Methodenartikel

Vestiging van een Rat Peri-Implantitis-model via Maxillaire titanium implantaatplaatsing en Porphyromonas gingivalis-ligatuur inductie

DOI:

10.3791/69682

⸱

6 maart 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Prosthodontics, The Affiliated Stomatological Hospital, Southwest Medical University, 2School of Stomatology, Southwest Medical University, 3Institute of Stomatology, Southwest Medical University, 4Orofacial Reconstruction and Regeneration Laboratory, Southwest Medical University, 5The First People's Hospital of Yibin, 6The Second People's Hospital of Deyang, 7Department of Periodontics & Oral Mucosal Diseases, The Affiliated Stomatology Hospital, Southwest Medical University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie stelde een rattenmodel vast van peri-implantitis met maxillaire titaniumimplantaten, waarbij tanden werden getrokken, titanium bevestigingen chirurgisch werden geïnplanteerd en daarna ontstekingsverlies werden geïnduceerd via Porphyromonas gingivalis doordrenkte ligatuur rond de nek van het implantaat na genezing.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Peri-implantitis (PI) is een belangrijke oorzaak van tandheelkundig implantaatfalen, gekenmerkt door inflammatoire zachte weefsellaesies en progressief botverlies, wat betrouwbare diermodellen voor mechanistisch en therapeutisch onderzoek noodzakelijk maakt. Deze studie stelde een nieuw rattenmodel vast dat mechanische irritatie synergetisch combineert met bacteriële infectie om de pathogenese van menselijke PI beter na te bootsen. Na het verwijderen van de bovenste kiezen bij 12 mannelijke Sprague-Dawley-ratten (4 weken oud) en een genezingsperiode van 8 weken, werden titanium implantaten geplaatst. Na 4 weken osseointegratie kreeg de PI-groep (n = 6) ligaturen doordrenkt met Porphyromonas gingivalis (P. gingivalis) rond de implantaatnekken, terwijl de negatieve controlegroep (NC) (n = 6) geen ligatuurbehandeling kreeg. Twee weken na inductie toonden analyses via micro-computertomografie (micro-CT) en histologie significant alveolair botverlies en ernstige ontsteking van het zachte weefsel, waaronder duidelijke inflammatoire celinfiltratie en weefselvernietiging, in de PI-groep vergeleken met de NC-groep. Dit gevalideerde model herhaalde effectief de belangrijkste kenmerken van klinisch PI. De beperkingen zijn onder meer een vereenvoudigde monopathogeen uitdaging en een versnelde ziekteverloop vergeleken met menselijke PI. Desalniettemin biedt het een robuust en klinisch relevant hulpmiddel voor onderzoeks- en therapeutische studies.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Met de vooruitgang in prothetische tandheelkunde worden tandheelkundige implantaten steeds meer klinische toepassingen1. Echter, peri-implantitis (PI), als meest voorkomende complicatie, bemoeilijkt aanzienlijk het langetermijnoverleven van tandimplantaten en leidt tot aanhoudende schadelijke effecten op de mondgezondheid van patiënten2. PI is een pathologische ontstekingsaandoening van de peri-implantaat weefsels, voornamelijk veroorzaakt door dysbiose van het plaque-biofilmmicrobioom, en wordt gekenmerkt door progressieve ontsteking van het peri-implantaat zachte weefsel en het daaropvolgende verlies van ondersteunend bot 3,4. Met een schatte prevalentie op patiëntniveau en implantaatniveau van respectievelijk 19,53% en 12,53%5, en gezien de complexe en kostbare aard van het beheer, vertegenwoordigt PI een aanzienlijke klinische en volksgezondheidslast6.

