$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
De dierproeven werden uitgevoerd met goedkeuring van het Comité voor Dieronderzoek en Ethiek van het Hebei Yiling Medisch Onderzoeksinstituut (goedkeuringsnummer: N2024082). Bekijk de Materiaaltabel voor de experimentele materialen en instrumenten die in deze studie zijn gebruikt. Personeel moet strikt passende persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) dragen bij het hanteren van gevaarlijke reagentia zoals TRIzol (huid-/oogirritant, bevat fenol) en proteaseremmers (potentiële ademhalings-/huidsensitisatoren). Scheid biologisch/vloeibaar afval in autoclavabele zakken, en gevaarlijk chemisch afval in aangewezen containers voor institutionele gevaarlijke verwijdering. Decontaminateer verbruiksartikelen vóór verwijdering.
Modellering van diabetische nefropathie muizen
De mannelijke db/db en db/m muizen (12 weken oud) werden onder specifieke ziekteverwekkervrije (SPF) omstandigheden gehouden bij 22 ± 2 °C en 56% ± 5% luchtvochtigheid, met 12 uur licht/donker cycli en ad libitum toegang tot voedsel/water. Na een acclimatisatieperiode van 1 week kregen de muizen willekeurig numerieke identificaties toegewezen en werden ze toegewezen aan experimentele groepen. De db/db-muizen kregen 6 weken lang een eiwitrijk dieet om DKD vast te stellen. Succesvol modelleren werd bevestigd door een significant verhoogde urinealbumine-creatinine verhouding (UACR) ten opzichte van db/m controles, waarbij UACR >30 mg/g de primaire functionele biomarker vormde voor vroege DKD12.
Modellering van high-glucose endotheelcellen
Menselijke nierglomerulaire endotheelcellen (HRGEC's) werden onder gestandaardiseerde omstandigheden bereid. HRGECs werden gekweekt in ofwel normale glucose (NG, 5,5 mM D-glucose) of een hoog glucosegehalte (HG, 30 mM D-glucose) medium en gehouden in een bevochtigde couveuse op 37 °C met 5%CO2. Cellen werden ofwel ononderbroken blootgesteld aan HG of gekweekt in controleomstandigheden gedurende 24 uur voorafgaand aan downstream-analyses. Osmotische controle (HM, met 5,5 mM D-glucose en 24,5 mM mannitol) moet worden opgenomen. Alle aandoeningen moeten voldoen aan strikte celfitnesscriteria: levensvatbaarheid bleef ≥85%, apoptoseniveaus bleven onder de 15%, ROS-stijgingen in HG ten opzichte van HM niet boven de 20%, en LDH-afgifte bleef onder de 10%, waarmee de cellulaire integriteit werd gevalideerd vóór downstream-analyses.
Geconditioneerde mediacollectie
Geconditioneerde media (CM) werden verzameld met behulp van een gestandaardiseerd protocol voor secretoomanalyse13 met aanpassingen. Na 24 uur van hoge glucose (30 mM D-glucose), normale glucose (5,5 mM D-glucose) of osmotische controle (5,5 mM D-glucose + 24,5 mM mannitol) stimulatie, werden HRGECs gewassen met steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) om resterende serumeiwitten te verwijderen. Cellen werden aangevuld met serumvrij, fenol roodvrije endotheliale basale medium en 12 uur geïncubeerd bij 37 °C met 5% CO₂ om afgescheiden factoren op te nemen.
CM werd geoogst met voorgekoelde centrifugatiebuizen. Sequentieel werd de monsterverwerking uitgevoerd zoals hieronder beschreven.
Primaire verduidelijking: CM werd overgebracht naar RNase/DNase-vrije kegelvormige buizen en gecentrifugeerd op 3.000 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C. Het gekorrelde puin werd weggegooid.
Protease-remming: Binnen 2 minuten na primaire klaring werd een EDTA-vrije proteaseremmercocktail toegevoegd aan een eindconcentratie van 1x (1:50) met 1x fosfataseremmers.
Concentratie: Supernatant werd onmiddellijk geladen in voorgespoelde PBS-centrifugaalfilters (3 kDa MWCO) en gecentrifugeerd op 4.000 x g gedurende 90 minuten bij 4 °C om een concentratie van 10x te bereiken.
