Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Continue monitoring van de arteriële druk bij bewuste knaagdieren met behulp van implanteerbare telemetrie en vergelijking met de staartmanchetmethode

980 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69652

⸱

14 november 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft de toepassing van implanteerbare telemetrie voor continue en betrouwbare monitoring van de arteriële druk bij bewuste knaagdieren, met inbegrip van chirurgische implantatie, postoperatieve zorg, gegevensverzameling en vergelijking met de staartmanchetmethode.

Samenvatting

Radiotelemetrie maakt betrouwbare, continue monitoring van de arteriële bloeddruk (BP) mogelijk bij bewuste knaagdieren onder fysiologische omstandigheden, terwijl operatorgerelateerde artefacten worden geminimaliseerd. De implanteerbare zender bevat een drukgevoelige katheter en de implantatieprocedure varieert afhankelijk van de gebruikte soort en het doel van het onderzoek. Bij knaagdieren zijn de meest gebruikelijke benaderingen implantatie via de halsslagader of de abdominale aorta. De benadering van de halsslagader heeft vaak de voorkeur vanwege het directe pad naar de aortaboog, waardoor een nauwkeurige centrale drukmeting mogelijk is, terwijl de abdominale aortabenadering ook veel wordt gebruikt voor chronische studies. Vergeleken met niet-invasieve methoden zoals tail-cuff, biedt implanteerbare telemetrie nauwkeurigere en consistentere metingen, waardoor het vooral nuttig is voor hypertensieonderzoeken die nauwkeurige bloeddrukbewaking op lange termijn vereisen. Dit protocol beschrijft anesthesie, chirurgische implantatietechnieken en postoperatieve zorg, evenals procedures voor het verkrijgen en analyseren van hemodynamische parameters - systolische, diastolische en gemiddelde arteriële druk en hartslag (HR) - samen met een vergelijkende evaluatie tegen staartmanchetmetingen.

Inleiding

Nauwkeurige en continue monitoring van de arteriële bloeddruk (BP) bij bewuste knaagdieren is essentieel voor cardiovasculair onderzoek, vooral bij hypertensieonderzoeken waarbij dynamische hemodynamische veranderingen nauwkeurige metingen vereisen 1,2,3. Traditionele niet-invasieve methoden, zoals de staartmanchetmethode, worden veel gebruikt, maar beperkt door intermitterende bemonstering, stressgerelateerde artefacten en het niet vastleggen van circadiane bloeddrukvariaties 4,5. Deze problemen brengen de nauwkeurigheid en reproduceerbaarheid in gevaar, waardoor het gebruik ervan in hemodynamische onderzoeken op lange termijn wordt beperkt6.

Radiotelemetriesystemen bieden nauwkeurigere en consistentere bloeddrukmetingen. Het maakt continue, hoogwaardige BP-bewaking mogelijk bij vrij bewegende dieren, waardoor variabiliteit door hantering van de operator en stress veroorzaakt door fixatie worden geëlimineerd 7,8,9,10. Deze benadering is vooral nuttig bij onderzoek naar hypertensie, waar het belangrijk is om het begin, de omvang en de stabiliteit van BP-verhoging vast te leggen, evenals circadiane patronen 11,12,13. Bovendien maakt continue telemetrie het mogelijk om voorbijgaande fluctuaties tijdens ziekteprogressie te detecteren en biedt het een gedetailleerde beoordeling van farmacologische interventies, voordelen die traditionele staartmanchetmethoden niet kunnen bieden14.

Het radiotelemetriesysteem maakt gebruik van een implanteerbare zender met een drukgevoelige katheter, die chirurgisch wordt geplaatst op anatomische plaatsen die zijn gekozen op basis van de soort en de onderzoeksopzet. Bij muizen wordt de katheter meestal via de halsslagader in de aortaboog ingebracht om stabiele signalen te garanderen9. Voor bepaalde experimenten, zoals langetermijnstudies bij oudere of zwaardere muizen, kan plaatsing in de abdominale aorta de voorkeur hebben. Bij ratten is de abdominale aorta de standaardplaats voor betrouwbare langetermijnopnames15. Deze implantatiestrategieën maken nauwkeurige meting mogelijk van systolische, diastolische en gemiddelde arteriële druk, evenals hartslag (HR), waardoor het telemetriesysteem een waardevol hulpmiddel is voor fenotypering van hypertensieve modellen en het evalueren van therapeutische interventies16.

Dit protocol schetst gedetailleerde procedures voor anesthesie, chirurgische implantatie (inclusief opties voor het plaatsen van katheters), postoperatieve zorg en gegevensverzameling en -analyse, naast een vergelijkende evaluatie met de staartmanchetmethode.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele procedures werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Xi'an Jiaotong University (nr. XJTUAE2025-2784) en werden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele en nationale richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Acht weken oude mannelijke spontane hypertensieve ratten (SHR's) en C57BL/6-muizen werden in de experimenten gebruikt.