De opheldering van de complexe pathogenese van PI en de ontwikkeling van effectieve therapieën zijn fundamenteel afhankelijk van robuuste diermodellen die de menselijke ziekte getrouw repliceren 7,8. Hoewel grote diermodellen zoals honden en minipigs anatomische overeenkomsten vertonen, wordt hun gebruik in diepgaande mechanistische onderzoeken beperkt door hoge kosten, ethische en huisvestingskwesties, en een gebrek aan soortspecifieke moleculaire hulpmiddelen9. Knaagdiermodellen daarentegen bieden voordelen van kosteneffectiviteit, gemakkelijker hanteren en overvloedige genetische manipuleerbaarheid, wat gedetailleerd onderzoek van moleculaire routes vergemakkelijkt10. Het muismodel wordt echter vaak beperkt door zijn kleine omvang en de technische uitdagingen van chirurgische ingrepen11. Deze beperkingen worden verergerd door procedurele problemen in gevestigde methoden, zoals de focale aard en voortijdig ligatuurverlies die vaak voorkomen bij murine parodontitismodellen 12. De rat komt naar voren als een pragmatisch compromis, met een groter operatieveld en een bewezen bruikbaarheid in botgenezingsonderzoek en de beschikbaarheid van transgene stammen voor het onderzoeken van specifieke genetische factoren13, waardoor het een zeer geschikte kandidaat is voor PI-modellering. Ondanks het potentieel wordt de adoptie van ratten-PI-modellen beperkt door technische details in chirurgische ingrepen, waaronder betrouwbare tandextractie en consistente plaatsing van implantaten.

Bestaande inductietechnieken voor rattenmodellen omvatten silk ligatureplacement 14,15, local pathogen inoculation16 en lipopolysaccharide injectie17. Eerdere infectiemodellen die afhankelijk waren van orale bacteriële lavage resulteren vaak in instabiele biofilmvorming en inconsistente ontstekingsreacties18. De zijde-ligatuurmethode is gebruikelijk om snelle tandplakophoping te bevorderen. Alleen ligatie biedt echter een niet-fysiologische mechanische belediging en bevat geen gecontroleerde pathogene uitdaging, waardoor de etiologie van infectieziekten van PI19 onvoldoende wordt weergegeven. Monoinfectie met pathogenen zoals P. gingivalis daarentegen heeft vaak moeite om een stabiele biofilm te vormen en veroorzaakt mogelijk niet consequent robuuste ontsteking20. Wij veronderstellen dat de ligatieprocedure dubbele beledigingen veroorzaakt: de zijdehechting werkt als een mechanisch irriterend middel en als een steiger voor de vorming van complexe biofilms, terwijl het toegediende keystone-pathogeen, P. gingivalis, een dysbiotische ontstekingsreactie in stand houdt21. Om deze geïntegreerde dualpathogene benadering en de temporele progressie visueel samen te vatten, wordt een schematisch overzicht gegeven van de experimentele procedure en de tijdlijn voor het opzetten van dit gecombineerde P. gingivalis-ligatie rattenmodel (Figuur 1). Dit artikel beschrijft de oprichting en validatie van dit gecombineerde P. gingivalis-ligatiemodel, ontworpen om betrouwbaar de kritieke bot- en zachte weefselpathologie van menselijke PI te reproduceren, waardoor de klinische relevantie en bruikbaarheid van het model voor preklinisch onderzoek worden versterkt.

figure-introduction-1
Figuur 1: Schematisch diagram van de tijdlijn van de experimentele procedure voor het opstellen van een rat peri-implantitismodel geïnduceerd door de bacterie-geladen hechtingsligaturmethode. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De steekproefgrootte werd bepaald op basis van gangbare praktijken in eerder gepubliceerde knaagdier-peri-implantitis (PI)-modellen en de beperkingen van beschikbare middelen22. Twaalf mannelijke Sprague-Dawley-ratten van 4 weken oud (geleverd door het Experimental Animal Center van Southwest Medical University, licentienummer: SCXK (Chuan) 2024-0046) werden gebruikt voor tandextractie, implantaatplaatsing en PI-inductie. Alle ratten werden gehouden in een standaard specifieke pathogen-free (SPF) barrièrefaciliteit, waarbij dieren uit verschillende experimentele groepen apart werden gehuisvest. De locaties van kooien binnen het rek werden wekelijks willekeurig genummerd. Ratten werden toegewezen aan ofwel de negatieve controlegroep (NC) of PI-groep (n = 6 per groep) met behulp van een willekeurige getallengenerator. De volgorde van chirurgische ingrepen voor alle ratten is willekeurig. Alle procedures zijn goedgekeurd door de Animal Research Ethics Committee van Southwest Medical University (Goedkeuringsnummer 20241111-012) en voldoen aan de richtlijnen voor dierenwelzijn. Deze studie wordt uitgevoerd volgens de 3R-principes (Vervanging, Vermindering, Verfijning) voor ethisch dieronderzoek. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Pre-extractie voorbereiding

