Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Bronchoscopische cytologie en metagenomische sequencing om kankerbehandelingsgerelateerde en infectieuze longschade te onderscheiden

224 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70725

⸱

26 mei 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Respiratory Medicine, Center for Pathogen Biology and Infectious Diseases, The First Hospital of Jilin University, 2Pulmonary and Critical Care Medicine Department, First Hospital of Jilin University, 3Department of Thoracic Surgery, The First Hospital of Jilin University

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om bronchoalveolaire lavagevloeistof (BALF) te evalueren via geïntegreerde bronchoscopiegeleide verzameling, cytologische analyse en metagenomische next-generation sequencing (mNGS). Deze uitgebreide workflow onderscheidt longletsel gerelateerd aan kankerbehandeling nauwkeurig van longinfecties, waardoor precieze en tijdige klinische beslissingen mogelijk zijn.

Samenvatting

Patiënten met longletsel gerelateerd aan kankerbehandeling (CTLI) vertonen vaak niet-specifieke ademhalingssymptomen en radiologische veranderingen die sterk lijken op infectieuze longontsteking of tumorprogressie, wat een aanzienlijke uitdaging vormt voor een definitieve diagnose. Traditionele diagnostische processen, voornamelijk geëvalueerd met bloedbiomarkers en standaard microbiële kweek, kunnen meestal geen duidelijke diagnose stellen en kosten te veel tijd. Hier presenteren we een uitgebreid protocol om CTLI te diagnosticeren door bronchoalveolaire lavagevloeistof (BALF) cytologische analyse te combineren met metagenomische next-generation sequencing (mNGS). De procedurele workflow bestaat uit drie hoofdfasen. Ten eerste wordt gestandaardiseerde bronchoscopie uitgevoerd om hoogwaardige BALF-monsters te verkrijgen. Ten tweede biedt het uitvoeren van cytologische analyse van de verkregen BALF-monsters een momentopname van de longmicro-omgeving. Dit maakt het mogelijk om ontstekingskenmerken te identificeren en te screenen op kwaadaardige cellen om tumorprogressie uit te sluiten. Ten slotte wordt mNGS gebruikt om actieve infectieuze etiologieën te identificeren of uit te sluiten. Deze geavanceerde genomische techniek bereikt snelle, zeer gevoelige en onbevooroordeelde detectie van pathogeen, waarmee de beperkingen van traditionele culturen succesvol worden overwonnen. Representatieve resultaten met deze methode tonen aan dat deze aanpak effectief immuungerelateerde pneumonitis kan onderscheiden van actieve longinfecties of tumorprogressie. In vergelijking met traditionele diagnostische methoden heeft dit protocol het voordeel dat CTLI snel en nauwkeurig wordt onderscheiden van infectieuze etiologieën en occulte maligniteiten. Uiteindelijk verduidelijkt deze gestandaardiseerde workflow klinische diagnoses, stuurt kritische behandelbeslissingen en verbetert patiëntuitkomsten.

Inleiding

Vooruitgang in antitumorbehandelingen, zoals immuuncontrolepuntremmers en gerichte therapieën, heeft de overleving van patiënten aanzienlijk verbeterd, maar ook de incidentie van niet-infectieuze longtoxiciteiten verhoogd, gezamenlijk bekend als kankerbehandelingsgerelateerde longschade (CTLI)1,2,3,4,5,6,7 . Opmerkelijk is dat checkpoint-remmerpneumonitis (CIP) is uitgegroeid tot een dodelijke immuungerelateerde bijwerking, met een totale incidentie van 2–19% en sterftecijfers tot wel 35%. Het diagnosticeren van CTLI vormt een grote klinische uitdaging omdat de niet-specifieke ademhalingssymptomen en radiologische manifestaties—zoals glasopaciteiten, consolidatie of reticulaire opaciteiten—sterk lijken op die van infectieuze longontsteking of tumorprogressie 11,12,13,14.

Momenteel moet een CTLI-diagnose worden gesteld door zorgvuldig andere etiologieën uit te sluiten15. Traditionele diagnostische workflows zijn sterk afhankelijk van bloedbiomarkers en standaard microbiële culturen, die tijdrovend zijn en vaak geen definitievediagnose opleveren. Hoewel een chirurgische longbiopsie duidelijk histopathologisch bewijs levert, maakt de invasieve aard deze ongeschikt voor ernstig zieke kankerpatiënten. Daarom is er een dringende behoefte aan een effectieve, minimaal invasieve diagnostische aanpak. In de klinische praktijk moet het hier beschreven protocol worden toegepast op kankerpatiënten die eerder anti-tumorbehandelingen hebben ontvangen of momenteel ontvangen (bijvoorbeeld immunotherapie of gerichte therapie) en zich presenteren met nieuwe ademhalingssymptomen en longbeeldvorming. Het wordt vooral aanbevolen wanneer CTLI klinisch wordt vermoed, standaard niet-invasieve tests geen duidelijke diagnose geven en de patiënt geen invasieve chirurgische onderzoeken kan verdragen.

Bronchoscopie gecombineerd met bronchoalveolaire lavage (BAL) dient als een minimaal invasieve "vloeibare biopsie" van de onderste luchtwegen24. Door BAL-vloeistof (BALF) cytologische analyse te integreren met metagenomische next-generation sequencing (mNGS), verbetert deze aanpak bestaande diagnostische workflows aanzienlijk. Ten eerste biedt BALF-cytologie een direct momentopname van de pulmonale micro-omgeving; het kan karakteristieke ontstekingskenmerken25 identificeren, zoals lymfocytose en een omgekeerde CD4/CD8-verhouding bij CIP, terwijl tegelijkertijd wordt gescreend op kwaadaardige cellen om tumorprogressie uit te sluiten 26,27,28,29,30. Ten tweede bereikt mNGS snelle, zeer gevoelige en onbevooroordeelde detectie van pathogeen, waarmee de lage detectiepercentages en vertragingen van traditionele culturen worden overwonnen, vooral voor kieskeurige bacteriën of atypische pathogenen 31,32,33,34,35. Het gecombineerde gebruik van deze modaliteiten is aangetoond de detectie van gemengde infecties aanzienlijk te verbeteren en precieze behandelingen te sturen, waardoor de sterfte van patiënten drastisch is verminderd 4,5.