1. Voorbereiding van dieren

  1. Huisvestingsomstandigheden: Huisvest alle dieren in milieugecontroleerde kamers. Houd een omgevingstemperatuur van 21 °C en een relatieve luchtvochtigheid van 60% aan. Stel een cyclus van 12 uur licht / 12 uur donker in. Zorg voor standaard laboratoriumvoer en water ad libitum.
  2. Aanbevolen gewicht voor telemetrie-implantatie: Selecteer muizen met een gewicht van 20-35 g om ervoor te zorgen dat de katheter voldoende lang is en geschikt is voor de grootte van de telemetriezender (HD-X11: 33 x 33 x 14 mm; HD-S10: 42 x 42 x 18 mm). Kies muizen van 20 g of meer voor katheterisatie van de halsslagader en gebruik muizen van ongeveer 30 g voor implantatie van de abdominale aorta. Selecteer voor ratten dieren met een gewicht van ≥ 170 g om een goede pasvorm te garanderen en chirurgische complicaties tot een minimum te beperken. Gebruik de implantatie van de abdominale aorta voor ratten.
    OPMERKING: Dit gewichtsbereik brengt chirurgische haalbaarheid in evenwicht met dierenwelzijnsoverwegingen voor chronische telemetriebewaking.

2. Preoperatieve voorbereiding

  1. Verificatie van het telemetrie-implantaatmodel: Gebruik voor muizen de HD-X11-zender. Gebruik voor ratten de HD-S10-zender. Controleer het modelnummer en de codering op de zenders (Afbeelding 1).
  2. Chirurgische aseptische voorbereiding: Desinfecteer voorafgaand aan de operatie het operatiegebied grondig en steriliseer alle instrumenten door middel van autoclaveren bij 121 °C gedurende 20 minuten (aanvullende afbeelding 1A). Bereid steriele lakens, chirurgische zoutoplossing en vereiste reagentia voor (Materiaaltabel). Draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (handschoenen, masker en pet) en plaats de instrumenten op een steriel dienblad en controleer de steriliteitsindicatoren voor gebruik. Handhaaf een strikte aseptische techniek tijdens de procedure. Zorg na de operatie voor de juiste verwijdering van besmette materialen en snelle hersterilisatie van herbruikbare instrumenten.
  3. Voorbehandeling van transmitters
    1. Trek het witte deksel van de doorzichtige plastic verpakking los om de steriele verpakking te openen.
    2. Til het doorzichtige deksel van de lade op, vul het katheterkanaal met steriele zoutoplossing en plaats het deksel onmiddellijk terug. Vermijd contact met de zender of de binnenbak om de steriliteit te behouden.
    3. Leg de verpakking opzij en laat de katheter 15 minuten hydrateren voordat u deze naar het steriele veld brengt. Zorg ervoor dat de kathetertip er gelijkmatig doorschijnend en met gel gevuld uitziet. Identificeer ondoorzichtige of witte punten als onvoldoende gehydrateerd en rehydrateer voordat u verder gaat.
    4. Bewaar de witte hoes (bevat kalibratiegegevens) en de steriele verpakking (voor eventuele retourzending).
      OPMERKING: Zorg voor een goede hydratatie van de katheter vanwege de hydrofiele eigenschappen. Implantatie in een niet-gehydrateerde toestand zorgt ervoor dat de katheter water uit het bloed opneemt, wat leidt tot expansie. Deze uitzetting resulteert in terugtrekking van de gel en vorming van holtes aan de kathetertip, waardoor het risico op trombusvorming toeneemt.
  4. Anesthesie inductie
    1. Inhalatie-anesthesie: Plaats het dier in een inductiekamer en verdoving met 5% isofluraan in zuurstof met een debiet van 0,5 l/min. Zodra de oprichtreflex verloren is gegaan, brengt u het dier over naar een chirurgisch platform met temperatuurregeling (37 °C) en handhaaft u de anesthesie door een neuskegel die 2% isofluraan toedient met een zuurstofstroom van 0,5 l/min gedurende de hele procedure17.
    2. Injectie-anesthesie: Verdoving de muizen door intramusculaire injectie van een Zoletil-xylazinemengsel (1:2 v/v) in een dosis van 20 μL per 20 g lichaamsgewicht18.
    3. Gebruik een dierenartszalf op de ogen om uitdroging onder narcose te voorkomen.
  5. Voorbereiding van de operatieplaats: Fixeer de ledematen met tape en verwijder nekhaar met ontharingscrème en veeg vervolgens het gebied schoon. Desinfecteer de incisieplaats met benzalkoniumbromide met behulp van drie cirkelvormige scrubs, gevolgd door twee scrubs met povidon-jodium na het plaatsen van een steriel laken.