  1. Steriliseer alle chirurgische instrumenten (#5 dental explorer, naaldhouder, oogpincet, medische wattenstaafjes, weefselpincet, enz.) door autoclaven. Voer alle volgende procedures uit in een Klasse II bioveiligheidskast om aseptische omstandigheden te behouden.
  2. Geef intraperitoneale injectie van tribromoethanol (250 mg/kg) om de ratten te verdoven,23 (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Bevestig de diepte van de anesthesiekwaliteit door het ontbreken van een terugtrekkingsreflex als reactie op een knijp in de achterpoot.
  3. Breng oogvocht aan om uitdroging van het hoornvlies tijdens de ingrepen te voorkomen.
  4. Desinfecteer alle werkoppervlakken grondig met een 75% ethanoloplossing.
  5. Plaats de rat in een rugligging op een stabiel chirurgisch platform. Trek de maxillaire en mandibulaire snijtanden terug met elastiekjes om maximale mondopening te bereiken en te behouden. Verlicht de mondholte met een chirurgische koplamp.
  6. Pak de tong voorzichtig vast met een tissuepincet en trek hem naar één kant terug. Zorg ervoor dat de tong stevig wordt vastgehouden om een vrij en onbelemmerd zicht op de maxillaire kiezen te behouden.

2. Tandextractieprocedure

  1. Desinfecteer de operatieplaats met povidonjodium. Plaats een #5 tandonderzoeker op het distale oppervlak van de eerste maxillaire kies (interproximale ruimte tussen de eerste en tweede kiezen) en oefen mesiodistale kracht uit om een initiële luxatie te bereiken (Figuur 2A).
  2. Plaats de explorer opnieuw op het mesiale oppervlak van de eerste molaar en breng opnieuw mesiodistale kracht toe om de tand verder te mobiliseren (Figuur 2B).
  3. Plaats de punt van de explorer in de palatale gingivale sulcus. Breng een combinatie uit van zachte bucco-palatale rotatiebeweging en aanhoudende occlusale druk langs de lange as van de tand. Ga door totdat de tand volledig uit de kom is (Figuur 2C, D).
  4. Controleer de getrokken tand zorgvuldig onder direct zicht om te bevestigen dat alle wortels intact zijn en geen breuken aanwezig zijn. Spoel de lege kou voorzichtig met een straal normale zoutoplossing uit een steriele spuit om eventuele resterende bloedstolsels of vuil te verwijderen (Figuur 2E, F).
  5. Bereik hemostase door 1 minuut steriele wattenstaafjesdruk toe te passen. Zet de tong terug in de anatomische positie. Houd het dier op het verwarmingskussen tot het volledig hersteld is van de narcose.
  6. Geef een zacht dieet en met antibiotica aangevuld drinkwater (amoxicilline 250 mg/kg) gedurende één week.
    OPMERKING: Oefen gecontroleerde, progressieve kracht uit tijdens luxatie en vermijd abrupte bewegingen om wortelbreuk of alveolair botbeschadiging te voorkomen.

figure-protocol-1
Figuur 2: Tandextractieprocedure. Een tandsonde werd ingebracht in de distale en proximale delen van de eerste molaar van de muismaxillaire om de parodontale ligamenten (A,B) los te maken. Palatale toepassing van rotatie- en occlusale krachten om de tand te luxeren (C,D). De socket werd grondig onderzocht op eventuele resterende wortelfragmenten (E). Een intacte eerste kies van de bovenkaak van de rat is te zien (F). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Implantaatplaatsingsoperatie