Ondanks dit klinische potentieel is er momenteel geen gestandaardiseerd protocol voor uitgebreide BALF-verzameling en analyse in de context van CTLI. Hier introduceren we een gestandaardiseerd protocol voor het verkrijgen en verwerken van BALF via bronchoscopie, waarbij expliciet cytologische evaluatie wordt gecombineerd met mNGS. De methodologische nieuwigheid van deze workflow ligt in de duale diagnostische mogelijkheden: het maakt gebruik van cytologie om de immuunmicro-omgeving in kaart te brengen en maligniteit uit te sluiten, samen met mNGS om actieve infecties definitief uit te sluiten of uit te sluiten. In vergelijking met traditionele diagnostische methoden biedt dit geïntegreerde protocol het duidelijke voordeel dat CTLI snel en nauwkeurig wordt onderscheiden van infectieuze etiologieën en occulte tumorprogressie. Uiteindelijk versnelt deze gestandaardiseerde workflow de diagnostische tijdlijn en stuurt het tijdige, gerichte klinische interventies (Figuur 1).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol voldoet aan de principes van de Verklaring van Helsinki en is goedgekeurd door de institutionele beoordelingscommissie van ons ziekenhuis. Vooraf aan de procedure werd geïnformeerde toestemming verkregen van alle deelnemers.

1. Voorbereiding op de procedure

  1. Patiëntbeoordeling (binnen 1 week na bronchoscopie)
    1. Haal recente laboratoriumtests, waaronder een volledig bloedtelling en stollingsprofiel, om de veiligheid van een invasieve procedure te waarborgen (Supplementeel Dossier 1).
    2. Maak een 12-afleidings elektrocardiogram.
    3. Beoordeel vitale functies en zorg voor hemodynamische stabiliteit.
    4. Meet de zuurstofsaturatie van de patiënt in rust op kamerlucht om de longfunctie te evalueren.
      OPMERKING: Als de SpO₂ laag is of de patiënt ademhalingsproblemen heeft, overweeg dan een arteriële bloedgasanalyse voor de basislijn PaO₂/PaCO₂.
    5. Screen op alle contra-indicaties.
    6. Geef de patiënt de instructie om minstens 6 uur te vasten en 2 uur voor de procedure geen water te drinken om het aspiratierisico te verkleinen.
    7. Voer direct voor de ingreep orale en neuszuiging en reiniging uit om besmetting van de bovenste luchtwegen te minimaliseren.
  2. Uitrusting en personeelsvoorbereiding
    1. Bereid alle benodigde bronchoscopieapparatuur en monitoringapparatuur voor. Kies een geschikte bronchoscoopgrootte op basis van de luchtweganatomie van de patiënt. Controleer de zuigfunctie van de bronchoscoop.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat noodreanimatieapparatuur, inclusief aanvullende zuurstoftoedieningsapparaten en zuigapparatuur, direct beschikbaar is in de procedurekamer om mogelijke luchtwegcomplicaties te beheersen. Elke gecertificeerde bronchoscopist met standaardopleiding kan deze procedure zelfstandig uitvoeren zonder gespecialiseerde certificeringen.
    2. Verwarm de steriele fysiologische zoutoplossing (0,9% NaCl) die bedoeld is voor lavage tot 37 °C.
    3. Trek 100–150 mL van de verwarmde steriele zoutoplossing op in meerdere 20 mL spuiten om snelle installatie te vergemakkelijken.
  3. Patiëntpositie en monitoringsopstelling
    1. Leg de patiënt op rugligging op de bronchoscopietafel.
    2. Installeer continue monitoringapparatuur voor de patiënt voordat de ingreep begint.
      1. Breng elektrocardiogram (ECG) direct toe op de borst van de patiënt voor continue hartactiviteitsmonitoring.
      2. Verbind een pulsoximeter-sonde aan de vinger van de patiënt om continu de zuurstofsaturatie en pols in het bloed te monitoren.
      3. Bevestig een niet-invasieve bloeddrukmanchet aan de bovenarm van de patiënt om continu de veneuze bloeddruk te detecteren.
  4. Zuurstofondersteuningsapparaat opstellen en spenen na de procedure
    1. Bereid het juiste zuurstofondersteuningsapparaat voor en configureer het op basis van de ademhalingsstatus van de patiënt. Voltooi deze configuratie voordat je de bronchoscopie start.
    2. High-flow neuskanule (HFNC) opstelling
      1. Kies een HFNC-systeem voor patiënten met een SpO-2 ≥ 90% op kamerlucht en geen hypercapnie. Verbind de canule met de patiënt en stel de initiële gasstroom in op ≥60 L/min met eenFiO2 van 1,0. Titreer deFiO2 continu tijdens de procedure omSpO2 ≥ 90% te behouden.
    3. Overgangsstrategie voor niet-invasieve ventilatie (NIV) patiënten
      1. Verwijder het NIV-masker en schakel de patiënt direct voor de bronchoscoop over op een HFNC-systeem. Stel de HFNC-gasstroom in op ≥60 L/min met een FiO2 van 1,0. Voer actieve luchtwegzuiging uit tijdens de onbedekte periode om afscheidingen te verwijderen en de luchtwegopenheid te optimaliseren.
      2. Houd de patiënt nauwlettend in de gaten op desaturatie tijdens de tijdelijke overgang van NIV naar HFNC. Als de SpO₂ onder de 90% zakt en resistent blijft voor zuig- en maximale HFNC-instellingen, moet de bronchoscopieprocedure onmiddellijk worden afgebroken. Breng het NIV-masker direct opnieuw aan om de positieve druk te herstellen of escaleren naar invasieve endotracheale intubatie als de ademhalingstoestand van de patiënt verslechtert.
    4. Invasieve mechanische ventilatie (IMV) opstelling
      1. Stel het getijdenvolume in op 6–8 mL/kg van het voorspelde lichaamsgewicht, FiO₂ tot 1,0, positieve eind-uitademingsdruk (PEEP) op 5–8 cmH₂O, en de ademhalingsfrequentie op 12–16 ademhalingen/min. Plaats de bronchoscoop direct door de gevestigde endotracheale buis.
    5. Houd continue monitoring van vitale functies na voltooiing van de bronchoalveolaire lavage (BAL). Titreer aanvullende zuurstof omSpO2 tussen 92% en 96% te ondersteunen (of 88% tot 92% voor patiënten met chronische hypercapnie).
    6. Controleer of de patiënt aan alle volgende criteria voldoet voordat je de zuurstofondersteuning vermindert: volledige verschijning van sedatie, herstel van beschermende luchtwegreflexen, hemodynamische stabiliteit en afwezigheid van actieve bloedingen of ernstige bronchospasme.
    7. Bij HFNC-afbouwen de-escaleert u eerst de concentratie, gevolgd door de debietsnelheid. Verlaag de FiO₂ in stappen van 5% tot 10% tot het ≤40%. Verlaag vervolgens de debiet in stappen van 5% tot 10%. Stop de HFNC volledig wanneer de patiënt het streef-SpO₂ aanhoudt met een FiO₂ ≤ 35% en een debiet ≤ 20 L/min.
    8. Voor het afbouwen van de NIV zorg ervoor dat de hypoxemie verbetert en de vitale functies stabiel zijn, en ga vervolgens verder met een van twee methoden:
      1. Verlaag de IPAP per aanpassing met 2–3 cmH₂O, verlaag PEEP tot 4–5 cmH₂O en verlaag FiO₂ tot ≤40%.
      2. Voor intermitterende afbouw moet de patiënt overstappen op HFNC om de duur van spontane ademhaling te vergemakkelijken en geleidelijk te verlengen. Start onmiddellijk volledige NIV-ondersteuning opnieuw als de patiënt tachypneu vertoont (>30 ademhalingen/min), tachycardie (>140 slagen/min), ademhalingsspiervermoeidheid, veranderde mentale toestand of SpO₂ < 90%.
    9. Voor het afbouwen van IMV voer je een spontane ademhalingstest uit of een manchetlektest. Pas extubatie uitvoeren nadat de patiënt de proef succesvol heeft doorstaan, voldoende spontane hoeststerkte vertoont en minimale luchtwegafscheidingen vertoont.
  5. Sedatie en anesthesie
    1. Injecteer 15 ml 2% lidocaïne in het neusslijmvlies en orofarynx, verdeeld over 2–5 doses.
    2. Geef 10 ml 2% lidocaïne in verdeelde doses via het werkkanaal van de bronchoscoop. Breng deze doses stap voor stap toe terwijl je de bronchoscoop in de luchtweg brengt om het tracheale slijmvlier, de carina en de bronchiale boom te bedekken.
      OPMERKING: De absolute maximale veilige dosis topische lidocaïne is onzeker. Toxiciteit treedt meestal op wanneer de serumconcentratie meer dan 5 μg/mL bedraagt, maar subjectieve bijwerkingen kunnen optreden bij lagere concentraties. Houd zorgvuldig de totale hoeveelheid toegediende verdoving bij.
    3. Dien systemische sedatie toe volgens de voorkeur van de patiënt, de angst en de verwachte tolerantie voor de procedure om voldoende anesthesie te garanderen, het comfort van de patiënt te maximaliseren en hoesten te verminderen. Dien midazolam toe 2–2,5 mg via een langzame intraveneuze injectie, of verlaag de dosis tot 0,5–1 mg voor zwakke of oudere patiënten36.
    4. Monitor SpO₂, ECG en niet-invasieve bloeddruk (NIBP) worden continu toegepast37.
      OPMERKING: Systemische sedatie verhoogt aanzienlijk het risico op refractaire hypoxemie, inzakking van de luchtwegen en spoedintubatie van de luchtpijp. Houd de patiënt gedurende de procedure nauwlettend in de gaten.