3. Implantatie van chirurgische telemetrische zenders

OPMERKING: Voer de chirurgische implantatie uit via de halsslagader of via de katheterisatie van de abdominale aorta (Figuur 2).

  1. Implantatie van de halsslagader
    1. Maak een incisie van 1-1,5 cm langs de middellijn van de huid onder de kin en creëer bilaterale onderhuidse ruimtes met behulp van stompe dissectie.
    2. Trek de oorspeekselklieren en de onderkaakklieren voorzichtig terug met behulp van stompe instrumenten om de tracheale spieren bloot te leggen. Identificeer de linker halsslagader naast de luchtpijp met behulp van stompe dissectie (Figuur 3A).
    3. Maak de halsslagader vrij van omliggende weefsels. Ontleed voorzichtig de begeleidende nervus vagus, een kenmerkende witte streng, weg van de arteriële wand over een segment van 10 mm om de vertakking bloot te leggen.
      OPMERKING: Ontleed de nervus vagus voorzichtig zonder tractie om functionele beperkingen te voorkomen, aangezien dit essentieel is voor autonome regulatie.
    4. Passeer drie met zoutoplossing doordrenkte, niet-resorbeerbare 6-0 hechtingen onder het geïsoleerde segment van de halsslagader en plaats ze respectievelijk op de schedel-, staart- en middenlocatie (Figuur 3B). Til het bloedvat voorzichtig op om vaatletsel te voorkomen.
    5. Plaats de meer voorste hechting naast de halsslagadervertakking en lig het vat vervolgens stevig vast met een permanente knoop. De caudale hechting zorgt voor tijdelijke vasculaire occlusie, terwijl de middelste hechting een losse lus vormt voor katheterstabilisatie na het inbrengen. Til beide uiteinden van de hechtingen op met vaatklemmen om het bloedvat uit te zetten (Figuur 3C).
      OPMERKING: De vertakking van de interne en externe halsslagaders dient als een belangrijk herkenningspunt voor het bepalen van de juiste inbrenglengte van de geïmplanteerde katheter.
    6. Buig de punt van een injectienaald van 1 ml tot ongeveer 100° en prik voorzichtig in de arteriële wand bij de schedelligatuur. Gebruik de naald als richtlijn om de katheter in de slagader te brengen en schuif deze voorzichtig langs het bloedvat met een kathetertang (aanvullende afbeelding 1B-C).
    7. Trek de naald met vaste hand terug en vervang deze door een fijne tang om de katheter voorzichtig dieper in het bloedvat te brengen. Bewaak de dieptemarkeringen op de katheter en stop met inbrengen zodra de vooraf bepaalde positie is bereikt (aanvullende afbeelding 2A-B). Draai de middelste hechting vast om de katheter op zijn plaats te houden. Bind de distale hechting stevig vast voor extra fixatie. Lus de proximale hechting rond het uitwendige deel van de katheter en lig deze vast om losraken te voorkomen. Knip de uiteinden van de hechtingen zo kort mogelijk af (Figuur 3D).
    8. Bevestig de diepte van de katheter met behulp van de marker en zorg ervoor dat deze de aortaboog bereikt. Controleer op bloedlekkage of borrelen op de prikplaats of rond de katheter. Pas onmiddellijk corrigerende maatregelen toe als er lekkage optreedt. Trek voorzichtig aan de katheter om ervoor te zorgen dat deze stevig op zijn plaats blijft zitten door middel van hechtingen of lijm.
    9. Maak met een stompe tang een onderhuidse zak van de incisie naar de linker buikflank. Injecteer 200 μL voorverwarmde (37 °C) zoutoplossing om de ruimte uit te breiden, steek vervolgens de telemetriezender in de zak en plaats deze subcutaan in de linker buikstreek (Figuur 4A-C).
    10. Optioneel: Voer deze stap uit bij het gebruik van implantaten met ECG-elektroden (HD-X11). Plaats de kleurloze ECG-geleidingsdraad subcutaan over de rechter borstspier en bevestig de rode geleidingsdraad in de onderhuidse ruimte van de linkeronderbuik. Sluit de incisie met onderbroken hechtingen om wonddehiscentie te voorkomen (Figuur 4D-E).
      OPMERKING: De getoonde procedure is uitgevoerd bij een geëuthanaseerd dier. Alle overlevingsoperaties werden uitgevoerd onder strikte aseptische omstandigheden met steriel afdekken om dierenwelzijn en experimenteel succes te garanderen.
    11. Houd de gesloten incisie schoon en aangebracht. Controleer op actieve onderhuidse bloedingen, zoals snelle zwelling, hematoomvorming of bloed dat door de hechtlijn sijpelt.
  2. Implantatie van de abdominale aorta
    1. Plaats het dier in rugligging met het hoofd weg van de chirurg gericht.
    2. Maak een incisie in de buikhuid van 3-4 cm op de middellijn, gevolgd door een stompe dissectie tussen de huid en de buikwand.