  1. Acht weken na extractie maak je een mesiodistale incisie van 5 mm over de edentuleuze richel met een steriel 12c-mesje, dat tot het botoppervlak doordringt (Figuur 3A).
  2. Gebruik #5 explorer voor een stomp dissectie om de mucoperiostale flappen van volledige dikte te verhogen, waardoor de operatieplaats blootgesteld wordt (Figuur 3B).
  3. Verbind een wolfraamcarbideboor (1,5 mm diameter) met een handmatige schroevendraaier en voer osteotomie uit via handmatige rotatie met de klok mee en wisselend zoutwaterspoeling voor thermische controle, waarbij een 4 mm diepe implantaatsplek in de genezen extractiesocket wordt voorbereid, terwijl continue tactiele feedback wordt behouden om corticale perforatie te voorkomen (Figuur 3C).
  4. Plaats een op maat gemaakt titanium implantaat (1,8 mm diameter, 3,2 mm lengte, bewerkt oppervlak) met de klok mee gedraaid. Controleer stabiliteit door het ontbreken van mobiliteit bij de explorer-toepassing (Figuur 3D-F).
  5. Geef een herstelperiode van een week met een voortgezet zacht dieet en antibioticaregime zoals eerder beschreven.
    OPMERKING: Gebruik een zachte chirurgische techniek en vermijd overmatige axiale kracht om iatrogene perforatie van de maxillaire sinusbodem te voorkomen.

figure-protocol-2
Figuur 3: Implantaatplaatsing. Er werd een mesiodistale incisie gemaakt met een gebogen lemmet nr. 12 (A). De slijmvliesflap werd gereflecteerd met een tandsonde (B). Een osteotomie werd uitgevoerd met een 1,5 mm wolfraamcarbideboor die aan een handboor (C) was bevestigd. Het implantaat werd via een aangepaste implantaatdrager (D) in het kaakbeen geplaatst. Na de implantatie werd een sonde gebruikt om de mobiliteit te controleren (E, F). Op maat gemaakt titanium implantaat (glad draadoppervlak, diameter 1,8 mm, lengte 3,2 mm), bijbehorende implantaatdrager (G,H) en mini handboor (I). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. P. gingivalis - geligeerde hechtingsvoorbereiding

  1. Kwek P. gingivalis anaëroob bij 37 °C in 5 mL hersen-hartinfusie (BHI) bouillon tot bereik van 109 CFU/mL (OD600 = 1,0).
  2. Breng de suspensie over bij verdunning van 1:20 naar 10 mL vers BHI-medium.
  3. Dompel steriele 3-0 zijden hechtingen volledig onder in geïnënteerd medium. Incubeer anaeroob bij 37 °C gedurende 48-72 uur om een volwassen biofilm te creëren.

5. PI-inductie

  1. Vier weken na de implantatie bind je een met P. gingivalis doordrenkte hechting rond de implantaathals met een steriele naaldhouder. Bevestig met een drievoudige knoop naast het tandvleesweefsel (Figuur 4A-D).
  2. Houd de ligatuur 2 weken vast terwijl je de ontstekingsprogressie monitort.
  3. Voer dagelijkse ligatuurinspectie uit. Vervang het als het losgeraakt of verloren is met een aseptische techniek.
    OPMERKING: Verwijder bij het knopen voorzichtig het zachte weefsel om scheuren te voorkomen en zorg dat de hechtknoop subgingivaal wordt geplaatst.

figure-protocol-3
Figuur 4: Geïnduceerde hechting-PI-procedure: De voorbereide met bacteriën doordrenkte hechtdraad (3-0) werd geplaatst in de subgingivale positie aan het distale uiteinde van het implantaat (A). De eerste knoop werd vastgemaakt en vastgezet met een naaldhouder om knoopverplaatsing (B) te voorkomen. Vervolgens maak je een drievoudige knoop om hechtingsslip (C,D) te voorkomen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Euthanasie en monsterverzameling

  1. Na een inductieperiode van 2 weken euthanasen de dieren via cervicale dislocatie onder diepe isoflurane anesthesie (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Ontleed de intacte bovenkaak met implantaten met scherpe instrumenten.
  2. Dompel de monsters onmiddellijk onder in 4% paraformaldehyde voor 24 uur fixatie. Verwijder restzacht weefsel met PBS-irrigatie en bewaar in 70% ethanol.
    OPMERKING: Het experiment kan in deze fase worden gepauzeerd met langdurige opslag in 70% ethanol bij 4 °C.