Secundaire verduidelijking: Het concentraat werd overgebracht naar voorgekoelde microcentrifugebuizen en gecentrifugeerd op 12.000 x g gedurende 15 minuten bij 4 °C. Supernatant werd verzameld, waarbij gepelleteerde aggregaten werden vermeden.
Opslag: Aliquots van 50 μL volumes werden gemaakt in steriele, laag-eiwitbindende cryovialen. De flesjes werden binnen 30 minuten na de oogst snel ingevroren in vloeibare stikstof. Flesjes werden bewaard bij -80 °C (geen vries-dooicycli).
CM-batches ondergingen endotoxinetests (<0,25 EU/mL). Het serumvrije incubatieprotocol toonde geen stressinductie (gevalideerd door HSP70/CHOP immunoblots). CM-eiwitopbrengst genormaliseerd naar een levensvatbaar celaantal/DNA-gehalte bij oogst. Processtrengheid gehandhaafd: steriele techniek overal; ≤30 minuten oogst-naar-vriesvenster; Rotortemperatuurevenwicht bevestigd.
CCK-8 assay van geconditioneerde media-behandelde nierbuiscellen
Om de functionele impact van het endotheliale secretoom op de levensvatbaarheid van niertubulaire cellen te evalueren, werd een CCK-8-assay uitgevoerd op de humane renale proximale tubulaire epitheelcellijn HK-2, behandeld met CM afkomstig van menselijke renale glomerulaire endotheelcellen (HRGECs), volgens vastgestelde protocollen. HK-2-cellen werden gekweekt in DMEM-medium aangevuld met 10% foetaal rundserum (FBS). Voor de assay werden cellen in 96-wellplaten geplaatst met een dichtheid van 5 x 10³ cellen per put. Serum-uithongering van cellen werd 12 uur lang uitgevoerd in een medium met 0,5% FBS direct voorafgaand aan de CM-behandeling.
CM werd toegepast met gelijke totale genormaliseerde eiwitmassa. Bevroren CM-aliquots werden ontdooid bij 37 °C in een droog bad (<5 min) en gezuiverd door centrifugatie bij 10.000 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. HK-2-cellen (100 μL/put) werden behandeld met HG-CM, NG-CM of HM-CM, genormaliseerd naar een gematchte eiwit-/DNA-inhoud. In totaal werden 3 biologische replicaten per conditie (met elk 3 technische replicaten) voorbereid. Monsters werden geïncubeerd bij 37 °C met 5% CO₂ gedurende 24 uur. De cellevensvatbaarheid werd beoordeeld met behulp van de Cell Counting Kit-8. Om dit te doen werd 10 μL CCK-8-oplossing aan elke put toegevoegd en 1-4 uur geïncubeerd bij 37 °C. De absorptie werd gemeten op 450 nm met een microplaatlezer. De levensvatbaarheid werd als volgt berekend:
Levensvatbaarheid (%) = [(A_sample - A_blank) / (A_baseline_control - A_blank)] x 100
Detectie van oxidatieve stress
De cellulaire malondialdehyde (MDA)-niveaus werden gekwantificeerd, een van de belangrijkste eindproducten van membraanlipideveroksidatie, via de TBA-assay. Cellysaten (1 x 10 à7 cellen) werden geklarificeerd door te centrifugeren op 10.000 x g gedurende 15 minuten, waarna 0,02 mL supernatant werd in monsterbuizen gealiquoteerd naast 0,02 mL MDA-standaarden. Aan de aliquot werden 0,02 mL klarificant en 0,6 mL zuurreagens toegevoegd. De monsters/standaarden werden behandeld met 0,2 mL van het chromogene agent (controlebuisjes: 0,2 mL 50% azijnzuur werd toegevoegd). Na afdichten, mengen en incuberen bij 100 °C gedurende 40 minuten, werden de monsters afgekoeld en vervolgens 10 minuten gecentrifugeerd op 9569 x g . Het supernatant werd overgebracht naar microplaten bij 250 μL voor OD₅₃₂-metingen.
Transcriptomische profilering
Total RNA werd geïsoleerd met behulp van TRIzol-reagens volgens het protocol van de fabrikant. De hoeveelheid en zuiverheid van RNA werden respectievelijk beoordeeld met een spectrofotometer en fragmentanalysator. Alleen hoogwaardige RNA-monsters werden gebruikt met RNA Integrity Number (RIN) > 7.0 voor sequencing-bibliotheekconstructie.
Polyadenyleerd (poly(A)+) mRNA werd verrijkt door twee rondes van oligo(dT) magnetische kraalselectie. Het gezuiverde mRNA werd gefragmenteerd tot 200-300 nucleotiden met behulp van een magnesium-gebaseerde fragmentatiekit bij 94 °C gedurende 5-7 minuten. Eerstestreng cDNA-synthese werd uitgevoerd met reverse transcriptase, gevolgd door tweede-streng cDNA-synthese met behulp van E. coli DNA-polymerase I en RNase H in aanwezigheid van dUTP (om strengspecificiteit mogelijk te maken). Vervolgstappen omvatten eindreparatie, A-tailing, adapterligatie en maatkeuze met magnetische kralen. Voor PCR-amplificatie werd de in dUTP geïncorporeerde tweede streng verteerd met het UDG-enzym.
Er werd een streng-specifieke bibliotheek opgebouwd met een gemiddelde insertgrootte van 400 ± 50 bp met behulp van PCR onder de volgende voorwaarden: initiële denaturatie bij 98 °C gedurende 1 minuut; 14 denaturatiecycli bij 98 °C gedurende 10 seconden, uitgloeien bij 60 °C gedurende 30 seconden, en verlenging bij 72 °C gedurende 30 seconden; en een laatste verlenging bij 72 °C voor 5 minuten. Paired-end 150 bp sequencing werd uitgevoerd op een Illumina-platform, met een sequencingdiepte van ≥40 miljoen reads per sample (Q30 > 85%).
Bio-informatische analyse van transcriptomische gegevens
Kwaliteitscontrole van de ruwe reads werd uitgevoerd met FastQC (v0.11.8), en de uitlijning met het GRCh38.p13 referentiegenoom met HISAT2 (v2.2.1) werd uitgevoerd. Transcriptkwantificatie en transcriptassemblage per sample werden uitgevoerd met StringTie (v2.1.6) met standaardparameters. Alle samengestelde transcriptomen werden samengevoegd uit individuele samples om een uitgebreid transcriptoom te reconstrueren met behulp van gffcompete-software (v0.12.6; gffcompare is een zelfstandig hulpmiddel, geen onderdeel van StringTie, en de versie is gecorrigeerd naar de common stable release). Differentiële expressie-analyse werd uitgevoerd met DESeq2 (v1.38.3) met behulp van drempels van |log2 keer verandering (FC)| > 1 en valse ontdekkingsrate (FDR) < 0,05. Batch-effecten werden gecorrigeerd via het variancePartition-pakket.
Secretome proteomische analyse
CM werd verzameld uit HRGEC's die onder NG-, HG- of HM-controleomstandigheden werden gekweekt met behulp van eerder beschreven methode13 met aanpassingen voor secretomanalyse. Cellen werden na stimulatie met PBS gewassen en 12 uur geïncubeerd in serumvrij medium. CM werd verzameld en gecentrifugeerd op 3.000 x g gedurende 10 minuten (4 °C).
Gelijke hoeveelheden peptide uit elk monster werden gemengd en vervolgens verdund met oplosmiddel A (5% ACN, pH 9,8) en in de kolom geïnjecteerd. De fractionering van het peptidemengsel werd uitgevoerd met een kolom van 3,5 μm 4,6 x 150 300Extend-C18 op het Binary Rapid Separation System. Gradiëntelusie werd uitgevoerd bij een debiet van 0,3 mL/min: 5% tot 21% oplosmiddel B (97% ACN, pH 9,8) in 38 minuten, 21,5% tot 40% oplosmiddel B in 20 minuten, 40% tot 90% oplosmiddel B in 2 minuten, 90% oplosmiddel B gedurende 3 minuten, en 5% oplosmiddel B in evenwicht gedurende 10 minuten. Elutiepieken werden gemonitord op 214 nm en fracties werden elke minuut verzameld. De fracties werden gecombineerd volgens chromatogrammen van de elutiepieken. In totaal werden 10 fracties verzameld, die vervolgens werden gevriesdroogd.