    3. Snijd de linea alba langs de middellijn in en trek de darmen voorzichtig terug met vochtig gaas om de retroperitoneale ruimte bloot te leggen.
    4. Identificeer de pulserende abdominale aorta naast de inferieure vena cava en ontleed vervolgens zorgvuldig het omringende vet/bindweefsel met wattenstaafjes om het aortasegment van de linker nierader (superieur) bloot te stellen aan de iliacale bifurcatie (inferieur), waarbij al het ventrale oppervlakteweefsel wordt gewist (Figuur 5A).
      OPMERKING: De linker nierader die het ventrale aortaoppervlak kruist, dient als het kritieke oriëntatiepunt voor proximale aortamobilisatie.
    5. Passeer twee met zoutoplossing bevochtigde 4-0 niet-resorbeerbare hechtingen onder de geïsoleerde abdominale aorta. Plaats de schedelhechting bij de linker kruising van de nierader en de aorta en de caudale hechting bij de darmbeenvertakking. Draai beide hechtingen tijdelijk vast om de bloedstroom af te sluiten (Figuur 5B).
    6. Buig de punt van een injectiespuit van 5 ml tot ongeveer 100° en prik vervolgens voorzichtig in de aortawand net onder de caudale mesenteriale slagader. Gebruik de naald als leidraad om de katheter in de aorta te brengen via de ingangsplaats met een gespecialiseerde kathetertang en schuif deze voorzichtig rostraal langs het vat.
    7. Trek de naald terug en beweeg de katheter voorzichtig craniaal vooruit totdat de distale punt lichte weerstand ondervindt bij de hechting van de voorste occlusie (Figuur 5C en aanvullende figuur 2C-D).
    8. Breng een druppel weefsellijm aan op de intrede van de katheter en laat deze 30 s uitharden. Maak de caudale tractiehechting geleidelijk los terwijl u nauwlettend controleert of er bloedingen op de inbrengplaats zijn (aanvullende afbeelding 3A). Controleer of de kathetertip craniaal ten opzichte van de linker nierader is geplaatst.
    9. Bereid een vezelachtige membraanpleister van 5 mm x 3 mm voor en plaats deze over de inbrengplaats van de katheter (aanvullende afbeelding 3B) en zet deze vervolgens vast met biocompatibele lijm om de katheter te stabiliseren (afbeelding 5D).
    10. Controleer onder duidelijke visualisatie op actieve bloedlekkage vanaf de prikplaats of rond de katheter. Stop onmiddellijk als er borrelen of doorsijpelen optreedt en pas corrigerende maatregelen toe. Trek voorzichtig aan de katheter om ervoor te zorgen dat deze stevig op zijn plaats blijft zitten door de hechtingen en/of lijm.
      OPMERKING: Begin bij het uitvoeren van procedures bij hypertensieve dieren met atraumatische klemmen. Herstel de druk geleidelijk met behulp van een gefaseerd protocol voor het loslaten van de klem: laat eerst de distale klem los om de afdichting onder lage druk te testen en laat vervolgens de proximale klem pas los nadat hemostase is bevestigd.
    11. Verwijder al het buikgaas en verplaats de darmen voorzichtig. Spoel de buikholte met voorverwarmde (37 °C) zoutoplossing en bevestig vervolgens de hemostase op de plaats van de katheteringang.
    12. Plaats de zender intra-abdominaal tussen de darmlussen en bevestig deze aan het pariëtale peritoneum met behulp van 6-0 niet-resorbeerbare hechtingen (Figuur 6A).
    13. Optioneel: Voer deze stap uit bij het gebruik van implantaten met ECG-elektroden (HD-X11). Steek een naald van 18 G door de buikwand nabij de rechter laterale incisie (rechterkant van het dier) in de buikholte en vermijd inwendige organen. Rijg de onderdraad (doorzichtige katheter) door de naald en exterioriseer deze vanuit de buik. Trek de naald terug terwijl u de positie van het lood behoudt. Herhaal de procedure aan de andere kant om de positieve draad (rode katheter) te exterioriën (Figuur 6B-C).
    14. Buikwandsluiting: Hecht de buikwand met behulp van een eenvoudig onderbroken patroon met 5-0 of 6-0 niet-resorbeerbare hechtingen.
    15. Voorbereiding en plaatsing van de kabel: Snijd de overtollige lengte van de draad af en laat een kleine spoel over; Verwijder ~1 cm siliconen om de draden bloot te leggen en zet de slang vast met 5-0/6-0 hechtingen. Tunnel de positieve draad naar de linker staartrib en de negatieve draad naar de rechter borstspier, elk verankerd met steunhechtingen (Figuur 6D).
    16. Sluit de incisie met onderbroken hechtingen om wonddehiscentie te voorkomen (Figuur 6E).
      OPMERKING: Deze studie voert de procedure uit op een geëuthanaseerd dier ter demonstratie. Voer alle overlevingsoperaties uit onder strikte aseptische omstandigheden met steriel afdekken om dierenwelzijn en procedureel succes te garanderen.