7. Micro-computertomografie (micro-CT) analyse

  1. Scan monsters met behulp van micro-computertomografie volgens de vastgestelde methodologie24.
  2. Zet de scanner en computer aan. Start de acquisitiesoftware. Klik op het radiobeveiligingsicoon en laat een warming-up van 15 minuten duren.
  3. Open scankamer. Bevestig het monster in een 15 mL conische buis die is gestabiliseerd met laagdichtheidsschuim, bevestig de buis op de roterende trap en plaats hem in de scankamer.
  4. Start de röntgenbron (90 kV, 80 μA). Klik op het voorbeeldpictogram om de optimale positionering te bevestigen. Stel de parameters in: 12 μm resolutie, 20 Hz belichting, 4000 totale frames.
  5. Reconstrueren afbeeldingen met de Recon 1.7.4.0-software.
  6. Analyseer de volgende botparameters in de Avatar 1.7.4.0-software door een ROI in het bovenkaak eerste molaire gebied af te baken: botvolumefractie (BV/TV), botoppervlak tot botvolume verhouding (BS/BV), trabeculaire dikte (Tb.Th) en trabeculair getal (TBN).

8. Histologische verwerking

  1. Decalcificeer gefixeerde exemplaren in 10% EDTA (pH 7,4) met oplossingswissel elke 72 uur gedurende 4 weken. Controleer de voltooiing met een naaldpenetratietest.
  2. Dehydrateer monsters via een ethanolreeks: 75% ethanol voor 4 uur, 85% ethanol voor 2 uur, 90% ethanol voor 2 uur, 95% ethanol voor 1 uur, en twee keer wissels van 100% ethanol voor elk 30 minuten.
  3. Heldere exemplaren in xyleen met twee wissels van elk 10 minuten. Infiltreer met paraffine met drie wissels voor elk 1 uur.
  4. Inbed weefsels in gesmolten paraffine en koel af bij een vriesfase van -20 °C. Snoei de blokken en bewaar het 10 uur bij 4 °C voordat je het in secties plaatst.
  5. Paraffineblokken met een doorsnede van 5 μm dikte. Dobberdelen op een waterbad van 45 °C en monteer ze op glazen glijbanen. Droog schieten bij 37 °C gedurende 1 uur.
  6. Deparaffiniseer secties door twee keer xyleen te wisselen, elk 5 minuten lang. Rehydrateer via een gegradeerde ethanolserie: 100% ethanol gedurende 5 minuten, 90% ethanol voor 5 minuten, 80% ethanol voor 5 minuten en 70% ethanol voor 5 minuten.
  7. Spoel de secties 1 minuut af in gedestilleerd water. Kleur 8 minuten met hematoxyline, spoel daarna af met stromend kraanwater.
  8. Differentieer in 1% zuur alcohol gedurende 3 seconden. Spoel af met stromend kraanwater voor het blauwen. Tegenkleuring met eosin gedurende 5 minuten.
  9. Dehydrateer secties via de gegradueerde ethanolseries: 70% ethanol voor 10 s, 80% ethanol voor 10 s, 90% ethanol voor 10 s, en 100% ethanol voor 10 s. Maak het schoon in twee keer xyleen voor elk 5 minuten.
  10. Bevestig dekfolies met neutrale balsems en bekijk onder een lichtmicroscoop.
    OPMERKING: Xyleen is gevaarlijk. Gebruik het in een dampkap met de juiste PBM.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle twaalf 4 weken oude Sprague-Dawley ratten die deelnamen aan de studie voltooiden alle chirurgische ingrepen succesvol en vertoonden stabiele osseointegratie vóór de ligatie, waarmee ze voldeden aan het vooraf gedefinieerde inclusiecriterium van herstel zonder complicaties. Geen enkele dieren worden uitgesloten van de analyse. Ratten worden willekeurig toegewezen aan de NC- of PI-groep (n = 6 per groep) met behulp van een willekeurige getallengenerator. Onderzoekers die micro-CT-kwan...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De huidige studie toont de haalbaarheid aan van het induceren van PI in een rattenmodel met hechtingen doordrenkt met P. gingivalis en biedt een gedetailleerde documentatie van de bijbehorende chirurgische ingrepen. Knaagdiermodellen, vooral bij ratten, zijn goed gevestigd in tandheelkundig onderzoek voor het bestuderen van parodontitis en PI, vanwege hun toegankelijkheid, lage onderhoudskosten en hoge voortplantingsefficiëntie, zoals ondersteund door bestaande literatuur