2. BAL-procedure

OPMERKING: Voer de BALF-afnemingsprocedure strikt uit volgens standaardprotocollen en klinische richtlijnen.

  1. Selectie van het doellongsegment (Figuur 2)
    1. Bekijk de meest recente high-resolution thorax computertomografie (HRCT) scan van de patiënt voorafgaand aan de procedure om de precieze anatomische verdeling van de longziekte vast te stellen.
    2. Selecteer het doellongsegment voor de BAL op basis van de specifieke ziekteverdeling die op de HRCT-scan is vastgesteld.
    3. Geef de bronchoscoop opdracht om de spoeling uit te voeren in het meest radiografisch getroffen segment of het segment dat de snelste progressie vertoont voor lokale of duidelijk asymmetrische ziekte.
    4. Richt de bronchoscoop op het spoelen van ofwel de rechter middelste kwab of de lingula van de linker bovenkwab voor diffuse of symmetrische ziekten, aangezien deze anatomische plaatsen doorgaans een adequate vloeistofterugvoer leveren.
  2. Prelavage en het weggooien van het monster
    1. Voer 20–30 mL verwarmde zoutoplossing door de bronchoscoop in het geklemde segment. Wacht 20–30 seconden.
    2. Pas een zachte zuiging uit (negatieve druk 50–100 mmHg) om de vloeistof terug te aspireren. Verzamel deze eerste aliquot in een val en gooi hem weg zonder hem voor analyse te sturen, omdat hij slijm en bronchiale resten kan bevatten.
  3. Hoofdlavageprocedure
    1. Verbind een steriele spuit met 0,9% normale zoutoplossing stevig op de werkkanaalpoort van de bronchoscoop.
    2. Injecteer 20 mL zoutoplossing via het werkkanaal over 3–5 seconden. Pauzeer onmiddellijk 5–10 seconden na injectie, zodat de vloeistof volledig kan verspreiden en zich door de zwaartekracht in de distale alveolaire ruimtes kan vestigen.
    3. Pas een zachte zuiging toe om de ingedringde vloeistof terug te winnen in een steriele verzamelval. Houd een zuigdruk onder de 100 mmHg om significante inzakking van de luchtwegen of schade aan het luchtwegslijmvlies te voorkomen.
    4. Herhaal de instillatie-, pauze- en zuigsequentie strikt totdat het totale geïnfuseerde volume tussen 100 en 150 mL ligt, om te garanderen dat het monster van de onderste luchtwegen adequaat en representatief is.
      OPMERKING: Monitor continu de vitale functies, zuurstofsaturatie en comfort van de patiënt gedurende de hele procedure. Pauzeer de procedure onmiddellijk als er hevige hoesten of desaturatie optreedt en hervat pas nadat de patiënt stabiel is.
  4. Vloeistofterugwinningstechniek
    1. Gebruik een lage zuigdruk (≤100 mmHg) om instorten van de luchtwegen te voorkomen.
    2. Gebruik een "gepulseerde zuig"-techniek in plaats van continue zuiging: sluit de zuigbuis af en toe af zodat lucht kan mengen, waardoor de vloeistof mobiliseert en voorkomt dat de bronchus tegen de scopie inzakt.
    3. Streef naar een terugwinning van minstens 40–60 mL BALF.
      OPMERKING: Stop met spoelen als de patiënt complicaties ontwikkelt (bijv. bronchospasme, ondraaglijke hypoxemie), zelfs als het volledige volume niet wordt hersteld. Houd de totale proceduretijd voor BAL-instillatie en aspiratie onder de 2–3 minuten om het risico op hypoxie te minimaliseren.
  5. Verzorging na de lavage
    1. Haal de bronchoscoop voorzichtig terug na het voltooien van de BAL.
    2. Zuig eventuele resterende afscheidingen uit de centrale luchtwegen.
      OPMERKING: Ga door met HFNC of NIV-ondersteuning indien gebruikt totdat de patiënt stabiel is in herstel. Houd de patiënt in de gaten op postprocedurele complicaties, zoals bloedingen of pneumothorax.