Mobiele fasen A (100% water, 0,1% mierenzuur) en B (80% acetonitril) werden bereid, en de gedroogde peptidemonsters werden gereconstitueerd met 0,1% mierenzuur en gecentrifugeerd op 20.000 x g gedurende 10 minuten. De scheiding vond plaats met een UHPLC-vloeistoffasesysteem. De monsters werden gevoed op een ES906 HPLC-kolom (150 mm) met een gradiënt van 8 minuten van 2,5 μL/min, en gescheiden met de volgende effectieve gradiënt: 0-4 min, 4% mobiele fase B lineair oplopend tot 25%; 4-6,9 min, mobiele fase B die lineair oploopt van 25% naar 35%; 6,9-7,3 min, mobiele fase B lineair opbouwend van 35% naar 99%; 7,3-8,0 min, mobiele fase B op 99% behouden. De vloeistoffase-gescheiden peptiden werden overgebracht naar een massaspectrometer voor DIA-modusverwerving. De belangrijkste parameters werden als volgt ingesteld: genormaliseerde botsingsenergie 25%, standaard laadtoestand 2, resolutie 240.000, scannen elke 0,6 seconde, scanbereik 380-980 m/z, massaspectrometrie AGC 500%. Fragmentatie-ionenscans werden opgenomen met een maximale scantijd van 3 ms en maakten gebruik van 300 2-E scanvensters, variërend van 380 tot 980 m/z.
De DIA-NN (https://www.nature.com/articles/s41592-019-0638-x, versie 1.9.1) werd gebruikt om de DIA-gegevens te analyseren met een bibliotheekvrije methode. MS/MS-gegevens werden gezocht met eiwitsequenties, die werden gedownload uit de Uniprot-database met de volgende instellingen: enzym: Trypsine/P; Maximale gemiste decolletés: 2; vaste modificatie: carbamidomethyl (C); variabele modificaties: oxidatie (M) en acetyl (eiwit N-term); Tolerantie voor voorlopermassa: 20 ppm; fragmentmassatolerantie: 0,05 Da. De resultaten werden gefilterd met 1% FDR, en alleen die eiwitgroepen werden gebruikt die aan dit filtercriterium voldeden in downstream-analyse.
Omics functionele verrijkingsanalyse (GO, KEGG en GSEA)
Functionele verrijkingsanalyses werden uitgevoerd op gefilterde sets van differentieel tot expressie gedrukte genen (transcriptomics) en eiwitten (secretomproteomics), volgens gevestigde bio-informatica-pijplijnen. Identifiers werden in kaart gebracht met behulp van Org.Hs.eg.db. GO-verrijking (biologische processen, moleculaire functies, cellulaire componenten) werd uitgevoerd via clusterProfiler. Benjamini-Hochberg paste de p-waarde < 0,05, en semantische gelijkenisvermindering (cutoff=0,7) werd toegepast op condenstermen. KEGG-routeanalyse werd uitgevoerd met behulp van KEGG REST API (heeft, release 2023). Hypergeometrische toetsing werd toegepast met Yekutieli FDR-correctie. De visualisatie van pathwaytopologie is gedaan met Pathview. GSEA werd toegepast met een ranggebaseerde benadering met signaal-ruis-genrangschikking. Testverrijking met MSigDB-collecties (HALLMARK, C2, C5; v2023.2) en gecureerde diabetische endotheelsignaturen werd uitgevoerd. De significantie werd beoordeeld na 1000 fenotypepermutaties (FDR < 25%).
Analyse van eiwit-eiwitinteractienetwerken
Om kernregulatoren voor moleculaire factoren binnen de pathogene kandidatenpool te identificeren, werden PPI-netwerkconstructie en topologische analyse uitgevoerd met behulp van een geïntegreerde computationele workflow. De 278 kandidaatgenen werden ingediend bij de STRING-database (v12.0; Homo sapiens; Bewijsbronnen omvatten experimentele, co-expressieve en gecureerde databases; een interactiebetrouwbaarheid (gecombineerde score) drempel >0,7 voor voordelen met hoge betrouwbaarheid; en geen extra interactor-inflatie. De resultaten werden geïmporteerd in Cytoscape (v3.9.1), en netwerktopologie-analyse werd uitgevoerd met behulp van MCODE (v1.5.2) en CytoHubba (v0.4.1) plugins. Vervolgens werd het netwerk visueel geoptimaliseerd op basis van de mate van verbinding van de knooppunten, zodat knooppunten met hoge connectiviteit donkerder van kleur, groter van formaat en prominenter in label zijn.
Ontwikkeling van een diabetische nierziekte-doelgenset
De criteria voor co-upregulated mRNA's/eiwitten werden als volgt gedefinieerd: transcriptoom (FDR < 0,05 en |log2FC| > 1) en secretoom (FDR < 0,01 en |log2FC| > 1,5). Eiwit- en gennamen werden genormaliseerd met UniProt en omgezet naar een uniform formaat (Gensymbool). Een doelgenset werd geconstrueerd voor diabetische nierziekte door ziekte-geassocieerde genen te integreren uit meerdere openbare databases, waaronder GeneCards (Versie 5.25, zoekterm: Diabetische Nefropathieën, geraadpleegd juli 2025), de Comparative Toxicogenomics Database (CTD; https://ctdbase.org/, zoekterm: Diabetische Nefropathieën, geraadpleegd juli 2025) en Open Targets Platform (https://platform.opentargets.org/, versie 0.13.8, zoekterm: Diabetische Nefropathieën, geraadpleegd juli 2025) 13,14,15. Dit werd aangewezen als de uitgebreide referentieset voor diabetische nierziekten. De kruising tussen co-upregulated mRNA's/eiwitten en deze genenset werd geïdentificeerd voor downstream analyses.
CCL2-eiwitdetectie
Om CCL2 te kwantificeren werd een 96-wellplaat bedekt met vangstantilichaam (100 μL/put) en 's nachts geïncubeerd bij 4 °C. De volgende dag werd de plaat gewassen met 2x met buffer en geblokkeerd met ELISA-verdunningsmiddel (200 μL/put) gedurende 1 uur bij RT. Een 7-punts standaardcurve werd opgesteld door tweevoudige seriële verdunningen van de S1-standaard, waarna de monsters (100 μL/put) werden toegevoegd en 2 uur bij 400 rpm geïncubeerd. Na 5x wassen werd het detectieantilichaam (100 μL/put) toegevoegd en 1 uur geïncubeerd bij 400 rpm, gevolgd door enzymoplossing (100 μL/put) toevoeging en incubatie gedurende 30 minuten bij 400 rpm. De monsters werden ontwikkeld met TMB-substraat (15-30 min, RT). De reactie stopte met zuur (100 μL/put), en de absorptie werd gemeten op 450 nm (620 nm referentie optioneel). Belangrijke stappen zijn streng wassen, getimede incubaties en gestandaardiseerde verdunningen om reproduceerbaarheid te waarborgen.
Geneesmiddelherpositionering
Therapeutische verbindingen werden voorspeld met het volgende platform: LINCS L1000 Characteristic Direction Signatures Search Engine (L1000CDS2; https://maayanlab.cloud/L1000CDS2). Dit platform maakt gebruik van de MODZ-methode en karakteristieke richtingsanalyse om kleine moleculen of verbindingscombinaties te identificeren die in staat zijn om inputgenexpressiesignaturen16 om te keren of na te bootsen. Kandidaatgeneesmiddelen werden geïdentificeerd als die welke de disregulatie van differentieel tot expressie gebrachte niergenen omkeren met dit platform. De verbindingen werden gerangschikt op basis van hun reversalscores in niercellijnen door geselecteerde nier in de weefselkolom, en de hoogst gerangschikte kandidaten werden onderworpen aan moleculaire docking om hun bindingsaffiniteiten met de belangrijkste eiwitdoelen te evalueren.