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs bevestigen dat er geen potentiële belangenconflicten zijn die invloed hadden kunnen hebben op het werk dat in dit artikel wordt gerapporteerd.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk wordt ondersteund door subsidies van de Sichuan Medical Association (Subsidie nr. S2024052); het Luzhou Science and Technology Bureau (subsidienummer 2024JYJ070) en het Affiliated Stomatology Hospital van Southwest Medical University (subsidienummer 2025DS03). De auteurs erkennen ook dankbaar de technische ondersteuning van het Animal Experiment Center van Southwest Medical University. Het wetenschappelijke diagram wordt gemaakt met BioRender.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#5 dental explorerZhengzhou Kangdetai Medical Co., Ltd., Zhengzhou,CN6970327120856Tandluxatie en extractie
1% zuur alcoholSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10000018 (Ethanol) & 10000118 (Hcl)Hematoxyline differentiatie
10% EDTA (pH 7.4)Servicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNG1105Botendecalcificatie
100% ethanoloplossingMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, ChinaE708068Volledige dehydratie en oplosmiddelvoorbereiding
12c mes en chirurgisch scalpelTianda Medical Co., Ltd., Huaian, CN6951933811154Mucoperiostale flapcreatie
3-0 zijden ligaturenJinhuan Medical, Shanghai, CNNC9201232Ligatuur
4% paraformaldehydeBiosharp, Hefei, CNBL539AWeefselfixatie
70% EthanolLaboratoriumbereiding-Stapelopslag
75% ethanoloplossingMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, ChinaE885996Oppervlaktedesinfectie en initiële dehydratie
Amoxicilline 50 μg/mLNorth China Pharmaceutical Co., Ltd, Shijiazhuang, CNH13020635Antibioticumaanvulling in drinkwater
Avatar-softwareAvatar Integrated Systems Inc, Munich, DE-Botsparameteranalyse
BHI-mediumCrown Lab Supplies Inc, British Columbia, CA110052P. gingivalis-cultuur
CT-VoxelBruker Corporation, Billerica, MA, USA-Micro-CT-beeldvisualisatie
EosineBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Beijing, CN
G1100		Cytoplasmatisch kleuren
Ethanolserie ( 80%, 90%, 95%)LaboratoriumbereidingGeleidelijke dehydratie/rehydratie van weefsels
GraphPad PrismGraphPad Software, Inc., San Diego, CA, USAVersie 9.0.0Statistische analyse en grafiekgeneratie
KoplampShenzhen Supfire Lighting Co., Ltd, Shenzhen, CNHL23-XIntra-orale verlichting
HematoxylBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Beijing, CNH8070Kernkleuring
ImplantaatdragerSichuan Weisida Medical Device Co., Ltd,Sichuan, CNUniek productHandmatig plaatsen van implantaten
IsofluraanRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, CNR510-22-10 Onderhoud van inhalatieanesthesie
Handmatige schroevendraaieradapterDiqin Decorative Materials Co., Ltd, Hangzhou, CNDQ-80013Osteotomie
Medische wattenstaafjesKekang Pharmaceutical Co., Ltd, Suzhou, CNHN-02Hemostase
Micro-CT-scannerServicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNVNC-102μCT-scans
NaaldhouderShanghai Medical Instruments Co., Ltd, Shanghai, CNJ32110Suture ligatie
Neutraal balsemBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.
Beijing, CN		G8590Bevestiging van histologische secties
Oftalmische pincettenSolingmed Technology Co., Ltd, Shenzhen, CNSS-5002Plaatsing van ligatuur
ParaffineAmin Noori General Trading LLC, Dubai, AE8012-95-1Weefselinbedding
PBSProcell Life Science & Technology Co., Ltd, Wuhan, CNPB180327Weefselirrigatie
Porphyromonas gingivalisEquivalent-Inflammatie-inductie
PovidonjodiumChengdu Yong'an Pharmaceutical Co., Ltd, Chengdu, CNH51023539Desinfectie
Recon-softwareRecon Technology Ltd, Cayman Islands,GBVersie 1.7.4.0Micro-CT-beeldreconstructie
GumbandZhejiang Yueyi Rubber Products Co., Ltd, Taizhou, CNVYR43*1.4Kaktractie en fixatie
SD-rattenExperimenteel dierencentrum van Southwest Medical University, Luzhou, CNSCXK(Chuan)2024-0046Chirurgische procedures
Scherpe chirurgische scharenHunan Cofoe Medical Technology Co., Ltd., Changsha, CN1.0806E+13Draadsnijden
WeefselpincettenFine Science Tools, Foster City, CA, USA11000-12Tongetractie en fixatie
Titanium implantaten (Ø1.8×3.2mm)Sichuan Weisida Medical Device Co., Ltd,Sichuan, CNUniek productTitaniumimplantaat
Tribromoethanol (Avertin)Henan Saihou Biotechnology Ltd., Zhengzhou, CN-Intraperitoneale anesthesie
XYleenSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10023418Weefselklaring en ontwassing