3. Monsterbehandeling en kwaliteitscontrole

  1. Meting, transport en initiële evaluatie van de BALF
    1. Noteer het volume vloeistof dat terugkomt versus het volume dat direct tijdens de procedure wordt toegediend.
    2. Bereken het herstelpercentage met de volgende formule:
      Herstelpercentage = (volume teruggewonnen / volume geïnstalleerd) × 100%
      OPMERKING: Een herstel van ≥30% wordt over het algemeen beschouwd als een goede BALF-steekproef.
    3. Leg de verzamelde BALF onmiddellijk op ijs. Transporteer de BALF direct naar het laboratorium.
      VOORZICHTIG: Menselijke BALF-monsters zijn mogelijk besmettelijk. Behandel alle monsters met de juiste standaardvoorzorgsmaatregelen.
    4. Observeer en registreer de macroscopische kleur en troebelheid van het BALF-monster vóór de verwerking.
      OPMERKING: Heldere of lichtgele vloeistof zonder zichtbare troebelheid is typisch voor niet-infectieuze toestanden. Een troebel of melkachtig uiterlijk wordt geassocieerd met pulmonale alveolaire protenietose (PAP)38. Purulent vocht wijst op een mogelijke bacteriële infectie. Bloedgetinte vloeistof duidt op mogelijke bloedingen of diffuse alveolaire bloeding39.
  2. Cellevensvatbaarheidsbeoordeling
    1. Verdun de BALF tot een concentratie van ongeveer 1 × 106 cellen/mL met steriele fysiologische zoutoplossing.
    2. Meng de verdunde BALF met Trypan blue in een volumeverhouding van 1:1 om een reactiemengsel van 20 μL te krijgen.
      VOORZICHTIG: Trypan blue is een giftige chemische stof en vermoedelijk kankerverwekkend.
    3. Incubeer het reactiemengsel 3 minuten op kamertemperatuur (ongeveer 25 °C).
    4. Plaats het mengsel op een hemocytometer. Onderzoek de cellen onder een lichtmicroscoop met weinig vermogen.
    5. Tel minimaal 200 cellen om systematisch de levensvatbaarheid van de cellen te bepalen.
      OPMERKING: Levensvatbare cellen blijven ongekleurd, transparant en morfologisch intact, terwijl niet-levensvatbare cellen de blauwe kleurstof opnemen. Een initiële cellevensvatbaarheid van >90%–95% is vereist om betrouwbare downstream cytologietellingen te garanderen.
  3. Aliquotverdeling
    1. Verdeel de BALF in aangewezen buizen voor verschillende analyses tijdens de lavage-operatie.
    2. Merk Tube 1 aan als "afgedankt" voor de eerste teruggestuurde aliquot.
    3. Wijs buis 2 aan voor microbiologie en wijs 10–20 mL BALF toe voor de pathogene (bijv. mNGS).
      OPMERKING: Voer routinematige bacteriële Gram-kleuring/kweek, schimmelkleuring/kweek, zuurvaste bacillus (AFB) uitstrijkje en PCR gelijktijdig uit in de klinische praktijk.
    4. Wijs buis 3 aan voor cytologie en reserveer minstens 10 mL voor totale en differentiële celtellingen.
    5. Merk buis 4 aan als optionele reserve en sla eventuele resterende vloeistof op (bij 4 °C voor korte termijn of -80 °C voor langere termijn) voor aanvullende tests.
      OPMERKING: Bevries het mNGS-monster onmiddellijk bij -80 °C als de test niet direct kan beginnen. Procescytologiemonsters vers; als er vertraging wordt verwacht, koel het monster dan tot 24 uur op 4 °C om de celmorfologie te behouden.

