Name: Muizenmodel van achterbeen ischemie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-01-21T00:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 51 s
Description: Leer een chirurgische techniek voor het induceren van eenzijdige achterbeenischemie bij muizen met laser Doppler-perfusiebeeldvorming. Dit model ondersteunt onderzoek naar perifere arteriële ziekte en vasculaire regeneratie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs danken Andrea Axtell, Satoshi Itoh, MD, Jeff Velotta, MD, Grant Hoyt, Robert C. Robbins, MD, Jin Yu, MD, Tim Doyle, PhD, en aan de Stanford Small Animal Imaging Core voor technische ondersteuning. De auteurs danken ook AM Bickford, Inc voor ondersteuning van veterinaire apparatuur. Dit onderzoek werd ondersteund door subsidies voor onderzoek van de National Institutes of Health (R01 HL-75774, R01 CA098303, R21 HL085743, 1K12 HL087746), de Californische tabak Related Disease Research Program van de University of California (15DAT-0257 en 1514RT-0169) , en het California Institute for Regeneratieve Geneeskunde (RS1-00183). NH wordt ondersteund door een beurs van de American Heart Association.

1. Inductie van eenzijdige achterbeen ischemie <ol><li> De chirurgische instrumenten die nodig zijn voor deze operatie zijn onder andere: fijne puntige tang, puntig pincet, lente schaar, chirurgische schaar, naald houder en oprolmechanisme. We maken onze eigen oprolmechanisme met behulp van een paperclip, omdat het kleiner is dan in de handel verkrijgbaar oprolmechanisme. Steriliseer deze instrumenten voorafgaand aan de operatie door een autoclaaf of een hot-kraal sterilisator. Een cauterisatie gereedschap en steriele fijne wees wattenstaafjes zal ook nodig zijn voor deze operatie. Het wordt aanbevolen dat de tools opnieuw gesteriliseerd worden aan de tips die nodig zijn tijdens de procedure. </li><li> Wanneer het gereedschap klaar zijn, plaatst u de muis in de anesthesie-inductie kamer met een 1-3% isofluraan bij 100% zuurstof bij een debiet van 1L/min. </li><li> Laat de muis in de inductie kamer totdat het reageert op prikkels van buitenaf. Verwijder vervolgens het dier uit de inductie kamer. Het wordt aanbevolen om de narcose voorafgaande spoelen van het vak aan de deksel opening, om de blootstelling aan isofluraan verlagen. </li><li> Plaats dan het dier in rugligging op de pre-operationele tafel en sluit deze aan op een continue stroom van isofluraan. Met behulp van een elektrisch scheerapparaat, verwijdert u het haar van het achterbeen. Van toepassing ontharingscrème grondig te verwijderen haren. </li><li> Plaats de muis in rugligging op een gedrapeerde verwarmd pad op de operatietafel, en sluit deze aan een continue stroom van isofluraan. Uit te breiden en zet het achterbeen met een stukje tape. Zodra het achterbeen is veilig, veegt u de huid met betadine drie afwisselende en alcohol scrubs. Voor de rest van de chirurgische procedure, gebruik maken van een dissectie microscoop bij 10X of 20X vergroting om een ​​vergrote weergave van het achterbeen regio te krijgen. </li><li> Met behulp van fijne tangen en chirurgische schaar, maken een incisie van de huid, ongeveer 1 cm lang, vanaf de knie naar de mediale dij. </li><li> Met behulp van fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS)-bevochtigd fijne puntige wattenstaafjes, zacht borsteltje weg onderhuids vetweefsel rondom de dijspier. </li><li> Breng vervolgens de cauterisatie dwars op incise en ontleden via het onderhuidse vetweefsel van de onderliggende femorale slagader te onthullen. </li><li> Gebruik een oprolmechanisme om de wond te openen en om een ​​beter beeld van de onderste extremiteit vaatstelsel te verkrijgen. </li><li> Met behulp van fijn pincet en een fijne puntige wattenstaafje voorzichtig doorprikken van de vliezige femorale schede om de neurovasculaire bundel bloot te leggen. </li><li> Dan, met een schone set van fijne pincet en een wattenstaafje, ontleden en scheiden de femorale slagader van de lies en de zenuw aan het proximale locatie in de buurt van de lies. Na de ontleding, langs een streng van 7-0 zijden hechtdraad onder het proximale uiteinde van de arteria femoralis. Af te sluiten van de proximale femorale slagader met dubbele knopen. Leg de das op het schip als proximale in de wond zo mogelijk om de lengte te verlaten voor de tweede gelijkspel en een tussenliggende segment dat zal worden doorsneden. </li><li> Scheid de femorale slagader van de lies op de distale ligging dicht bij de knie. Passeren een streng van 7-0 hechtdraad onder het distale uiteinde van de arteria femoralis proximaal van de a. poplitea. Af te sluiten van het schip met dubbele knopen. </li><li> Af te sluiten het distale femorale slagader met een tweede set van dubbele knopen net proximaal van de eerste set van knopen. Deze tweede set van de hechtingen zal worden gebruikt voor het grijpen van de slagader tijdens de transactie procedure. </li><li> Ook voor het grijpen doeleinden, af te sluiten van de proximale femorale slagader met een tweede set van dubbele knopen net distaal van de eerste set van knopen. </li><li> Transect het segment van