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gupta, R., Gupta, N., Weber, D. K. Dental implants. , StatPearls Publishing LLC. Treasure Island (FL). Copyright 2025 (2025).
  2. Lee, C. T., Huang, Y. W., Zhu, L., Weltman, R. Prevalences of peri-implantitis and peri-implant mucositis: Systematic review andmeta-analysis. J Dent. 62, 1-12 (2017).
  3. Berglundh, T., et al. Peri-implant diseases and conditions: Consensus report of workgroup 4 of the 2017 world workshop on the classification of periodontal and peri-implant diseases and conditions. J Clin Periodontol. 45 (Suppl 20), S286-S291 (2018).
  4. Schwarz, F., Derks, J., Monje, A., Wang, H. L. Peri-implantitis. J Clin Periodontol. 45 (Suppl 20), S246-S266 (2018).
  5. Diaz, P., Gonzalo, E., Villagra, L. J. G., Miegimolle, B., Suarez, M. J. What is the prevalence of peri-implantitis? A systematic review and meta-analysis. BMC Oral Health. 22 (1), 449(2022).
  6. Herrera, D., et al. Prevention and treatment of peri-implant the EFP S3 level clinical practice guideline. J Clin Periodontol. 50 (Suppl 26), 4-76 (2023).
  7. Fu, J. H., Wang, H. L. Breaking the wave of peri-implantitis. Periodontol. 84 (1), 145-160 (2020).
  8. Sant'anna, H. R., et al. Peri-implant repair using a modified implant macrogeometry in diabetic rats: Biomechanical and molecular analyses of bone-related markers. Materials (Basel). 15 (6), 2317(2022).
  9. Ribitsch, I., et al. Large animal models in regenerative medicine and tissue engineering: To do or not to do. Front Bioeng Biotechnol. 8, 972(2020).
  10. He, Q., et al. Development of a rat model for type 2 diabetes mellitus peri-implantitis: A preliminary study. Oral Dis. 28 (7), 1936-1946 (2022).
  11. DeAraújo Silva, D. N., et al. Experimental model of ligature-induced peri-implantitis in mice. J Vis Exp. (207), e66316(2024).
  12. Chadwick, J. W., Glogauer, M. Robust ligature-induced model of murine periodontitis for the evaluation of oral neutrophils. J Vis Exp. (155), e59667(2020).
  13. Kantarci, A., Hasturk, H., Van Dyke, T. E. Animal models for periodontal regeneration and peri-implant responses. Periodontol. 68 (1), 66-82 (2000).
  14. Varon-Shahar, E., et al. Peri-implant alveolar bone resorption in an innovative peri-implantitis murine model: Effect of implant surface and onset of infection. Clin Implant Dent Relat Res. 21 (4), 723-733 (2019).
  15. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. J Clin Periodontol. 45 (1), 89-99 (2018).
  16. Tzach-Nahman, R., Mizraji, G., Shapira, L., Nussbaum, G., Wilensky, A. Oral infection with Porphyromonas gingivalis induces peri-implantitis in a murine model: Evaluation of bone loss and the local inflammatory response. J Clin Periodontol. 44 (7), 739-748 (2017).
  17. Pirih, F. Q., et al. Ligature-induced peri-implantitis in mice. J Periodontal Res. 50 (4), 519-524 (2015).
  18. Pirih, F. Q., et al. A murine model of lipopolysaccharide-induced peri-implant mucositis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 41 (5), e158-e164 (2015).
  19. Reinedahl, D., Chrcanovic, B., Albrektsson, T., Tengvall, P., Wennerberg, A. Ligature-induced experimental peri-implantitis-a systematic review. J Clin Med. 7 (12), 492(2018).
  20. Gao, L., Yu, X. Q., Cai, Y. Effect of molar ligation and local Porphyromonas gingivalis inoculation on alveolar bone loss in the mouse. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 49 (1), 31-35 (2017).
  21. Wongtim, K., et al. Overexpression of PD-L1 in gingival basal keratinocytes reduces periodontal inflammation in a ligature-induced periodontitis model. J Periodontol. 93 (1), 146-155 (2022).
