Methodenartikel

Het isoleren van ventriculaire cardiomyocyten uit een muismodel van Doxorubicine-cardiotoxiciteit

DOI:

10.3791/70411

⸱

27 februari 2026

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft een reproduceerbare, Langendorff-vrije methode om levensvatbare volwassen muisventriculaire cardiomyocyten te isoleren uit een door doxorubicine geïnduceerd cardiotoxiciteitsmodel. Het maakt gebruik van directe linkerventrikulaire antegrade perfusie, gevolgd door gecontroleerde enzymatische vertering, om calciumtolerante, staafvormige myocyten te verkrijgen die geschikt zijn voor structurele, moleculaire en functionele analyses.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Doxorubicine (DOX) is een effectief chemotherapeutisch middel waarvan de klinische toepassing beperkt wordt door progressieve, dosisafhankelijke cardiotoxiciteit die voornamelijk het ventrikelmyocard treft. Het bestuderen van cellulaire schademechanismen in deze context vereist betrouwbare isolatie van volwassen cardiomyocyten, een proces dat technisch uitdagend is bij zieke of structureel fragiele harten. Hier beschrijven we een vereenvoudigd en reproduceerbaar Langendorff-vrij protocol voor het isoleren van functionele ventriculaire cardiomyocyten van muizen met DOX-geïnduceerde cardiotoxiciteit. Na het vaststellen van het DOX-model bij C57BL/6-muizen wordt het hart snel verwijderd en wordt de aorta ex vivo geklemd. Niet-recirculerende antegrade perfusie wordt direct uitgevoerd via de linker ventrikel met behulp van calciumvrije en enzymhoudende buffers. Zachte mechanische dissociatie van verteerd ventrikelweefsel levert individuele cardiomyocyten op, gevolgd door gecontroleerde calciumherintroductie om calciumtolerantie te herstellen. Deze methode levert hoogwaardige, levensvatbare, staafvormige cardiomyocyten die compatibel zijn met downstream assays, waaronder immunofluorescentie, sarcomerorganisatieanalyse, apoptosedetectie en moleculaire signaalstudies. Door de noodzaak van gespecialiseerde Langendorff-perfusieapparatuur te elimineren, biedt dit protocol een toegankelijke, hoogwaardige oplossing voor laboratoria die mechanismen van door DOX veroorzaakte hartschade onderzoeken.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Doxorubicine (DOX) is een krachtig anthracyclinechemotherapeutisch middel, maar de klinische bruikbaarheid wordt beperkt door cumulatieve cardiotoxiciteit die kan overgaan in gedilateerde cardiomyopathie en hartfalen 1,2. Cardiomyocytenapoptose is een belangrijk pathogen proces in deze toxiciteit 3,4,5, en het bestuderen van deze cellulaire gebeurtenissen vereist betrouwbare toegang tot functionele volwassen cardiomyocyten afkomstig van DOX-beschadigde harten. DOX-blootstelling maakt cardiomyocyten echter structureel fragiel en metabolisch aangetast6, waardoor hun vatbaarheid voor enzymatische en mechanische stress tijdens isolatie sterk toeneemt en resulteert in een lage levensvatbaarheid. Binnen de bredere literatuur blijft Langendorff-perfusie de dominante methode voor volwassen cardiomyocytisolatie7. Het heeft echter opmerkelijke beperkingen wanneer het wordt toegepast op beschadigd myocardium. De methode vereist gespecialiseerde hardware, precieze aortacannulatie en aanzienlijke technische vaardigheid; in DOX-behandelde harten kan de extra mechanische belasting die tijdens Langendorff-perfusie wordt geïntroduceerd celbeschadiging verder verergeren, wat leidt tot inconsistente en vaak suboptimale resultaten8.

Om deze uitdagingen te overwinnen, hebben we een vereenvoudigd en toegankelijk protocol ontwikkeld voor het isoleren van calciumtolerante volwassen ventriculaire cardiomyocyten uit een muismodel van acute door DOX veroorzaakte cardiotoxiciteit9. Door de noodzaak van conventionele Langendorff-perfusie te elimineren en in plaats daarvan een gecontroleerde ex vivo antegrade perfusie direct via de linker ventrikel toe te passen, minimaliseert deze methode de blootstelling aan ischemische stoffen en vermindert het mechanische manipulatie van het myocardium. Deze kenmerken zullen naar verwachting de procedurele consistentie verbeteren en de overleving van kwetsbare cardiomyocyten afkomstig van gecompromitteerde hartenverhogen.

De huidige aanpak bouwt voort op opkomende ontwikkelingen in Langendorff-vrije cardiomyocytisolatie, en breidt deze concepten uit naar volwassen ventrikelcellen, die behoud van volwassen contractiele architectuur en calciumbehandelingseigenschappen vereisen, kenmerken die niet voldoende worden ondersteund door vereenvoudigde verteringsmethoden die voornamelijk voor neonatale harten zijn ontwikkeld11,12. Dit protocol biedt daarom een praktisch en reproduceerbaar alternatief voor laboratoria zonder gespecialiseerde perfusiesystemen. De geïsoleerde cardiomyocyten behouden hun structurele integriteit en zijn zeer geschikt voor diverse downstream-toepassingen, waaronder sarcomeranalyse, immunofluorescentiebeeldvorming en apoptose-signaleringsstudies, wat direct mechanistisch onderzoek naar door DOX veroorzaakte hartschade in een fysiologisch relevante context mogelijk maakt. Gezamenlijk pakt dit protocol een kritieke onvervulde behoefte aan om levensvatbare cardiomyocyten te isoleren uit DOX-beschadigde harten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierprocedures werden uitgevoerd volgens institutionele en nationale richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en werden beoordeeld en goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Xi'an Jiaotong Universiteit (Goedkeuringsnr. XJTUAE2022-1441). De verbruiksartikelen, reagentia en apparatuur die worden gebruikt, staan vermeld in de Materiaaltabel.

1. Het opzetten van het DOX-geïnduceerde acute cardiotoxiciteitsmodel bij C57BL/6-muizen

  1. Voorbereiding op het dier: Gebruik een mannelijke C57BL van 8-12 weken oud/6 muizen (24-28 g). Huisdieren onder standaardomstandigheden met een 12 uur licht/donker cyclus en ad libitum toegang tot voedsel en water. Wees muizen willekeurig toe aan DOX-behandelde of zoutoplossingscontrolegroepen (n = 3 per groep).
  2. DOX-administratie
    1. Maak een verse DOX-oplossing van 1,5 mg/mL in steriele zoutoplossing. Bescherm de oplossing tegen licht door de container in aluminiumfolie te wikkelen.
    2. Weeg elke muis en bereken het injectievolume voor een enkele intraperitoneale (i.p.) dosis van 15 mg/kg13,14.
    3. Houd de muis voorzichtig vast en dien de DOX-oplossing toe via intraperitoneale injectie. Zet de muis terug in zijn kooi en ga verder volgens het experimentele schema.
      VOORZICHTIG: DOX is een cytotoxisch middel. Draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (labjas, handschoenen, oogbescherming) en behandel het reagens in een aangewezen chemische veiligheidszone.
  3. Tijdlijn en monitoring: Houd muizen dagelijks in de gaten op algemene gezondheid en gedrag. Neem om de dag het lichaamsgewicht op. Voer cardiomyocytenisolatie 7 dagen na de DOX-injectie uit.

2. Voorbereiding van oplossingen en chirurgische instrumenten voor cardiomyocytisolatie

  1. Buffervoorbereiding: Zie Aanvullende Tabel 1 voor gedetailleerde bereidingsmethoden van deze oplossingen.
    1. Bereid perfusiebuffer en EDTA-buffer voor. Stel de pH van alle oplossingen aan naar 7,4 met NaOH.
    2. Bereid enzymdigestie-oplossing voor met collagenase type II, collagenase type IV en protease XIV met perfusiebuffer.
    3. Bereid de stopbuffer voor door de perfusiebuffer aan te vullen met 5% foetaal rundserum (FBS).
    4. Bereid een compleet kweekmedium voor door 0,1% bovin serumalbumine (BSA), insulinetransferrine-selenium (ITS), 10 mM 2,3-butanedionmonoxiem (BDM), lipideconcentraat en penicilline/streptomycine (P/S) toe te voegen aan M199-medium.
    5. Bereid calciumherintroductiebuffers voor door volledig kweekmedium toe te voegen aan de perfusiebuffer bij uiteindelijke calciumconcentraties van respectievelijk 0,34 mM, 0,68 mM en 1,02 mM.
      OPMERKING: Bereid alle oplossingen voor onder steriele omstandigheden met 0,22 μm filtratie. Bewaar oplossingen tot twee weken op 4 °C, beschermd tegen licht. Voor de isolatie van één muishart, bereid 50 mL EDTA-buffer voor, 100 mL perfusiebuffer (60 mL voor collagenase-oplossing, 10 mL voor stoppende buffer, rest voor perfusie en zwaartekrachtsedimentatie), 60 mL collagenase-buffer en 10 mL stopbuffer.
  2. Voorbereiding van chirurgisch instrument: Steriliseer alle chirurgische instrumenten door te autoclaven vóór de ingreep. Rangschik de volgende gereedschappen achtereenvolgens in het operatiegebied: fijne schaar, gebogen schaar, pincet, gebogen hemostatische tang (Figuur 1A) en spuitpomp (Figuur 1B).