de arteria femoralis tussen de distale en proximale knopen met een fijne puntige wattenstaafje en een paar van de lente schaar. Wees voorzichtig niet te doorboren de lies muur. </li><li> Verwijder het oprolmechanisme en sluit de incisie met 5-0 Vicryl hechtingen. Deze hechtingen hoeven niet verwijderd te worden op een later tijdstip, omdat ze oplossen op hun eigen. </li><li> Zodra de incisie wordt gesloten, plaats het dier op de top van een gedrapeerd verwarmd pad in het herstel kooi en monitor doorlopend tot wakker. </li><li> Na het dier heeft teruggewonnen voor een uur, ga dan verder met de laser Doppler bloed perfusie stap om de ischemie inductie te bevestigen. </li></ol> 2. Laser Doppler Blood Perfusie <ol><li> Om te beginnen de laser Doppler perfusie stap, plaatst u de muis in de anesthesie-inductie kamer met een 1-3% isofluraan bij 100% zuurstof bij een debiet van 1L/min. </li><li> Laat de muis in de inductie kamer totdat het reageert op prikkels van buitenaf. Verwijder vervolgens het dier uit de inductie kamer. Het wordt aanbevolen om de narcose voorafgaande spoelen van het vak aan de deksel opening, om de blootstelling aan isofluraan verlagen. </li><li> Leg het dier op de pre-operatietafel verbonden aan continue stroom van isofluraan. Verwijder vervolgens de haren uit het achterbeen met behulp van een elektrisch scheerapparaat, gevolgd door ontharingscrème als nodig is. </li><li> Na het verwijderen van het haar,Plaats het dier op een 37 ° C verwarmd oppervlak gedurende 5 minuten onder continue stroom van isofluraan. Monitor de kerntemperatuur te euthermia te garanderen, de temperatuur veranderingen zullen sterk van invloed zijn perfusie. </li><li> Na 5 minuten, plaats het dier in rugligging op een niet-reflecterende licht-absorberende oppervlak, zoals groen-gekleurde doek, aangesloten op een continue stroom van isofluraan. Uitbreiding van de achterpoten. </li><li> Draai vervolgens op de laser Doppler imager en de aanschaf software en initialiseren van de software. Geef de grootte van het gezichtsveld en resolutie. Het is het beste te houden op het gebied van uitzicht en pixeldichtheid consistent tussen de dieren om te maken toekomstige analyse gemakkelijker te maken. </li><li> Open een nieuw bestand. Druk op start om te beginnen met het verwerven van de beeldgegevens. Het algemeen, de imager detecteert automatisch de afstand van de muis, maar als daarom wordt gevraagd, geeft u de afstand van het dier naar de imager. De laser zal de grenzen van het gezichtsveld en start vervolgens het verwerven van data. </li><li> Na de acquisitie is afgerond, zal het beeld gaan om een ​​reeks kleuren die indicatief zijn voor het niveau van de bloeddoorstroming naar de benen te tonen. De kleuren kan worden ingesteld op een specifieke perfusie bereik om beter te vergelijken van gegevens tussen de dieren. </li><li> Wanneer de data-acquisitie is voltooid, sla het bestand op. </li><li> Ga dan terug het dier om het herstel kooi en permanent toezicht op het dier tot ontwaken. </li><li> Voor het analyseren van de data, gebruikt u de drempel aanpassing in de analyse software om eventuele ruis af te trekken. Een drempel van 0,2 is meestal een redelijke waarde. Selecteer 2 regio&#39;s van belang, of ROI, dat elk achterbeen te bedekken. Een verscheidenheid aan bezienswaardigheden kan gebruikt worden om de ROI tussen de ledematen en dieren te standaardiseren. Bepaal dan het gemiddeld perfusie en variabiliteit in de ROI. De perfusie verschil en perfusie verhouding tussen de ischemische ledematen en controle ledematen kan dan gemakkelijk worden bepaald. </li><li> Deze procedure kan worden herhaald op veranderingen in de doorbloeding achterbeen te volgen in de tijd. Op een gewenst tijdstip, kan het dier worden gedood voor de beoordeling van weefsel functie en vergelijking met perfusie beeldgegevens. </li></ol> 3. Representatieve resultaten: De anatomie van het achterbeen vasculatuur is weergegeven in figuur 1 2. Een vertegenwoordiger schema van de achterbeen na liesslagader explantatie is weergegeven in figuur 2. Ter bevestiging van de inductie van ischemie van de achterbeen, laser Doppler perfusie beeld analyse toont een dramatische vermindering van de bloedtoevoer naar het ischemische ledematen, in vergelijking met de controle ledemaat, zoals weergegeven in figuur 3. <img src="/files/ftp_upload/old/1035_2009_1_26_9/figure1_1035.png" alt="Figuur 1" width="600" height="406" /> Figuur 1. Anatomie van het achterbeen vasculatuur. Sterretjes geven de locaties van ligatie voor de inductie van ischemie achterbeen. <img src="/files/ftp_upload/old/1035_2009_1_20_7/Niiyama_HLI_Fig2.png" alt="Afbeelding 2" width="600" height="450" /> Figuur 2. Vertegenwoordiger afbeelding van de anatomie van het achterbeen na ligatie van de arteria femoralis in de proximale en distale plaatsen na het verwijderen van de arteria femoralis. <img src="/files/ftp_upload/old/1035_2009_1_20_8/Niiyama_HLI_Fig3.png" alt="Figuur 3" width="600" height="256" /> Figuur 3. Laser Doppler beelden die de bloedstroom voor en na de inductie van ischemie naar links achterbeen (aangegeven met pijl).