  22. Koutouzis, T., Eastman, C., Chukkapalli, S., Larjava, H., Kesavalu, L. A novel rat model of polymicrobial peri-implantitis: A preliminary study. J Periodontol. 88 (2), e32-e41 (2017).
  23. Veríssimo, L. F., et al. Cardiovascular effects of early maternal separation and escitalopram treatment in rats with depressive-like behaviour. Auton Neurosci. 256, 103223(2024).
  24. Kim, Y., Brodt, M. D., Tang, S. Y., Silva, M. J. MicroCT for scanning and analysis of mouse bones. Methods Mol Biol. 2230, 169-198 (2021).
  25. Kuraji, R., Hashimoto, S., Ito, H., Sunada, K., Numabe, Y. Development and use of a mouth gag for oral experiments in rats. Arch Oral Biol. 98, 68-74 (2019).
  26. Lu, S., et al. Effect of ovariectomy on tissue-level changes in rat maxilla. Int J Oral Maxillofac Implants. 34 (4), 865-872 (2019).
  27. Heitzer, M., et al. Establishing a new periodontitis-like intrabony maxillary defect in rats for investigation on bone regeneration. Sci Rep. 15 (1), 39358(2025).
  28. Moiseev, D., et al. A new way to model periodontitis in laboratory animals. Dent J (Basel). 11 (9), 219(2023).
  29. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nat Protoc. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  30. Nasution, D. L. I., Tjahajawati, S., Indriyanti, R., Amaliya, Anti-inflammatory effectiveness of Peperomia pellucida (l.) kunth in rats induced with periodontitis. Biochem Biophys Rep. 40, 101856(2024).
  31. Meng, L. W., et al. Comparison of three methods for establishing rat peri-implantitis model. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 55 (1), 22-29 (2023).
  32. Zhang, H., et al. Application of immediate implant placement techniques in peri-implantitis modeling. J Craniofac Surg. 34 (8), 2544-2550 (2023).
  33. Ortiz-Sánchez, B. J., Juárez Avelar, I., Rodriguez-Sosa, M. Murine model of advanced periodontitis induced by nylon ligature in the second upper molar. J Vis Exp. (219), e67848(2025).
  34. Lafaurie, G. I., et al. Microbiome and microbial biofilm profiles of peri-implantitis: A systematic review. J Periodontol. 88 (10), 1066-1089 (2017).
  35. Zhang, Q., Liu, J., Ma, L., Bai, N., Xu, H. Lox-1 is involved in TLR2-induced RANKL regulation in peri-implantitis. Int Immunopharmacol. 77, 105956(2019).
  36. Qiao, S., et al. Oral microbial profile variation during canine ligature-induced peri-implantitis development. BMC Microbiol. 20 (1), 293(2020).
  37. De Avila, E. D., Van Oirschot, B. A., Van Den Beucken, J. Biomaterial-based possibilities for managing peri-implantitis. J Periodontal Res. 55 (2), 165-173 (2020).
  38. Iizumi, T., et al. Effect of antibiotic pre-treatment and pathogen challenge on the intestinal microbiota in mice. Gut Pathog. 8, 60(2016).
  39. Heitz-Mayfield, L. J. A., Salvi, G. E. Peri-implant mucositis. J Clin Periodontol. 45 ((Suppl 20)), S237-S245 (2018).
  40. Javed, F., Romanos, G. E. Efficacy of photobiomodulation in the management of experimentally-induced peri-implant osseous defects: An evidence-based review of studies on animal models. J Dent. 159, 105833(2025).
  41. Yu, S., et al. Adjunctive diode laser therapy and probiotic lactobacillus therapy in the treatment of periodontitis and peri-implant disease. J Vis Exp. (183), e63893(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Rattenimplantaatmodelalveolair botverliesontsteking van zacht weefselmicro CT analysehistologische analysefalen van tandheelkundige implantaten
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen