B Rev. 28 (3), 677-693 (2022).
  16. Van Lier, D., Geven, C., Leijte, G. P., Pickkers, P. Experimental human endotoxemia as a model of systemic inflammation. Biochimie. 159, 99-106 (2019).
  17. Olesen, A. E., Andresen, T., Staahl, C., Drewes, A. M. Human experimental pain models for assessing the therapeutic efficacy of analgesic drugs. Pharmacol Rev. 64 (3), 722-779 (2012).
  18. Littman, B. H., Williams, S. A. The ultimate model organism: Progress in experimental medicine. Nat Rev Drug Discov. 4 (8), 631-638 (2005).
  19. Ozturk, M. B., et al. Extracorporeal free flap perfusion using extracorporeal membrane oxygenation device: An experimental model. Ann Plast Surg. 83 (6), 702-708 (2019).
  20. Kreidstein, M. L., Pang, C. Y., Levine, R. H., Knowlton, R. J. The isolated perfused human skin flap: Design, perfusion technique, metabolism, and vascular reactivity. Plast Reconstr Surg. 87 (4), 741-749 (1991).
  21. Parente, A., et al. Machine perfusion techniques for liver transplantation - a meta-analysis of the first seven randomized-controlled trials. J Hepatol. 79 (5), 1201-1213 (2023).
  22. Drivas, E. M., et al. Reply: A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 13 (5), e6763(2025).
  23. Lupon, E., et al. A new method for preparation of decellularized human scaffolds for facial reconstruction. Curr Issues Mol Biol. 47 (4), (2025).
  24. Lupon, E., et al. Optimized decellularization of a porcine fasciocutaneaous flap. Bioengineering (Basel). 11 (4), (2024).
  25. Moris, D., Cendales, L. C. Sensitization and desensitization in vascularized composite allotransplantation. Front Immunol. 12, 682180(2021).
  26. Perraudin, T., et al. Vascularized composite hand allograft procurement and preparation for distal and proximal forearm allotransplantation: A stepwise approach. J Vis Exp. (219), e67767(2025).
  27. Perraudin, T., et al. Vascularized composite upper limb allograft harvesting for proximal arm allotransplantation. J Vis Exp. (220), e68170(2025).
  28. Barbat, P., et al. Procurement for a vascularized and reinnervated abdominal wall allotransplantation. J Vis Exp. (221), e68418(2025).
  29. Lupon, E. Perforator identification for propeller flap harvest: Technical insights from a case serie. Int J Surg Case Rep. 135, 111921(2025).
  30. Villavisanis, D. F., et al. Assisting in microsurgery: Operative and technical considerations. J Hand Surg Glob Online. 5 (3), 358-362 (2023).
  31. Saaiq, M., Zaib, S., Ahmad, S. Electrocautery burns: Experience with three cases and review of literature. Ann Burns Fire Disasters. 25 (4), 203-206 (2012).
  32. Pomahac, B., Diaz-Siso, J. R., Bueno, E. M. Evolution of indications for facial transplantation. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 64 (11), 1410-1416 (2011).
  33. Barret, J. P. From partial to full-face transplantation: Total ablation and restoration, a change in the reconstructive paradigm. Int J Surg. 12 (2), 109-112 (2014).
  34. Dubernard, J. M., et al. Outcomes 18 months after the first human partial face transplantation. N Engl J Med. 357 (24), 2451-2460 (2007).
  35. Barklin, A. Systemic inflammation in the brain-dead organ donor. Acta Anaesthesiol Scand. 53 (4), 425-435 (2009).
  36. Slater, N. J., et al. Ex-vivo oxygenated perfusion of free flaps during ischemia time: A feasibility study in a porcine model and preliminary results. J Surg Res. 205 (2), 292-295 (2016).
  37. Lupon, E., et al. Microsurgery in low- and middle-income countries: Results of 20 years of experience in cambodia. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 98, 161-169 (2024).
  38. Berkane, Y., et al. Reconstruction of a complex foot defect with a chimeric triple-component osteocutaneous scip-siea free flap: A case report and literature review. Arch Plast Surg. 52 (5), 310-316 (2025).
  39. Albadia, R., et al. Management of a large abdominal dermatofibrosarcoma protuberans requiring a life-threatening excision: A case report. Int J Surg Case Rep. 133, 111579(2025).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Gevasculariseerd composietallograftbewaring van vrije lapshumaan perfusiemodelcytoprotectieve middelenmachineperfusieischemisch letselmicrovasculaire dissectiearteriële catheterisatiehistologische analyse