4. Chirurgisch herstel

  1. Beëindiging van de anesthesie: Stop met de gasanesthesie en verwijder het toedieningsapparaat. Breng het dier over naar een verwarmingskussen van 37 °C om normothermie te behouden totdat de spontane beweging volledig wordt hervat. Laat het dier niet zonder toezicht achter totdat het weer voldoende bij bewustzijn is om de sternale lighouding te behouden.
  2. Postoperatieve analgesie: Meloxicam subcutaan toedienen in een dosis van 5 mg/kg lichaamsgewicht voor postoperatieve pijnverlichting 19,20,21,22.
    OPMERKING: Om pijn proactief te voorkomen, kan preventieve analgesie voorafgaand aan de operatie worden toegediend.
  3. Herstelmonitoring: Controleer muizen systematisch op pijn en infectie na de operatie. Beoordeel spontane pijn met behulp van de Mouse Grimace Scale (MGS) door orbitale aanspanting, neusuitstulping, wanguitstulping, oorpositie en snorhaarverandering te scoren. Noteer dagelijkse klinische observaties, waaronder gewichtsverlies, verminderde voedsel- of waterinname, gebogen houding, pilo-erectie, verminderde activiteit en sociaal isolement. Onderzoek de operatieplaats dagelijks op roodheid, zwelling, hitte of afscheiding (aanvullende tabel 1). Dien pijnstillers toe of raadpleeg een dierenarts volgens vooraf gedefinieerde humane eindpunten als abnormaal gedrag of uiterlijk wordt waargenomen 23,24,25,26,27. Na volledig herstel (meestal 10 dagen na de operatie), huisvesten muizen individueel in standaardkooien op telemetrie-ontvangerplaten voor continue gegevensverzameling.

5. Registratie en analyse van gegevens

  1. Implantatie en bediening van de zender: Bedien de implanteerbare zender met behulp van een sterke magneet om deze AAN of UIT te schakelen. Bevestig een succesvolle activering door de aanwezigheid van een hoorbaar signaal op een FM-radio in de buurt te controleren.
  2. Zenderconfiguratie en data-acquisitie
    1. Gegevens verkrijgen met behulp van de software (Ponemah v5.00). Raadpleeg aanvullend bestand 1 voor configuratie-opties.
    2. Open Ponemah v5.00, maak een nieuw experiment of open een bestaand experiment. Ga naar Configuratie > hardware en klik op APR-configuratie bewerken om een lege ontvanger te selecteren.
    3. Open hardware > bewerk de MX2-configuratie om het implantaat aan te sluiten. Selecteer de ontvanger die aan het implantaat is gekoppeld en configureer de volgende parameters: naam, implantaatmodel, signaaltype, samplefrequentie en serienummer.
    4. Klik op Zoeken naar HD-implantaat. Activeer het implantaat met een magneet en plaats het op het daarvoor bestemde detectieplaatje totdat het systeem het signaal herkent. Klik op Opslaan om te bevestigen.
    5. Configureer details van de proefpersoon door de naam, het geslacht en de soort van de proefpersoon in te stellen en selecteer vervolgens de detectie-items die overeenkomen met het implantaattype.
    6. Selecteer Doelzender(s), klik en kies de afspeelknop (driehoekig beginsymbool) om de signaalacquisitie te starten. Klik op OK om te bevestigen.
    7. Klik op de pauzeknop om de opname te beëindigen.
    8. Voor het verzamelen van experimentele gegevens, monster volgens de experimentele vereisten.
  3. Gegevensanalyse
    1. Telemetriegegevens laden. Navigeer in de software naar Bestand > Laad gegevens. Selecteer Doelparameters. Kies Zenders uit de formulierlijst en stel het analysetijdsbestek in op basis van de geregistreerde start-/stoptijden.
    2. Bepaal de bloeddrukoffset: Extraheer gegevens uit de periode van 30 minuten voorafgaand aan het beëindigen van de bemonstering. Bereken en rapporteer waarden als Gemiddelde ± SEM.
    3. Exporteer cardiovasculaire parameters, waaronder polsdruk, systolische bloeddruk (SBP), diastolische bloeddruk (DBP), gemiddelde arteriële druk (MAP), HR en activiteitstellingen (Figuur 7A). Gebruik de staartmanchetmethode 5,6,28 (aanvullend bestand 2) om de bloeddruk bij muizen te meten via het Volume Pressure Recording (VPR)-principe en drukcurven te genereren voor analyse (Figuur 7B).
    4. Statistische analyse: Druk gegevens uit als gemiddelde ± SEM. Voer statistische analyses uit met behulp van GraphPad Prism 8.0. Evalueer verschillen tussen groepsgemiddelden met een ongepaarde Student's t-test en analyseer 24 uur continue gegevens door tweerichtings-ANOVA, gevolgd door Bonferroni's post-hoctest. Een p-waarde < 0,05 wordt beschouwd als een indicatie van statistische significantie.

6. Ophalen van zenders

  1. Euthanaseer het dier met behulp van standaardtechnieken. Gebruik geen cervicale dislocatie, omdat dit de katheter kan beschadigen.
  2. Snijd in de onderhuidse zak met de zender in met een fijne chirurgische schaar. Begin bij het caudale uiteinde van de zak en strek de incisie craniaal uit, vermijd contact met de katheter. Haal de zender uit de zak en vervolg de incisie craniaal in de richting van het ventrale halsgebied, waarbij u ervoor zorgt dat u de katheter niet beschadigt.
  3. Maak de katheter vrij van al het bindweefsel. Til de zender voorzichtig op en plaats deze op het operatieveld bij de kop van het dier om onbedoelde doorsnijding van de katheter te voorkomen.
  4. Maak een incisie in de middellijn van de buik met een fijne chirurgische schaar en strek deze craniaal uit om het middenrif en het borstbeen te doorsnijden. Maak bilaterale incisies door de laterale ribbenkast om de borstholte volledig bloot te leggen.
  5. Identificeer het hart. Ontleed en verwijder voorzichtig de thymusklier, die eruitziet als wit weefsel, om de aortaboog zichtbaar te maken. Pak tijdens dissectie alleen de thymus vast om beschadiging van de onderliggende bloedvaten te voorkomen, aangezien de katheter in de aortaboog onder de thymus ligt.
  6. Zoek de aortaboog na verwijdering van de thymus. Isoleer het voorzichtig van de omliggende weefsels en plaats een tang met fijne punt onder de boog om de katheterpunt te lokaliseren. Snijd de aortaboog op deze plaats in om de katheterpunt bloot te leggen en zorg ervoor dat u de katheter niet beschadigt.
  7. Volg de kathetertip en snijd de aorta voorzichtig terug in de richting van de gemeenschappelijke halsslagader tot aan de plaats van de ligatiehechtdraad. Snijd voorzichtig de hechtknoop door om het inbrengpunt bloot te leggen en haal de hele katheter eruit.

7. Reiniging en hersterilisatie van transmitters ter plaatse

  1. Verwijdering van weefsel en vuil: Bereid een 1% Tergazym-oplossing voor. Week de zender 24 uur in de oplossing om bloed, serumeiwitten en weefselresten te verwijderen. Spoel grondig af onder stromend water.
  2. Ontsmetting: Werken onder een zuurkast. Dompel de transmitter gedurende 24 uur onder in glutaaraldehyde in een afgesloten centrifugebuis van 50 ml. Spoel grondig af met steriele zoutoplossing en bewaar in een steriele verpakking.

8. Regel spuitvoorbereiding en katheter vullen

  1. Draag schone handschoenen. Spoel de lucht uit de spuit door een kleine hoeveelheid gel uit de punt van de naald te persen.
  2. Voor HD-S10 steekt u de naaldpunt in de katheter zonder de randen aan te raken. Breng het onder het oppervlak van eventueel restmateriaal. Injecteer de gel onder lichte druk terwijl u de naald langzaam terugtrekt totdat de punt volledig gevuld is en vrij is van luchtbellen of vuil.
  3. Vermijd bij HD-X11 het inbrengen van een naald. Plaats een klein druppeltje gel op een steriel oppervlak. Druk de katheterbol voorzichtig samen om lucht of trombi te verdrijven. Maak contact met de opening met de geldruppel. Laat los om retrograde vullen mogelijk te maken via capillaire werking en onderdruk.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Continue telemetrische registratie van bloeddruk en hartslag in C57BL/6 muizen
Acht weken oude mannelijke C57BL/6-muizen werden gerandomiseerd om zenderimplantatie te ondergaan door middel van canulatie van de halsslagader (CAC) of canulatie van de abdominale aorta (AAC). Na 10 dagen herstel werd de basisbloeddruk geregistreerd. Continue 24-uurs monitoring bevestigde stabiele en betrouwbare signalen met het verwachte circadiane ritme, met iets hogere nachtelijke dan dagwaarden. Vergeleken met CAC resu...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Kritieke stappen binnen het protocol
Implanteerbare telemetrie wordt algemeen erkend als de gouden standaard voor continue, high-fidelity cardiovasculaire monitoring bij bewuste, vrij bewegende knaagdieren31,32. Een cruciale stap is de selectie van de implantatieplaats van de katheter, ofwel de halsslagader of de abdominale aorta, op basis van experimentele doelen. Implantatie van de halsslagader biedt technis...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de Natural Science Foundation of China (subsidie 82230012, 81830015 aan N. Wang, subsidie 91939108, 82570478 aan L. Xiao).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
APR-1 Ambient Pressure ReferenceData Sciences International (DSI)De APR-1 Ambient Pressure Reference is een vereist onderdeel van elk DSI telemetriesysteem waar drukmetingen worden gemonitord om dynamisch te compenseren voor de effecten van veranderingen in barometrische druk op de absolute (relatief ten opzichte van vacuüm) metingen die door de telemetrie-implantaten worden genomen
Cellulose patch kitData Sciences International (DSI)370-0036-001
GlutaraldehydeMetriCide89132-856
Graefe Forceps-curved, with teethData Sciences International (DSI)11054-10
Implant(HD-S10)Data Sciences International (DSI)825969
Implant(HD-S10)Data Sciences International (DSI)910265
Implant(HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315981
Implant(HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315986
isofluraneRWD Life ScienceR510-22-10
Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cmData Sciences International (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2) Data Sciences International (DSI)De Matrix 2.0 (MX2) beheert de communicatie tussen PhysioTel en PhysioTel HD telemetrie-implantaten en de acquisitiecomputer.
Moria Instrument CaseData Sciences International (DSI)20311-21
Normal SalineKelong PharmaceuticalC1250213B1
Olsen-Hegar Needle Holder-extra delicateData Sciences International (DSI)12002-12
pentobarbital sodiumSigma-AldrichP3761
RPC-1 receiversData Sciences International (DSI)34668De RPC-1 ontvanger wordt het meest gebruikt voor het monitoren van dieren die in plastic kooien worden gehuisvest die op de ontvanger kunnen worden geplaatst. De RPC-1 ontvanger biedt betrouwbare ontvangst van gegevens die worden verzonden via digitale telemetrie en heeft twee ontvangstenantennes die onder een rechte hoek staan georiënteerd om storingen door de richting van het transmissiepatroon te minimaliseren.
RPC-1 receiversData Sciences International (DSI)34669
TergazymeSigma-AldrichZ273287
Vessel Cannulation Forceps, 11 cm longData Sciences International (DSI)00608-11
Vessel Dilator-45 degree angled tip, 13.5 cm longData Sciences International (DSI)00276-13
Vetbond Tissue AdhesiveMinnesota Mining and Manufacturing Company (3M)1469SB
Xylazine 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Virbac Laboratories

Referenties

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
  4. Kurtz, T. W., Griffin, K. A., Bidani, A. K., Davisson, R. L., Hall, J. E. Recommendations for blood pressure measurement in animals. Arteriosclerosis Thrombosis Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).
  5. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 69-73 (2017).
  6. Feng, M., et al. Validation of volume-pressure recording tail-cuff blood pressure measurements. Am J Hypertens. 21 (12), 1288-1291 (2008).
  7. Mancarella, S., Parks, C., Alam, M. A. Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry. J Vis Exp. (111), e53991(2016).
  8. Butz, G. M., Davisson, R. L. Long-term telemetric measurement of cardiovascular parameters in awake mice: A physiological genomics tool. Physiol Genomics. 5 (2), 89-97 (2001).
  9. Mills, P. A., et al. A new method for measurement of blood pressure, heart rate, and activity in the mouse by radiotelemetry. J Appl Physiol (1985). 88 (5), 1537-1544 (2000).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods Mol Biol. 573, 57-73 (2009).
  11. Popova, A., et al. Adaptation to a blood pressure telemetry system revealed by measures of activity, agility and operant learning in mice. J Pharmacol Toxicolog Methods. 85, 29-37 (2017).
  12. Lemmer, B., Mattes, A., Böhm, M., Ganten, D. Circadian blood pressure variation in transgenic hypertensive rats. Hypertension. 22 (1), 97-101 (1993).
  13. El-Mas, M. M., Abdel-Rahman, A. A. Longitudinal studies on the effect of hypertension on circadian hemodynamic and autonomic rhythms in telemetered rats. Life Sciences. 76 (8), 901-915 (2005).
  14. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  15. Kapsdorferová, V., Grešová, S., Švorc, P. Measurement of blood pressure in rats: Invasive or noninvasive methods. Physiol Rep. 12 (17), e70041(2024).
  16. Hilliard, L. M., et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation. Hypertension. 57 (2), 275-282 (2011).
  17. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part ii: Anesthetic considerations in preclinical imaging studies. Ilar J. 53 (1), E70-E81 (2012).
  18. Chang, M. Y., et al. A mice model of chlorhexidine gluconate-induced peritoneal damage. J Vis Exp. (182), e63903(2022).
  19. Carbone, E. T., Lindstrom, K. E., Diep, S., Carbone, L. Duration of action of sustained-release buprenorphine in 2 strains of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (6), 815-819 (2012).
  20. Kuchinsky, S., Ascher, J. Postoperative multimodal pain management. Lab Animal. 44 (4), 132-134 (2015).
  21. Busch, U., et al. Pharmacokinetics of meloxicam in animals and the relevance to humans. Drug Metab Dispos. 26 (6), 576-584 (1998).
  22. Bourque, S. L., Adams, M. A., Nakatsu, K., Winterborn, A. Comparison of buprenorphine and meloxicam for postsurgical analgesia in rats: Effects on body weight, locomotor activity, and hemodynamic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (5), 617-622 (2010).
  23. Oliver, V. L., Pang, D. S. J. Pain recognition in rodents. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 26 (1), 121-149 (2023).
  24. Matsumiya, L. C., et al. Using the mouse grimace scale to reevaluate the efficacy of postoperative analgesics in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 42-49 (2012).
  25. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neurosci Biobehav Rev. 116, 480-493 (2020).
  26. Le Moëne, O., Larsson, M. A new tool for quantifying mouse facial expressions. eNeuro. 10 (2), (2023).
  27. Jacobsen, K. R., Kalliokoski, O., Teilmann, A. C., Hau, J., Abelson, K. S. Postsurgical food and water consumption, fecal corticosterone metabolites, and behavior assessment as noninvasive measures of pain in vasectomized balb/c mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 69-75 (2012).
  28. Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291(2009).
  29. Safar, M., Chamiot-Clerc, P., Dagher, G., Renaud, J. F. Pulse pressure, endothelium function, and arterial stiffness in spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 38 (6), 1416-1421 (2001).
  30. Jama, H. A., et al. Rodent models of hypertension. Br J Pharmacol. 179 (5), 918-937 (2021).
  31. Pickering, T. G., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals: Part 1: Blood pressure measurement in humans: A statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association Council on High Blood Pressure Research. Circulation. 111 (5), 697-716 (2005).
  32. Gunasekaran, D., Turner, J. M. Current and developing technologies for bp monitoring. Curr Cardiol Rep. 25 (10), 1151-1156 (2023).
  33. Faraci, F. M., Heistad, D. D., Mayhan, W. G. Role of large arteries in regulation of blood flow to brain stem in cats. J Physiol. 387, 115-123 (1987).
  34. Santillan, A., et al. Cannulation of the internal carotid artery in mice: A novel technique for intra-arterial delivery of therapeutics. J Neurosci Methods. 222, 106-110 (2014).
  35. Sasaki, T., et al. A novel model of occlusive thrombus formation in mice. Lab Invest. 84 (11), 1526-1532 (2004).
  36. Flores Gerónimo, J., Corvera Poiré, E., Chowienczyk, P., Alastruey, J. Estimating central pulse pressure from blood flow by identifying the main physical determinants of pulse pressure amplification. Front Physiol. 12, 608098(2021).
  37. Rötzer, R. D., et al. Implantation of combined telemetric ecg and blood pressure transmitters to determine spontaneous baroreflex sensitivity in conscious mice. J Vis Exp. (168), e62101(2021).
  38. Mccormick, D., et al. Frequency response of implantable blood pressure telemetry systems. Clin Exp Pharmacol Physiol. 37 (8), 862-869 (2010).
  39. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Blood pressure monitoring using radio telemetry method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 75-85 (2017).
  40. Pichler, G., et al. Pulse pressure amplification and its determinants. Blood Press. 25 (1), 21-27 (2016).
  41. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5 Pt 1), 405-408 (2001).
  42. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Med Biol Eng Comput. 47 (2), 131-141 (2009).
  43. Safar, M. E., et al. Central pulse pressure and mortality in end-stage renal disease. Hypertension. 39 (3), 735-738 (2002).
  44. Drüeke, T. B., Devuyst, O. Blood pressure measurement in mice: Tail-cuff or telemetry. Kidney Int. 96 (1), 36(2019).
  45. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: Exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  46. Leung, C. C. Current role of the cardiomems device for management of patients with heart failure. Curr Cardiol Rep. 21 (9), 98(2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Bloeddrukmetinghalsslagaderabdominale aortahypertensiestudieshemodynamische parameterschirurgische implantatie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.