4. Laboratoriumverwerking van BALF

  1. Totaal aantal cellen
    1. Draai de buis om de BALF voorzichtig te mengen en de cellen opnieuw te suspenderen.
    2. Verdun de BALF met een passende hoeveelheid steriele fysiologische zoutoplossing als het monster macroscopische slijmproppen en vuil bevat.
    3. Maak een stuk steriel medisch gaas grondig nat met steriele zoutoplossing voordat je het filtert. Filter het verdund monster door twee lagen van het voorbevochtigde steriele medische gaas.
    4. Verzamel het filtraat in een steriele verzamelbuis. Tel het totaal aantal genucleeerde cellen met behulp van een hematologie-analyzer.
      OPMERKING: Lage epiteelcelcontaminatie (<5% van de cellen) en een minimaal aandeel rode bloedcellen (<10%) wijzen op een hoogwaardig alveolair monster.
  2. Differentiële celtelling
    1. Breng 1 mL van het goed gemengde BALF-monster over in een 1,5 mL microbuis. Centrifugeer de microbuis op 211 × g gedurende 5 minuten om de cellen te concentreren.
    2. Verwijder het supernatant, zodat precies 50–100 μL vloeistof in de microbuis blijft. Suspendeer de celpellet grondig opnieuw in het resterende supernatant.
    3. Pipet 10–20 μL van de resuspendeerde celsuspensie op het oppervlak van een schoon glazen schuil, nabij de matte rand.
    4. Houd een tweede schone glazen glijbaan onder een hoek van 30–45° ten opzichte van de eerste glijbaan. Duw de tweede glijbaan naar voren met een zachte wig-uitstrijktechniek om een dunne, uniforme celuitstrijkje te creëren.
    5. Herhaal stappen 4.2.3 tot 4.2.4 om 2–3 identieke dia's voor te bereiden.
    6. Laat de uitgesmeerde glaasjes volledig aan de lucht drogen bij kamertemperatuur.
    7. Beits de dia's met de Wright-Giemsa-methode.
    8. Bekijk de gekleurde glaasprozen onder een lichtmicroscoop met een hoogvermogen olie-onderdompelingsobjectief (1.000× vergroting).
    9. Identificeer en categoriseer minstens 400 cellen om het differentiële aantal cellen te bepalen.
      OPMERKING: Houd alle BALF-monsters met een hoge klinische verdenking van maligniteit bij 4 °C en stuur ze binnen 2 uur na monsterafname in bij het centrale pathologielaboratorium voor gestandaardiseerde cytocentrifugatie.
  3. mNGS-pijpleiding
    1. Inactiveer het bronchoalveolaire spoelvloeistof (BALF) door het 30 minuten te incuberen bij 65 °C.
    2. Breng 0,5 mL van het geïnactiveerde BALF-monster over in een 1,5 mL microcentrifugebuis met 1 g 0,5 mm glaskorrels.
    3. Bevestig de microcentrifugebuis op een horizontaal platform op een vortexmixer. Beweeg het mengsel 30 minuten op 2.800–3.200 rpm om mechanische verstoring van microbiële celwanden en daaropvolgende DNA-afgifte te faciliteren.
    4. Centrifugeer de buis kort om de kralen te laten zakken en breng voorzichtig 0,3 mL van het supernatant over in een nieuwe 1,5 mL microcentrifugebuis.
    5. Haal totale nucleïnezuren uit het supernatant met behulp van een microvolume DNA-extractiekit, strikt volgens de instructies van de fabrikant.
    6. Meet de concentratie van het geëxtraheerde DNA met een fluorometer.
    7. [PAUZEPUNT] Bewaar het geëxtraheerde DNA bij -20 °C voor kortdurend gebruik of -80 °C voor langdurige opslag als de bibliotheekvoorbereiding niet onmiddellijk wordt uitgevoerd.
    8. Bouw de metagenomische bibliotheken uit het geëxtraheerde DNA met behulp van een ultra-low input library preparation kit.
    9. Inspecteer de gebouwde bibliotheken om te zorgen voor geschikte fragmentgroottes en voldoende concentratie.
    10. Sequencen de gekwalificeerde bibliotheken op een high-throughput sequencingplatform.
  4. Analyse van sequencinggegevens
    1. Elimineer lage kwaliteit lees- en adaptersequenties uit de ruwe sequencingdata met behulp van sequencingsoftware.
    2. Discard leest met een lengte korter dan 35 basenparen (bp), leest met lage complexiteit en leest met een Phred-kwaliteitsscore (Q-score) onder 20.
    3. Lijn de hoogwaardige reads af op het menselijke referentiegenoom (versie hg38) met behulp van een Burrows-Wheeler Alignment-algoritme om menselijke DNA-sequenties te identificeren.
    4. Verwijder de uitgelijnde menselijke hostsequenties om de niet-host sequencinggegevens te isoleren.
    5. Blast de resterende niet-gast sequencing leest af tegen een classificatiereferentiedatabase om microbiële informatie op soortniveau te verkrijgen. Bouw de database op basis van gepubliceerde microbiële genoomdatabases, zoals de referentiesequentiedatabase van het National Center for Biotechnology Information (NCBI). Zorg ervoor dat het uitgebreide ziekteverwekkergegevens bevat (bijv. 25.863 ziekteverwekkers, bestaande uit 12.142 bacteriën, 2.680 schimmels, 10.061 virussen, 654 parasieten, 206 mycobacteriën en 120 mycoplasma/chlamydia).
    6. Stel negatieve ('Geen template'-controle, NTC) en positieve controles vast door ze te verwerken via identieke extractie-, bibliotheekvoorbereidings- en bio-informatica-analyseprocedures.
    7. Onderzoek het streng toegewezen leesgetal (SMRN) en de genomische dekking voor diagnostische beoordeling.
      OPMERKING: SMRN duidt de hoeveelheid sequenties aan die precies zijn uitgelijnd met het micro-organisme op soortniveau.
    8. Classificeer een bacterieel, schimmel-, mycoplasma- of chlamydia-mNGS-resultaat als positief als het micro-organisme niet wordt gedetecteerd in het NTC EN de genomische dekking in de top 10 van dezelfde geslachtscategorie behoort, OF als de verhouding van SMRN_sample tot SMRN_NTC > 10 is (wanneer SMRN_NTC ≠ 0).
    9. Bevestig dat de SMRN_sample voldoet aan de volgende minimale drempels voor een positief resultaat: ≥3 voor bacteriën, schimmels, mycoplasma's en chlamydia's; ≥100 voor parasieten; en ≥1 voor Mycobacterium tuberculosis.
    10. Classificeer een viraal mNGS-resultaat als positief als het virus niet wordt gedetecteerd in de NTC, OF als de verhouding van SMRN_sample tot SMRN_NTC >5 is (wanneer SMRN_NTC ≠ 0).
    11. Bevestig dat de SMRN_sample voor virussen ≥1 is.
    12. Stel een lijst samen van kandidaatpathogenen met hun leeswaarden of relatieve abundantie.
    13. Noteer alle antibioticaresistentiegenen of virulentiefactoren die door de bio-informatica-pijplijn zijn geïdentificeerd.
    14. Definieer een significante impact door het aantal reads, statistische vergelijking met controlegroepen en klinische relevantie te combineren.
    15. Beoordeel of elke geïdentificeerde pathogeen de klinische situatie kan verklaren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Door het bovenstaande gestandaardiseerde protocol te volgen, kunnen clinici reproduceerbaar hoogwaardige BALF-monsters verkrijgen en zowel cellulaire als genomische analyses gebruiken om CTLI te onderscheiden van zijn mimics. Hieronder presenteren we een representatief resultaat van onze zaak om typische bevindingen te illustreren. Een 68-jarige vrouw met stadium IV slecht gedifferentieerde longkanker (primaire tumor in de rechter pleuraregio) op pembrolizumab-immunotherapie wordt gepres...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In het huidige tijdperk van kankertherapie blijven behandelingsgerelateerde orgaanletsels, zoals die veroorzaakt door immuuncheckpointremmers (ICI's), een grote klinische zorg die de voortgang van de behandeling kan beperken of zelfs levensbedreigend kan zijn 3,4. Onder door ICI veroorzaakte immuungerelateerde bijwerkingen (irAE's) heeft pneumonitis veel aandacht gekregen als primaire oorzaak van fatale uitkomsten