3. Isolatie van cardiomyocyten uit met DOX behandelde harten

OPMERKING: Een schematisch overzicht van de cardiomyocytisolatieprocedure is weergegeven in Figuur 2. Nadat je hebt bevestigd dat alle chirurgische instrumenten, apparatuur en oplossingen klaar zijn, begin je met de isolatie.

  1. Aortaklem en hartexcisie
    1. Doof de muis met 3% isofluraan en bevestig de anesthesie door te controleren op een uitbraak op een teenknijp15.
    2. Zet de muis in een rugligging op het dissectiebord.
    3. Maak een middenlijnincisie door de huid en thoracale wand om het hart bloot te leggen, en snijd de dalende aorta door.
    4. Perfuser 7 mL EDTA-buffer met een gecontroleerde, constante dosering in de basis van de rechterventrikel gedurende ongeveer 1 minuut om snel bloed uit de ventrikels te verwijderen, terwijl blootstelling aan ischemische middelen wordt geminimaliseerd en de hartstructurele integriteit behouden blijft, vooral bij kwetsbare DOX-geblesseerde harten (Figuur 2A).
    5. Klem de opstijgende aorta snel af (Figuur 2B), verwijder het hart en breng het onmiddellijk over in een schaal van 100 mm met ijskoude EDTA-buffer.
      OPMERKING: De totale tijd van thoracotomie tot harttransfer wordt idealiter onder de 2 minuten gehouden om ischemische te minimaliseren.
  2. Perfusie-opstelling
    1. Knip het omliggende weefsel zorgvuldig af.
    2. Plaats het hart in een dissectieschaal met ijskoude perfusiebuffer.
    3. Perfusie 10 mL EDTA-buffer gestaag via de apex van de linker ventrikel met een inwelling needle gedurende 6 minuten om extracellulaire verbindingen te destabiliseren.
    4. Breng het hart over naar een andere 100 mm schotel en verwijder rest-EDTA uit de hartkamers door 3 ml perfusiebuffer gedurende 2 minuten door dezelfde katheter te perfuseren.
      OPMERKING: Observeer hartzwelling tijdens de perfusie en sluit de aorta vast met gebogen hemostatische tang om een gesloten perfusiesysteem te creëren. Beheers zorgvuldig de perfusiesnelheid en druk om overmatige hydrostatische kracht te voorkomen en het risico op een ruptuur in de linker atrium te minimaliseren.
  3. Enzymatische vertering
    1. Breng het verwijderde hart over in een schaaltje van 100 mm met 5 ml enzymdigestieoplossing.
    2. Verbind de inwoningnaald met een 20 mL spuit gevuld met enzymdigestievloeistof en bevestig de naald stevig aan het werkoppervlak van de bioveiligheidskast met sterilisatie-indicatortape.
    3. Plaats de spuit in een micro-injectiepomp en start de perfusie met een gecontroleerde snelheid van 3 min/mL (Figuur 2C).
    4. Perfuser het hart via de linkerventrikel met de enzymoplossing gedurende 60-90 minuten totdat de volledige vertering is bereikt, wat blijkt uit een volledig verlies van weefselelasticiteit en een bleke verkleuring van het ventrikeloppervlak (Figuur 2D). Als na de initiële perfusie een onvolledige vertering wordt waargenomen, dien dan nog eens 15-20 ml enzymoplossing toe voor verdere vertering.
      OPMERKING: Voorkom het loslaten van de naald tijdens het wisselen van de spuit; als deze losraakt, plaats je opnieuw in de oorspronkelijke linker ventrikel om het perfusiepad te behouden.
  4. Weefseldissociatie
    1. Breng het verteerde hart over in een schaaltje van 60 mm met 5 ml stopbuffer.
    2. Scheur het ventrikelweefsel in kleine stukjes met fijne pincetten (Figuur 2E).
    3. Tritureer voorzichtig de ventriculaire weefselsuspensie met een 5 mL pipet om individuele cardiomyocyten te dissociëren (Figuur 2F).
    4. Filter de celsuspensie door een 100 μm celzeef om grote weefselfragmenten te verwijderen.
    5. Spoel de zeef met een extra 5 ml stopbuffer om de celopbrengst te maximaliseren.
      OPMERKING: Voer alle trituratiestappen voorzichtig uit en beperk het pipetten tot maximaal 50 herhalingen om mechanische schade aan de cardiomyocyten te voorkomen.
  5. Herintroductie van calcium
    OPMERKING: Laat de cardiomyocyten 3-4 opeenvolgende perioden van 15 minuten van zwaartekrachtssedimentatie ondergaan in 15 mL centrifugebuizen (Figuur 2G). Na elke sedimentatie verwijder je zorgvuldig 80% van het supernatant en suspendeer je de pellet opnieuw in 3 mL van de daaropvolgende calciumherintroductiebuffer. Verhoog de calciumconcentratie geleidelijk met behulp van de voorbereide gradiëntoplossingen bij stap16.
  6. Celtelling en platering
    1. Kwantificeer celdichtheid met een hemocytometer en bereken het aandeel staafvormige versus afgeronde cardiomyocyten 1,9 (Figuur 2H).
    2. Plaat 1-5 × 105 cellen in platingmedium in 6-wellplaten, voorbekleed met laminine (10 μg/mL) gedurende 1 uur bij 37 °C en gewassen met fosfaatgeborrelde zoutoplossing (PBS). Bereid borden één dag van tevoren voor en bewaar indien nodig bij 4 °C. Verander het medium na 1 uur naar een frisse, voorwarme cultuurmedium en daarna elke 48 uur.
      OPMERKING: Het protocol kan worden gepauzeerd na stap 3.6. Cellen kunnen tot 6 uur in kortdurende kweek worden bewaard voor directe experimenten.