<ol><li>Huang, N. F., Niiyama, H., De, A., Cooke, J. P., , <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+and+non-invasive+tracking+of+embryonic+stem+cell-derived+endothelial+cells+for+treatment+of+hindlimb+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Transplantation and non-invasive tracking of embryonic stem cell-derived endothelial cells for treatment of hindlimb ischemia.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
<li>Cook, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCook%2C+MJ+%22The+anatomy+of+the+laboratory+mouse%22">The anatomy of the laboratory mouse</a>. , Academic Press. New York. (1976).</li>
<li>Niiyama, H., Kai, H., Yamamoto, T., Shimada, T., Sasaki, K., Murohara, T., Egashira, K., Imaizumi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+endogenous+monocyte+chemoattractant+protein-1+in+ischemia-induced+neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Roles of endogenous monocyte chemoattractant protein-1 in ischemia-induced neovascularization.</a> J. Am. Coll. Cardiol. 44, 661-666 (2004).</li>
<li>Dokun, A. O., Keum, S., Hazarika, S., Li, Y., Lamonte, G. M., Wheeler, F., Marchuk, D. A., Annex, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+trait+locus+%28LSq-1%29+on+mouse+chromosome+7+is+linked+to+the+absence+of+tissue+loss+after+surgical+hindlimb+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia.</a> Circulation. 117, 1207-1215 (2008).</li>
</ol>