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende belangen hebben.

Verklaring van AI-ondersteuning:
De auteurs geven het gebruik van AI-ondersteunde technologieën aan tijdens de voorbereiding van dit manuscript. Specifiek werd Gemini by Google uitsluitend gebruikt om de Engelse taal te verfijnen, grammaticale fouten te corrigeren en ervoor te zorgen dat de structurele opmaak voldeed aan de richtlijnen van het tijdschrift. De AI-tool werd niet gebruikt voor datageneratie, analyse of interpretatie van wetenschappelijke resultaten. Alle auteurs hebben de gegenereerde tekst grondig beoordeeld, noodzakelijke bewerkingen aangebracht en de volledige verantwoordelijkheid genomen voor de wetenschappelijke nauwkeurigheid en integriteit van het uiteindelijke manuscript.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Health Technology Capacity Improvement Project van de Jilin Provincial Health Commission (subsidienummer 2023JC007).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2% lidocaineHunan KelunN/ALokaal verdovingsmiddel voor luchtwegslijmvlies.
0.5 mm glazen kralenSigmaN/AGebaten voor mechanische verstoring van de celwand van microben.
BF-260 elektronische bronchoscoopOlympusN/ADe bronchoscoop wordt gebruikt om alveolaire laavagevloeistof te verkrijgen.
Burrows-Wheeler-uitlijningOpen Source0.7.17(RRID:SCR_010910)Algoritme voor het toewijzen van sequenties aan het menselijk genoom.
Hoge-stroom bevochtigde zuurstoftherapie-instrumentBMC MedicalN/AEen bepaalde stroom, verwarmde en bevochtigde ademlucht voor patiënten met spontane ademhaling bieden.
VortexmixerScientific IndustriesN/AScientific Industries
MidazolamJiangsu EnhuaN/ASystemische sedativa voor patiëntencomfort.
Nextseq 550-platformIlluminaN/ADe gensequentie om het genoom in BALF te sequentiëren
QIAseq Ultralow Input Library KitTiangenN/AKit voor het bouwen van een metagenomische bibliotheek
Qubit 4.0Thermo Fisher ScientificN/AInstrument voor het detecteren van BALF-nucleïnezuurgehalte
TIANamp Micro DNA Kit DP316TiangenN/AHet DNA-extractiekit om totale nucleïnezuren uit BALF te extraheren
TrypanblauwBiosharpN/AKleurstof gebruikt voor celviabiliteitsbeoordeling.
 WaterbadJoanN/AGebaten voor BALF-monsterinactivatie bij 65 °C.
Wright-Giemsa-kleuringyuanmuN/AGebaten voor differentiële celkleuring.
XN-9000 hematologie-analyzerSysmexSN-13699Hematologie-analyzer voor het tellen van de totale gekernde cellen uit BALF-monster