4. Beoordeling van de structurele integriteit van cardiomyocyten door immunokleuring

  1. Fixeer cellen met 4% paraformaldehyde gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur.
  2. Was cellen drie keer met PBS, elk 5 minuten.
  3. Permeabiliseer cellen met 0,1% Triton X-100 in PBS gedurende 10 minuten en spoel drie keer met PBS, elk 5 minuten.
  4. Blokkeer niet-specifieke binding met 1% BSA in PBS gedurende 1 uur.
  5. Incubeer cellen met primaire antistoffen tegen sarcomeric α-actinine 's nachts bij 4 °C.
  6. Was voorzichtig drie keer met PBS en incubeer vervolgens met het juiste fluorescerende secundaire antilichaam gedurende 1 uur op kamertemperatuur.
  7. Was voorzichtig drie keer met PBS, en ga daarna 5 minuten tegenkleuring met DAPI.
  8. Bevestig dekfolies op glazen glijplaten met antifade montagemedium.
  9. Maak beelden met een fluorescentiemicroscoop om kleurpatronen te visualiseren.

5. Analyse van apoptotische signalering in geïsoleerde cardiomyocyten

  1. Eiwitextractie en kwantificatie
    1. Lyse cardiomyocyten in een RIPA-gebaseerde buffer aangevuld met protease- en fosfataseremmers.
    2. Centrifugeer de homogenaten op 12.000 × g gedurende 15 minuten bij 4 °C. Verzamel het supernatant voor verdere analyse.
    3. Bepaal de eiwitconcentratie met behulp van een bicinchoninezuur colorimetrische assay.
  2. Western blot-analyse
    1. Apart 30 μg eiwit op SDS-polyacrylamide gels en de opgeloste eiwitten overbrengen op PVDF-membranen.
    2. Blokkeer de membranen met 5% magere melk in TBS die 1% Tween-20 bevat, en incubeer ze vervolgens een nacht bij 4 °C met primaire antistoffen tegen Bax, Bcl-2 en gespleten caspase-3, belangrijke eiwitmarkers die vaak worden beoordeeld in DOX-cardiotoxiciteitsstudies17.
    3. Incubeer met geschikte mierikswortelperoxidase-geconjugeerde secundaire antistoffen. Signalen detecteren met behulp van een verbeterd chemiluminescentie-reagens en beelden verkrijgen met een digitaal beeldvormingssysteem18.
  3. Data-analyse
    1. Presenteer kwantitatieve gegevens als gemiddelde ± SEM van drie onafhankelijke biologische replicaten.
    2. Voer statistische analyses uit met GraphPad Prism, waarbij tweerichtings-ANOVA wordt toegepast voor vergelijkingen tussen meerdere groepen en tijdstippen, of een ongepaarde tweezijdige t-test voor vergelijkingen tussen twee groepen. Een p-waarde < 0,05 werd als statistisch significant beschouwd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Beoordeling van celopbrengst en levensvatbaarheid

Muizen die DOX ontvingen, vertoonden een duidelijke daling van het lichaamsgewicht ten opzichte van de zoutbehandelde groep (Aanvullende Figuur 1A). De succesvolle vestiging van het acute DOX-geïnduceerde cardiotoxiciteitsmodel werd verder bevestigd door duidelijke verhogingen van serumhartschademarkers, waaronder cTnT en CK (Aanvullende Figuur 1B,C), evenals e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Succesvolle isolatie van hoogwaardige, calciumtolerante volwassen cardiomyocyten is essentieel voor cellulaire studies van de hartpathofysiologie. Dit protocol levert betrouwbaar functionele cardiomyocyten op uit zowel gezonde als pathologische muizenharten, waarbij twee stappen bijzonder cruciaal zijn voor het behoud van cellevensvatbaarheid. Optimaliseer en monitor eerst zorgvuldig de duur van enzymatische perfusie. Onvoldoende vertering veroorzaakt slechte weefseldissociatie en een la...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de Natural Science Foundation of China (subsidie 82230012 en 81830015 aan N. Wang, subsidie 82570478 aan L. Xiao).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
100 mm cell cluture dishesJet Bio-Filtration TCD000100
100 μm cell strainerCorning431752
15 mL centrifuge tubesJet Bio-Filtration CFT011150
50 mL centrifuge tubesJet Bio-Filtration CFT011500
60 mm cell culture dishesJet Bio-Filtration TCD100060
Bovine Serum Albumin (BSA)Sigma-AldrichA1470 
Collagenase IISigma-AldrichC6885
Collagenase IVSigma-AldrichC5138
Curved hemostatic forcepsRWD Life ScienceF22003-10
Curved-end scissorsRWD Life ScienceS12001-09
Fine scissorsRWD Life ScienceS12000-09
ForcepsRWD Life ScienceF13014-12
Indwelling cannula (26G)Becton, Dickinson and Company381312
Insulin-Transferrin-Selenium (ITS)MedChemExpressHY-150287
Isoflurane  RWD Life ScienceR510-22-10
Laminin (murine)Thermo Scientific23017015
Lipid Concentrate (Chemically defined)MedChemExpressHY-K3019
M199 MediumSigma-AldrichM4530
Penicillin-StreptomycinMedChemExpress HY-K1006
Protease XIVSigma-AldrichP5147
Sterilization Indicator TapeMinnesota Mining and Manufacturing (3M)CT060934701
Syringe Pump (ISPLab01)Baoding Shenchen Precision PumpSC-49464A