Co-regulatorische transcriptiefactorscreening
De hTFtarget-database werd doorzocht op co-regulatorische TFsbinding aan de genset. De hTFtarget-database werd geanalyseerd om relaties tussen menselijke transcriptiefactor (TF) en target genen te identificeren door rekenkundig grootschalige ChIP-Seq-datasets te analyseren over diverse cellen, weefsels en omstandigheden. De integratieve pijplijn combineerde ChIP-Seq pieksignalen met epigenetische context om TF-binding in promotoren/enhancers nauwkeurig te lokaliseren, waarbij expliciet rekening werd gehouden met ruimtelijke reguleringsdynamiek. Zoals aangetoond door Zhang et al., diende het als een multidimensionaal platform dat het mogelijk maakte om TF-doelen of genregulatoren te verkennen, ChIP-Seq-gegevens te visualiseren, TF-coöperativiteit te onderzoeken en bindingsplaatsen te voorspellen17.
Computationele pijplijn en analyse voor kleine molecuul-eiwitkoppeling
AutoDock Vina 1.2.018 werd gebruikt om moleculaire dockinganalyses uit te voeren van bindingsinteracties tussen actieve ingrediënten en de transcriptiefactoren BRD4, CTCF, EP300 en SPI1. De kristalstructuren van BRD4 (PDB ID: 7REK), CTCF (PDB ID: 5K5I), EP300 (PDB ID: 5NU5) en SPI1 (PDB ID: 8E3K) werden verkregen uit de Protein Data Bank (https://www.rcsb.org/)19,20. Kleine molecuulstructuren in SDF-formaat werden gedownload van de PubChem-database (https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/ 21), omgezet naar MOL2-formaat met Open Babel 2.4.1, en energie-geminimaliseerd met PyRx 0.8. Eiwitvoorbewerking werd uitgevoerd door watermoleculen te verwijderen, waterstofatomen toe te voegen, Gasteiger-ladingen te berekenen en deze om te zetten naar PDBQT-formaat (vereist voor AutoDock Vina). Er werd een semi-flexibele koppelingsstrategie toegepast, waarbij de positie en afmetingen van het koppelrooster werden gedefinieerd op basis van de bindingsplaatsen van co-gekristalliseerde liganden in elk eiwit. MA9-086 dient als positieve controle-ligand voor BRD4, en XDM-CBP voor EP300. Voor CTCF en SPI1 (zonder bekende positieve liganden) werden potentiële bindingspockets geïdentificeerd via structurele analyse met het online platform Proteins Plus (https://proteins.plus/). De parameters van het koppelrooster werden als volgt ingesteld (coördinaten en afmetingen in Å langs de x-, y- en z-assen): BRD4 centrum op (-11,907, -8,617, -3,973) met een boxgrootte van (18,387, 18,387, 18,387); CTCF-centrum op (15.165, 4.854, 6.388) en boxgrootte (17.25, 20.25, 9.75); EP300 midden op (39.781, 5.326, 9.998) en boxgrootte (16.516, 16.516, 16.516); SPI1 in het midden van (3,155, -3,853, 0,668) en boxgrootte (17,25, 25,5, 10,5). Tijdens het koppelen werd het energiebereik ingesteld op 3, de exhaustiviteitsparameter op 8 en de gridspacing op 0,375 Å. Bindingsstabiliteit werd beoordeeld aan de hand van bindingsenergie, waarbij lagere waarden wijzen op stabielere conformaties en een hogere interactiewaarschijnlijkheid, met een drempel van <-5 kcal/mol gedefinieerd als sterke bindingsactiviteit22,23. Ten slotte werden interactiemodi tussen verbindingen en receptoren geïdentificeerd met behulp van PyMOL.
Statistische analyse
De gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± SEM. Statistische tests werden geselecteerd op basis van normaliteit (Shapiro-Wilk) en variantiehomogeniteit (Levene-test). Ongepaarde t-tests (twee groepen) of eenrichtings-ANOVA met LSD post hoc tests (≥3 groepen) werden gebruikt voor vergelijkingen tussen groepen. Een p < 0,05 werd gedefinieerd als een significantiedrempel. Grafieken werden gegenereerd met GraphPad Prism 9.0.