Referenties

  1. Li, Z., et al. Effects and potential mechanisms of the ultra-high dose rate radiotherapy on lung injury: a review. Radiat Oncol. 20 (1), 161(2025).
  2. Kormish, J., et al. Temporal and spatial patterns of inflammation and tissue injury in patients with postoperative respiratory failure after lung resection surgery: a nested case-control study. Int J Mol Sci. 24 (12), 10051(2023).
  3. Xie, X., et al. Fatal toxic effects related to EGFR tyrosine kinase inhibitors based on 53 cohorts with 9,569 participants. J Thorac Dis. 12 (8), 4057-4069 (2020).
  4. Hazama, K., et al. Disproportionality analysis of adverse events in advanced lung cancer treated with atezolizumab plus platinum-based combination chemotherapy. J Pharm Health Care Sci. , (2025).
  5. Iwasa, E., et al. Interstitial lung disease as an adverse drug reaction in Japan: exploration of regulatory actions as a basis for high reporting. Drug Saf. 43 (11), 1121-1131 (2020).
  6. Imran, S., et al. Immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis: acute lung injury with rapid progression and organising pneumonia with less severe clinical disease. Histopathology. 81 (6), 724-731 (2022).
  7. Zou, T., et al. A real-world disproportionality analysis of the US Food and Drug Administration adverse event reporting system events for durvalumab. BMC Pharmacol Toxicol. 25 (1), 97(2024).
  8. Naidoo, J., et al. Pneumonitis in patients treated with anti-programmed death-1/programmed death ligand 1 therapy. J Clin Oncol. 35 (7), 709-717 (2017).
  9. Suresh, K., et al. Pneumonitis in non-small cell lung cancer patients receiving immune checkpoint immunotherapy: incidence and risk factors. J Thorac Oncol. 13 (12), 1930-1939 (2018).
  10. Wang, D. Y., et al. Fatal toxic effects associated with immune checkpoint inhibitors: a systematic review and meta-analysis. JAMA Oncol. 4 (12), 1721-1728 (2018).
  11. Hou, Z., et al. Pirfenidone for grade 2 and grade 3 radiation-induced lung injury: a multicentre, open-label, randomised, phase 2 trial. Lancet Oncol. 26 (12), 1552-1562 (2025).
  12. Huang, A., et al. Radiographic features and prognosis of early- and late-onset non-small cell lung cancer immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis. BMC Cancer. 21 (1), 634(2021).
  13. Shroff, G. S., et al. Drug-induced lung disease in the oncology patient: from cytotoxic agents to immunotherapy. Clin Chest Med. 45 (2), 325-337 (2024).
  14. Kuhlman, J. E. The role of chest computed tomography in the diagnosis of drug-related reactions. J Thorac Imaging. 6 (1), 52-61 (1991).
  15. Nissen, A., et al. Advances in noninvasive imaging for detecting radiation-induced lung injury (RILI). Int J Radiat Biol. , 1-13 (2025).
  16. Gosangi, B., et al. Imaging features of toxicities associated with immune checkpoint inhibitors. Eur J Radiol Open. 9, 100434(2022).
  17. Teng, P., et al. Severe community-acquired pneumonia with disseminated infection caused by highly virulent Pseudomonas aeruginosa: successful treatment of a case. J Inflamm Res. 18, 12817-12824 (2025).
  18. Wang, C. C., et al. Acute fibrinous and organizing pneumonia presents as right lung upper lobe cavitary lesion: case report and literature review. Medicine (Baltimore). 104 (39), e44915(2025).
  19. Li, Q., et al. Psittacosis chlamydia pneumonia complicated with organizing pneumonia: a case report and literature review. Front Med (Lausanne). 12, 1670456(2025).
  20. Lin, X., et al. Expert consensus on cancer treatment-related lung injury. J Thorac Dis. 17 (4), 1844-1875 (2025).
  21. Zhang, Y., Shen, W. X., Li, P., Chen, M. B., Zhou, L. N. Serum interleukin levels predict occurrence of acute radiation pneumonitis and overall survival in thoracic tumours. Clin Invest Med. 48 (1), 29-38 (2025).
  22. Loy-Caraos, G., et al. PNA-FISH-based chromosome aberration frequency and serum IL-6 as predictive biomarkers for radiation therapy-induced pneumonitis in lung cancer patients. Radiat Res. 204 (2), 127-142 (2025).
  23. Zhang, X., et al. Integrated omics characterization reveals reduced cancer indicators and elevated inflammatory factors after thermal ablation in non-small cell lung cancer patients. Respir Res. 25 (1), 309(2024).
  24. Luo, T., et al. Preclinical models of immune checkpoint inhibitors-related interstitial pneumonia for anti-PD1 tumor immunotherapy. Immunobiology. 230 (2), 152884(2025).
  25. Xiao, L., et al. Early prediction of radiation pneumonitis in patients with lung cancer treated with immunotherapy through monitoring of plasma chemokines. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 122 (5), 1238-1247 (2025).
  26. Lin, X., et al. Comprehensive analysis of the immune microenvironment in checkpoint inhibitor pneumonitis. Front Immunol. 12, 818492(2021).
  27. Suresh, K., et al. The alveolar immune cell landscape is dysregulated in checkpoint inhibitor pneumonitis. J Clin Invest. 129 (10), 4305-4315 (2019).
  28. Strippoli, S., et al. Cellular analysis of bronchoalveolar lavage fluid to narrow differential diagnosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in metastatic melanoma. J Transl Med. 18 (1), 473(2020).
  29. Johkoh, T., et al. Chest CT diagnosis and clinical management of drug-related pneumonitis in patients receiving molecular targeting agents and immune checkpoint inhibitors: a position paper from the Fleischner Society. Chest. 159 (3), 1107-1125 (2021).
  30. Davidson, K. R., Ha, D. M., Schwarz, M. I., Chan, E. D. Bronchoalveolar lavage as a diagnostic procedure: a review of known cellular and molecular findings in various lung diseases. J Thorac Dis. 12 (9), 4991-5019 (2020).
  31. Ungvári, T., et al. The possible role of some laboratory parameters in predicting radiation-induced lung injury after breast cancer treatment. Orv Hetil. 166 (29), 1153-1159 (2025).
  32. Park, S. H., et al. Predictive factors for severe radiation-induced lung injury in patients with lung cancer and coexisting interstitial lung disease. Radiother Oncol. 192, 110053(2024).
  33. Lin, X., et al. Peripheral blood biomarkers for early diagnosis, severity, and prognosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in patients with lung cancer. Front Oncol. 11, 698832(2021).
  34. Arora, S., Walker, S. M., Cummings, K. W., Hammer, M. M. Pneumonia in immunocompromised patients. Radiographics. 45 (12), e250021(2025).
  35. Domagala-Kulawik, J. The relevance of bronchoalveolar lavage fluid analysis for lung cancer patients. Expert Rev Respir Med. 14 (3), 329-337 (2020).
  36. Du Rand, I. A., et al. British Thoracic Society guideline for diagnostic flexible bronchoscopy in adults: accredited by NICE. Thorax. 68, Suppl 1. i1-i44 (2013).
  37. Wahidi, M. M., et al. American College of Chest Physicians consensus statement on the use of topical anesthesia, analgesia, and sedation during flexible bronchoscopy in adult patients. Chest. 140 (5), 1342-1350 (2011).
  38. Jouneau, S., Ménard, C., Lederlin, M. Pulmonary alveolar proteinosis. Respirology. 25 (8), 816-826 (2020).
  39. Maldonado, F., Parambil, J. G., Yi, E. S., Decker, P. A., Ryu, J. H. Haemosiderin-laden macrophages in the bronchoalveolar lavage fluid of patients with diffuse alveolar damage. Eur Respir J. 33 (6), 1361-1366 (2009).
  40. Olsen, H. H., Grunewald, J., Tornling, G., Sköld, C. M., Eklund, A. Bronchoalveolar lavage results are independent of season, age, gender and collection site. PLoS One. 7 (8), e43644(2012).
  41. Meyer, K. C., et al. An official American Thoracic Society clinical practice guideline: the clinical utility of bronchoalveolar lavage cellular analysis in interstitial lung disease. Am J Respir Crit Care Med. 185 (9), 1004-1014 (2012).
  42. Whitley, R. J., Roizman, B. Herpes simplex virus infections. Lancet. 357 (9267), 1513-1518 (2001).
  43. Li, H., et al. Prediction of primary biliary cholangitis among health check-up population with anti-mitochondrial M2 antibody positive. Clin Mol Hepatol. 31 (2), 474-488 (2025).
  44. Wakabayashi, S. I., et al. Emergence of anti-mitochondrial M2 antibody in patient with angioimmunoblastic T-cell lymphoma. Clin J Gastroenterol. 11 (4), 302-308 (2018).
  45. Madrid, F. F., et al. Autoantibodies in breast cancer sera are not epiphenomena and may participate in carcinogenesis. BMC Cancer. 15, 407(2015).
  46. Nisihara, R., et al. Anti-nuclear antibodies in patients with breast cancer. Clin Exp Immunol. 193 (2), 178-182 (2018).
  47. Mohammed, M. E., Abdelhafiz, K. Autoantibodies in the sera of breast cancer patients: antinuclear and anti-double stranded DNA antibodies as example. J Cancer Res Ther. 11 (2), 341-344 (2015).
  48. Khan, M. B., Kaur, A., Ali, A., Boris, A., Spitalewitz, S. Complete resolution of paraneoplastic membranous nephropathy following curative therapy of triple-negative breast cancer. Cureus. 13 (9), e18125(2021).
  49. Sun, X., et al. Immune-related adverse events associated with programmed cell death protein-1 and programmed cell death ligand 1 inhibitors for non-small cell lung cancer: a PRISMA systematic review and meta-analysis. BMC Cancer. 19 (1), 558(2019).
  50. Miao, Q., et al. Microbiological diagnostic performance of metagenomic next-generation sequencing when applied to clinical practice. Clin Infect Dis. 67, Suppl 2. S231-S240 (2018).
  51. Chen, J., et al. Metagenomic next-generation sequencing for concurrent diagnosis of infections and malignancies in patients with lung lesions: a single-center prospective study. Sci Rep. 15 (1), 33721(2025).
  52. Liang, W., et al. Diagnostic strategy of metagenomic next-generation sequencing for gram negative bacteria in respiratory infections. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 23 (1), 10(2024).
  53. Hauser, S., et al. A metagenomics method for the quantitative detection of bacterial pathogens causing hospital-associated and ventilator-associated pneumonia. Microbiol Spectr. 11 (6), e0129423(2023).
  54. Li, H., et al. Detection of pulmonary infectious pathogens from lung biopsy tissues by metagenomic next-generation sequencing. Front Cell Infect Microbiol. 8, 205(2018).
  55. Liu, H., Zhang, Y., Yang, J., Liu, Y., Chen, J. Application of mNGS in the etiological analysis of lower respiratory tract infections and the prediction of drug resistance. Microbiol Spectr. 10 (1), e0250221(2022).
  56. Dickson, R. P., Erb-Downward, J. R., Martinez, F. J., Huffnagle, G. B. The microbiome and the respiratory tract. Annu Rev Physiol. 78, 481-504 (2016).
  57. Huang, M. Q., Zheng, T. T., Wang, X. R., Xiang, F. The clinical value of metagenomic next-generation sequencing in Pneumocystis jirovecii pneumonia. Infect Drug Resist. 17, 69-80 (2024).
  58. Li, Y., et al. Optimization of decision thresholds for Mycobacterium tuberculosis can effectively improve the performance of mNGS in tuberculosis diagnosis. Front Cell Infect Microbiol. 15, 1646194(2025).
  59. Mei, J., et al. Diagnostic role of mNGS in polymicrobial periprosthetic joint infection. J Clin Med. 12 (5), (2023).
  60. Wang, J., Han, Y., Feng, J. Metagenomic next-generation sequencing for mixed pulmonary infection diagnosis. BMC Pulm Med. 19 (1), 252(2019).
  61. Qiang, P., et al. A new era in lower respiratory tract infections management: synergy between mNGS and CMTs in patients with hematological disorders. Diagn Microbiol Infect Dis. 114 (2), 117158(2026).
  62. Duan, J., et al. Metagenomic analysis identifying a polymicrobial pulmonary infection in a non-HIV immunocompromised patient: a case report. BMC Pulm Med. 25 (1), 12(2025).
  63. Qin, Z., et al. Metagenomic next-generation sequencing contributes to the diagnosis of mixed pulmonary infection: a case report. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 21 (1), 52(2022).
  64. Deng, Z., et al. BALF metagenomic next-generation sequencing analysis in hematological malignancy patients with suspected pulmonary infection: clinical significance of negative results. Front Med (Lausanne). 10, 1195629(2023).
  65. Zhang, P., et al. Metagenomic next-generation sequencing for the clinical diagnosis and prognosis of acute respiratory distress syndrome caused by severe pneumonia: a retrospective study. PeerJ. 8, e9623(2020).
  66. Chiu, C. Y., Miller, S. A. Clinical metagenomics. Nat Rev Genet. 20 (6), 341-355 (2019).
  67. Hasan, M. R., et al. Depletion of human DNA in spiked clinical specimens for improvement of sensitivity of pathogen detection by next-generation sequencing. J Clin Microbiol. 54 (4), 919-927 (2016).
  68. Miller, S., et al. Laboratory validation of a clinical metagenomic sequencing assay for pathogen detection in cerebrospinal fluid. Genome Res. 29 (5), 831-842 (2019).
  69. Zinter, M. S., et al. Pulmonary metagenomic sequencing suggests missed infections in immunocompromised children. Clin Infect Dis. 68 (11), 1847-1855 (2019).
  70. Rodino, K. G., Simner, P. J. Status check: next-generation sequencing for infectious-disease diagnostics. J Clin Invest. 134 (4), (2024).
  71. Simner, P. J., Miller, S., Carroll, K. C. Understanding the promises and hurdles of metagenomic next-generation sequencing as a diagnostic tool for infectious diseases. Clin Infect Dis. 66 (5), 778-788 (2018).
  72. Li, S., et al. One-step diagnosis of infection and lung cancer using metagenomic sequencing. Respir Res. 26 (1), 48(2025).
  73. Liu, B., et al. Onco-mNGS facilitates rapid and precise identification of the etiology of fever of unknown origin: a single-centre prospective study in North China. BMC Infect Dis. 24 (1), 1475(2024).
  74. Gu, W., et al. Detection of cryptogenic malignancies from metagenomic whole genome sequencing of body fluids. Genome Med. 13 (1), 98(2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Diagnose van longletsellongletsel door kankerbehandelingbronchoalveolaire lavagecytologisch onderzoektumorprogressiedetectie van pathogenenlonginfecties
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.