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Singal, P. K., Iliskovic, N. Doxorubicin-induced cardiomyopathy. N Engl J Med. 339 (13), 900-905 (1998).
  2. Zamorano, J. L., et al. ESC Position paper on cancer treatments and cardiovascular toxicity developed under the auspices of the ESC Committee for practice guidelines: task force for cancer treatments and cardiovascular toxicity of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 37 (36), 2768-2801 (2016).
  3. Xu, C., et al. Usp38 promotes oxidative stress and inflammation and aggravates doxorubicin-induced cardiotoxicity by deubiquitinating and stabilizing pten. Int Immunopharmacol. 167, 115750(2025).
  4. Yue, M. Y., et al. Salviae miltiorrhizae radix et rhizoma protects against doxorubicin-induced cardiotoxicity: A systematic review. Phytomedicine. 148, 157244(2025).
  5. Kong, C. Y., et al. Underlying the mechanisms of doxorubicin-induced acute cardiotoxicity: Oxidative stress and cell death. Int J Biol Sci. 18 (2), 760-770 (2022).
  6. Domínguez Romero, Y., Ortiz Montoya, G., NovoaHerrán, S., Osorio Mendez, J., Gomez Grosso, L. A. Mirna expression profiles in isolated ventricular cardiomyocytes: Insights into doxorubicin-induced cardiotoxicity. Int J Mol Sci. 25 (10), 5272(2024).
  7. Li, H., et al. Optimized Langendorff perfusion system for cardiomyocyte isolation in adult mouse heart. J Cell Mol Med. 24 (24), 14619-14625 (2020).
  8. Gharanei, M., Hussain, A., Janneh, O., Maddock, H. L. Doxorubicin-induced myocardial injury is exacerbated following ischaemic stress via opening of the mitochondrial permeability transition pore. Toxicol Appl Pharmacol. 268 (2), 149-156 (2013).
  9. O'connell, T. D., Rodrigo, M. C., Simpson, P. C. Isolation and culture of adult mouse cardiac myocytes. Methods Mol Biol. 357, 271-296 (2007).
  10. Liu, Y., Dostal, D. E., Tong, C. W. Isolation of adult mouse cardiomyocytes using Langendorff perfusion apparatus. Methods Mol Biol. 2319, 143-152 (2021).
  11. Bongiovanni, C., et al. Protocol for isolating and culturing neonatal murine cardiomyocytes. STAR Protoc. 5 (4), 103461(2024).
  12. Vidyasekar, P., Shyamsunder, P., Santhakumar, R., Arun, R., Verma, R. S. A simplified protocol for the isolation and culture of cardiomyocytes and progenitor cells from neonatal mouse ventricles. Eur J Cell Biol. 94 (10), 444-452 (2015).
  13. Li, L., et al. Preventive effect of erythropoietin on cardiac dysfunction in doxorubicin-induced cardiomyopathy. Circulation. 113 (4), 535-543 (2006).
  14. Zhang, X., et al. Rosmarinic acid alleviates cardiomyocyte apoptosis via cardiac fibroblast in doxorubicin-induced cardiotoxicity. Int J Biol Sci. 15 (3), 556-567 (2019).
  15. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  16. Ackers-Johnson, M., et al. A simplified, Langendorff-free method for concomitant isolation of viable cardiac myocytes and nonmyocytes from the adult mouse heart. Circ Res. 119 (8), 909-920 (2016).
  17. Zhang, X., et al. Fndc5 alleviates oxidative stress and cardiomyocyte apoptosis in doxorubicin-induced cardiotoxicity via activating Akt. Cell Death Differ. 27 (2), 540-555 (2020).
  18. Mahmood, T., Yang, P. C. Western blot: Technique, theory, and troubleshooting. N Am J Med Sci. 4 (9), 429-434 (2012).
  19. Guo, G. R., et al. A modified method for isolation of human cardiomyocytes to model cardiac diseases. J Transl Med. 16 (1), 288(2018).
  20. Judd, J., Lovas, J., Huang, G. N. Isolation, culture, and transduction of adult mouse cardiomyocytes. J Vis Exp. (114), e54012(2016).
  21. Łoboda, A., Zieliński, T., Dulak, J. Cell-free strategies for cardiomyocyte proliferation and heart repair. Pharmacol Rep. , 00805-00807 (2025).
  22. Alam, P., et al. Cardiac remodeling and repair: Recent approaches, advancements, and future perspectives. Int J Mol Sci. 22 (23), 13104(2021).
  23. Seibertz, F., et al. A modern automated patch-clamp approach for high-throughput electrophysiology recordings in native cardiomyocytes. Commun Biol. 5 (1), 969(2022).
  24. Gorski, P. A., Kho, C., Oh, J. G. Measuring cardiomyocyte contractility and calcium handling in vitro. Methods Mol Biol. 1816, 93-104 (2018).
  25. Li, A., Gao, M., Jiang, W., Qin, Y., Gong, G. Mitochondrial dynamics in adult cardiomyocytes and heart diseases. Front Cell Dev Biol. 8, 584800(2020).
  26. Woodcock, E. A., Matkovich, S. J. Cardiomyocytes structure, function and associated pathologies. Int J Biochem Cell Biol. 37 (9), 1746-1751 (2005).
  27. Gan, P., et al. Rbpms is an RNA-binding protein that mediates cardiomyocyte binucleation and cardiovascular development. Dev Cell. 57 (8), 959-973.e7 (2022).
  28. Jia, K., et al. RNA helicase ddx5 maintains cardiac function by regulating camkiiδ alternative splicing. Circulation. 150 (14), 1121-1139 (2024).
  29. Zhuang, L., et al. Dyrk1b-stat3 drives cardiac hypertrophy and heart failure by impairing mitochondrial bioenergetics. Circulation. 145 (11), 829-846 (2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Isolatie van cardiomyocytenmuizenhartmodelcalciumvrije buffermechanische dissociatiemechanismen van hartbeschadigingdetectie van apoptosesarcomeerorganisatieimmunofluorescentie assay

Gerelateerde artikelen