Er zijn een aantal bronnen van variabiliteit te overwegen, terwijl de planning en uitvoering van achterbeen ischemie modellen. Ten eerste kan het niveau van de ischemie variëren afhankelijk van de locatie van de ligatie met betrekking tot die van de zijtakken. Daarom is voor de consistentie van het model, moeten de dieren ondergaan hetzelfde niveau van arteriële ligatie. Een andere bron van variabiliteit in ischemische herstel is gerelateerd aan de leeftijd van de dieren, met de jonge dieren (6-8 weken oud) met een snellere en meer volledige recovery rates dan oudere dieren (8-10 maanden oud), zoals bepaald door hemodynamische (dat wil zeggen Laser Doppler perfusie) of functionele (dwz loopband testen) maatregelen. Voor studies waarin men de beoordeling van een angiogeen agent, kan het de voorkeur om oudere dieren te gebruiken, omdat een groter verschil tussen de groepen kan worden waargenomen met een therapeutische interventie. Omgekeerd, voor studies waarin men de beoordeling van een anti-angiogene factor, kan het de voorkeur aan jongere dieren te gebruiken om effect size 3 te maximaliseren. Indien correct uitgevoerd, moet er een minimale complicaties zoals bloeden, infectie, of mortaliteit. Als bloeden gebeurt door toevallige verstoring van de lies of andere schepen, matige druk met een steriele katoenen tip applicator of gaas moet worden toegepast op de site van bloeding tot het bloeden stopt. Dieren die tekenen van infectie moeten worden behandeld met anti-infectieuze middelen. Dieren vertonen significant gangreen kan nodig zijn om beeuthanized. Deze complicatie komt vaker voor bij oudere dieren, en in sommige stammen, zoals BALB c-muizen 4. Daarnaast kan het achterbeen ischemie model lichte tot matige pijn. Daarom moet analgetica zoals buprenorfine of carprofen worden toegediend als nodig is voor de behandeling van pijn, volgens de aanbevelingen van de IACUC. Tot slot hebben we aangetoond een eenvoudige en reproduceerbare methode voor het bestuderen van PAD in een muizenmodel van achterbeen ischemie. Het achterbeen ischemie model met laser Doppler-analyse is een uitstekend systeem voor het bestuderen van vasculaire pathologie en voor de beoordeling van de therapeutische kandidaten.

<table><tbody><tr><td>Chirurgische instrumenten</td><td>Instrument</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Constix wattenstaafjes</td><td>Instrument</td><td>Contec</td><td>SC-4</td><td></td></tr><tr><td>Betadine (Povidonjodium)</td><td>Reagens</td><td>PDI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70% alcohol</td><td>Reagens</td><td>Kendall</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gefosfateerde gebufferde zoutoplossing (PBS)</td><td>Reagens</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7-0 zijden hechtdraad</td><td>Instrument</td><td>Genzyme</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 vicryl hechtdraad</td><td>Instrument</td><td>Ethicon Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elektrische scheermachine</td><td>Instrument</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cauterisatie-apparaat</td><td>Instrument</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laser Doppler en PeriScan PIM 3 Systeem</td><td>Apparatuur</td><td>Perimed</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

muizenmodel van achterbeen ischemie

Murine Model of Hindlimb Ischemia 

In de Verenigde Staten, perifeer arterieel vaatlijden (PAD) treft ongeveer 10 miljoen mensen, en is ook wereldwijd voorkomt. Medische therapieën voor de symptomatische verlichting zijn beperkt. Chirurgische of endovasculaire ingrepen nuttig zijn voor sommige individuen, maar op lange termijn resultaten zijn vaak teleurstellend. Als gevolg hiervan is er behoefte voor het ontwikkelen van nieuwe therapieën om PAD te behandelen. De muizen achterbeen ischemie voorbereiding is een model van de PAD, en is nuttig voor het testen van nieuwe therapieën. In vergelijking met andere modellen van weefsel ischemie, zoals coronaire of cerebrale slagader afbinden, liesslagader ligatie voorziet in een eenvoudiger model van ischemische weefsel. Andere voordelen van dit model zijn het gemak van de toegang tot de femorale slagader en een lage sterfte. In deze video, tonen we de methodologie voor de muizenmodel van eenzijdige hindimb ischemie. De specifieke materialen en procedures voor het maken en evalueren van het model zal worden beschreven, inclusief de beoordeling van de ledemaat perfusie door een laser Doppler imaging. Dit protocol kan ook worden gebruikt voor de transplantatie en niet-invasieve volgen van cellen, die wordt aangetoond door Huang et al.. 1.

De chirurgische procedure voor het induceren van eenzijdige achterbeen ischemie is aangetoond, met bevestiging van ischemie door een laser Doppler perfusie beeldvorming.

Muizenmodel van achterbeen ischemie

In de Verenigde Staten treft perifeer arterieel longaansluitingsziekte (PAD) ongeveer 10 miljoen mensen, en de aandoening komt wereldwijd veel voor. Medische therapieën voor ...

In de Verenigde Staten treft perifeer arterieel vaatlijden, PAV, ongeveer 10 miljoen personen, in het bijzonder rokers, diabetici en mensen boven de 70 jaar. Het algemene doel van deze chirurgische ingreep is het opwekken van ischemie in de achterpoot door het ligeren van de proximale en distale segmenten van de arteria femoralis. De procedure begint met het anesthetiseren, scheren en positioneren van de muis in rugligging op de operatietafel.Vervolgens wordt een incisie in de huid gemaakt vanaf de knie in de richting van het mediale dijbeen, waarbij de onderliggende arteria femoralis wordt blootgelegd. Daarna wordt de arteria femoralis voorzichtig gescheiden van de vena femoralis. Er worden dubbele knopen gelegd bij zowel de distale als de proximale ligatieplaats.Vervolgens wordt het segment van de arteria femoralis geëxcideerd. De incisieplaats wordt gesloten met hechtingen en het dier krijgt de gelegenheid om te herstellen van de anesthesie. Om de inductie van ischemie in de achterpoot te bevestigen, wordt de geanestheseerde muis in rugligging geplaatst.Vervolgens worden beide achterpoten gescand met de laserdoppler. Het beeld wordt daarna opgeslagen en beoordeeld op perfusie. Hallo, ik ben John Cook.Ik ben professor in de geneeskunde hier bij de afdeling cardiovasculaire geneeskunde aan de Stanford University. Ons laboratorium houdt zich bezig met angiogenese en vasculaire regeneratie. In deze video zullen twee van mijn postdoctorale onderzoekers, Dr. Nan Wong en Hir Niyama, u introduceren in de preparatie van ischemie in de achterpoot van de muis, wat een belangrijk model is voor perifeer arterieel vaatlijden en in ons laboratorium frequent wordt gebruikt om de effecten van groeifactoren en celtherapie op angiogenese te beoordelen.Wij gebruiken deze procedures in ons laboratorium om het effect van uit stamcellen afgeleide endotheelcellen voor vasculaire herstel te bestuderen. Laten we beginnen. De chirurgische instrumenten die nodig zijn voor deze operatie omvatten fijn gepunte pincetten, gepunte pincetten, veerscharen, chirurgische scharen, een naaldhouder en een retractor.We maken onze eigen retractor met een paperclip, omdat deze kleiner is dan de commercieel verkrijgbare versies. Steriliseer deze instrumenten vóór de operatie met een hot-bead sterilisator; voor deze ingreep zijn ook een cauterisatie-instrument en steriele, fijngepunte katoenen swabs nodig. Wanneer de instrumenten gereed zijn, plaatst u de muis in de inductiekamer voor anesthesie met 1 tot 3% isofluoraan in honderd procent zuurstof bij een stroomsnelheid van 1 liter per minuut.Laat de muis in de inductiekamer tot deze niet meer reageert op externe prikkels. Verwijder vervolgens het dier uit de inductiekamer. Plaats het dier daarna in rugligging op de operatietafel en sluit het aan op een continue stroom isofluraan.Verwijder het haar van het achterpootje met een elektrisch scheerapparaat. Breng ontharingscrème aan om het haar grondig te verwijderen. Strek na het scheren van de muis het achterpootje uit en zet dit vast met een stuk plakband.Zodra het achterpoot is vastgezet, wordt de huid gereinigd met drie afwisselende scrubs van Betadine en alcohol. Maak met een fijne pincet en chirurgische schaar een incisie in de huid van ongeveer één centimeter lang, vanaf de knie in de richting van het mediale dijbeen, terwijl de plek vochtig wordt gehouden met wattenstaafjes gedrenkt in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).Borstel voorzichtig het subcutane vetweefsel rondom de dijspier weg. Pas vervolgens de cauterisatie transversaal toe in incisies en ontleed door het subcutane vetweefsel om de onderliggende arteria femoralis bloot te leggen. Gebruik daarna een retractor om de wond te openen en een beter zicht op de vasculatuur van de onderste extremiteit te verkrijgen.Door gebruik te maken van fijne pincetten en een fijngepunte katoenen wattenstaafje, wordt er voorzichtig door de vliezige femorale schede geprikt om het neurovasculaire bundel bloot te leggen. Gebruik vervolgens een schone set fijne pincetten en een wattenstaafje om de arteria femoralis te dissekeren en te scheiden van de vena femoralis en de zenuw op de proximale locatie nabij de lies. Haal na de dissectie een draad 7-0 zijden hechtmateriaal onder het proximale uiteinde van de arteria femoralis door.Sluit de proximale arteria femoralis af met dubbele knopen. Plaats de ligatuur zo proximaal mogelijk in de wond op het vat, zodat er voldoende lengte overblijft voor de tweede ligatuur en een tussenliggend segment dat getransecteerd zal worden. Scheid de arteria femoralis van de vena femoralis op de distale locatie nabij de knie.Haal een draad 7-0 hechtdraad onder het distale uiteinde van de arteria femoralis, proximaal van de arteria poplitea. Occludeer het vat met dubbele knopen. Occludeer de distale arteria femoralis met een tweede set dubbele knopen vlak proximaal van de eerste set knopen.Deze tweede set hechtingen wordt gebruikt om de arterie vast te pakken tijdens de transactieprocedure. Occludeer op dezelfde wijze, voor het vastpakken, de proximale fal-arterie met de tweede set dubbele knopen net distaal van de eerste set knoten. Transecteer het segment van de femoralisarterie tussen de distale en proximale knoten met een fijn gepunte katoenen wattenstaaf en een veerschaar.Wees voorzichtig om de wand van de vena femoralis niet te doorboren. Verwijder de retractor en sluit de incisie met 5-0 quil-hechtingen. Zodra de incisie is gesloten, plaatst u het dier terug in de herstelkooi en monitort u dit totdat het dier wakker is. Nadat het dier een uur heeft kunnen herstellen, gaat u verder met de laser-doppler bloedperfusie.Stap om de inductie van ischemie te bevestigen. Om te beginnen met de stap van laserdopplerperfusie, plaatst u de muis in de inductiekamer voor anesthesie die 1 tot 3% isofluraan in honderd procent zuurstof bevat bij een stroomsnelheid van 1 liter per minuut. Laat de muis in de inductiekamer totdat deze niet meer reageert op externe prikkels.Verwijder vervolgens het dier uit de inductiekamer en plaats het op de preoperatieve tafel die is aangesloten op een continue stroom isofluoraan. Verwijder daarna het haar van het achterpootje met een elektrisch scheerapparaat, gevolgd door ontharingscrème indien nodig. Plaats het dier na het ontharen gedurende vijf minuten op een oppervlak dat is verwarmd tot 37 °C onder een continue stroom isofluoraan.Plaats het dier na vijf minuten in rugligging op een niet-reflecterend, lichtabsorberend oppervlak, zoals een groengekleurde doek die is aangesloten op een continue stroom isofluraan. Strek de achterpoten. Zet vervolgens de laser-doppler-imager en de acquisitiesoftware aan en initialiseer de software.Specificeer de grootte van het gezichtsveld en de resolutie. Het is raadzaam om het gezichtsveld en de pixeldichtheid tussen de dieren consistent te houden. Open een nieuw bestand om toekomstige analyses te vergemakkelijken.Druk op start om te beginnen met het verzamelen van de beeldata. Geef aan wanneer daarom wordt gevraagd wat de afstand van het dier tot de imager is. De laser geeft de grenzen van het gezichtsveld aan en begint vervolgens met het verzamelen van de data.Zodra de acquisitie is voltooid, begint de afbeelding een reeks kleuren te tonen die indicatief zijn voor het niveau van de bloedperfusie naar de poten. De kleuren kunnen worden ingesteld op een specifiek perfusiebereik. Om de gegevens tussen dieren beter te kunnen vergelijken wanneer de gegevensacquisitie is voltooid, slaat u het bestand op, plaatst u het dier vervolgens terug in de herstelkooi en monitort u het dier continu tot het wakker is.Gebruik voor de analyse van de gegevens de drempelwaarde-aanpassing in de analysesoftware om eventuele achtergrondruis te verwijderen. Een drempelwaarde van 0.2 is gewoonlijk een redelijke waarde. Selecteer twee regio's van belang of ROI's die elk gebied van de achterpoten bestrijken.Verschillende referentiepunten kunnen worden gebruikt om de ROI tussen ledematen en dieren te standaardiseren, om vervolgens de gemiddelde perfusie en variabiliteit in de ROI te bepalen. Het perfusieverschil en de perfusieverhouding tussen het ischemische ledemaat en het controleledemaat kunnen vervolgens eenvoudig worden vastgesteld. Deze procedure kan worden herhaald om veranderingen in de perfusie van de achterpoot te volgen.Na verloop van tijd, op een gewenst tijdstip, kan het dier worden geëuthanaseerd voor de beoordeling van de weefselfunctie. In vergelijking met de perfusiebeelden wordt hier een representatief diagram van het achterpoot na ligatie van de arteria femoralis getoond. De hechtingen markeren de locaties van de proximale en distale ligatieplaatsen.Wanneer de operatie zorgvuldig wordt uitgevoerd, is er minimale bloeding en kan de ingreep in minder dan een uur worden voltooid. Hier zijn de resultaten van de laser-doppler perfusiebeeldanalyse. De afbeelding links toont de perfusie van beide ledematen voorafgaand aan de inductie van ischemie.De afbeelding rechts toont de perfusie van beide ledematen nadat het linker achterpoot is ondergaan aan ischemische inductie. De kleurintensiteit in de afbeelding geeft de hoeveelheid bloedstroom aan.In vergelijking met het controlelid vertoont het ischemische lid zeer weinig kleur, wat wijst op een dramatische afname van de bloedstroom. Met behulp van deze gegevens kan de software de gemiddelde perfusie in het ischemische en het controlelid kwantificeren om het perfusieverschil en de perfusieratio te bepalen. Deze resultaten bevestigen derhalve de inductie van ischemie in het achterlid.We hebben zojuist gedemonstreerd hoe u unilaterale ischemie van de achterpoot induceert in het muismodel en hoe u de inductie van ischemie bevestigt middels laser-Doppler bloedperfusie. Het model voor ischemie van de achterpoot met laser-Doppler imaging-analyse is een uitstekend systeem voor het bestuderen van vasculaire pathologieën en voor het evalueren van therapeutische kandidaten. Deze procedure kan worden gevolgd door de transplantatie en niet-invasieve tracking van cellen, wat wordt gedemonstreerd in een andere JoVE-video door Huang et al.Bij het uitvoeren van deze procedures is het belangrijk om voorzichtig te zijn om de wand van de vena femoralis niet te doorboren bij het excideren van de arteria femoralis met spits-bot scharen. Gebruik daarnaast voor alle dieren in het experiment een vergelijkbare ligatieplaats voor de consistentie van het model voor ernstige ischemie. Dat is alles.Bedankt voor het kijken en veel succes met uw experimenten.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Het gebrek aan mechanistische begrip van ruggenmerg ischemie-reperfusie schade heeft verder aanvullingen gehinderd dwarslaesie na een hoog risico aorta operaties te voorkomen. Daarom is de ontwikkeling van diermodellen noodzakelijk. Dit manuscript toont reproduceerbare onderste extremiteit verlamming na thoracale aorta-occlusie in een muismodel.

Reproduceerbaar Paraplegie door thoracale aorta-occlusie in een muizenmodel van Spinal Cord ischemie-reperfusie

We introduceren een chirurgische methode experimentele ischemie / reperfusie (I / R) letsel veroorzaken simuleren myocardiaal infarct (MI) in muismodellen die zorgt voor meer duidelijkheid in positionering van de ligatie van de LAD (LAD) om de reproduceerbaarheid te verhogen MI van experimenten in muizen.

Een muizenmodel van myocard ischemie-reperfusie schade door de eileiders van de LAD

Chirurgische inductie van hindlimbischemie bij muizen is nuttig om angiogenesis te onderzoeken, maar dit wordt bemoeilijkt bij bepaalde ingefokt muizenrassen die duidelijke ischemie-geïnduceerde weefsellethale schade vertonen. Er worden methoden beschreven om subacute ledemaatische ischemie te induceren met behulp van ameroïde constrictors om dit probleem te omzeilen door de inductie van geleidelijke arteriële occlusie.

Methoden voor acute en subacute muizen achterbeen ischemie

We beschrijven een muismodel van een beroerte veroorzaakt door de occlusie van de middelste hersenslagader met behulp van een met siliconen omhulde naald. Het protocol kan worden toegepast om een permanente occlusie of een tijdelijke ischemie te induceren, gevolgd door reperfusion.

Inductie van ischemische beroerte en ischemie-reperfusie in Muizen met behulp van het Midden-slagader occlusie Techniek en Visualisatie van Infarct Area

Wij beschrijven een chirurgische procedure die wordt gebruikt om perifere ischemie in konijnen met hyperlipidemie en diabetes te veroorzaken. Deze operatie fungeert als een preklinisch model voor aandoeningen ervaren in perifeer vaatlijden bij patiënten. Angiografie wordt ook beschreven als een middel om de omvang van de geïntroduceerde ischemie en het herstel van de doorbloeding te meten.

Preklinisch model van de achterste ledematen ischemie bij diabetische konijnen

Hier wordt een kritisch hindledemaat ischemie-experimentele model gepresenteerd, gevolgd door een batterij met functionele, histologische en moleculaire tests om de effectiviteit van angiogene therapieën te beoordelen.

Beoordeling van therapeutische angiogenese in een Muriene model van Hindledemaat ischemie

Hierin beschrijven we een chirurgische ingreep die laat zien hoe u permanente ligatie van de linker-anterieure aflopende coronaire slagader bij muizen bereikt. Dit model is van groot belang om de pathofysiologie van myocardiaal infarct en de gelijktijdige biologische processen te onderzoeken.

Murine myocardinfarct model met behulp van permanente Ligatie van linker anterieure aflopende coronaire slagader

Dit artikel demonstreert een efficiënte chirurgische aanpak om acute ischemie vast te stellen bij muizen met een kleine incisie. Deze aanpak kan door de meeste onderzoeksgroepen worden toegepast zonder laboratoriumupgrades.

Een gewijzigd chirurgisch model van ischemie van de achterpoten in ApoE-/- Muizen met behulp van een miniatuurincisie

Hier beschrijven we een eenvoudige en reproduceerbare methode die myocardinfarct of myocardischemie-reperfusieletsel bij muizen kan induceren door precisieligatie van de linker voorste dalende kransslagader door middel van micromanipulatie.

Inductie van myocardinfarct en myocardischemie-reperfusieletsel bij muizen

Het huidige protocol beschrijft een uniek, klinisch relevant model van perifere arteriële ziekte dat femorale slagader en aderelektrocoagulatie combineert met de toediening van een stikstofmonoxidesynthaseremmer om hindlimb gangreen te induceren in FVB-muizen. Intracardiale DiI-perfusie wordt vervolgens gebruikt voor hoge resolutie, driedimensionale beeldvorming van de voetzool vasculatuur.

Driedimensionale beeldvorming met hoge resolutie van de voetzool vasculatuur in een Murine Hindlimb Gangreen model

We beschrijven hoe we een veelgebruikt chirurgisch model van intestinale ischemie-reperfusieschade (IRI) bij knaagdieren kunnen genereren. De procedure omvat occlusie van de superieure mesenteriale slagader, gevolgd door het herstel van de bloedstroom. Dit model is nuttig voor studies die occlusieve oorzaken van intestinale IRI in zowel de diergeneeskunde als de menselijke geneeskunde onderzoeken.

Knaagdiermodel van intestinale ischemie-reperfusieschade via occlusie van de superieure mesenteriale slagader

Leer een chirurgische techniek voor het induceren van eenzijdige achterbeenischemie bij muizen met laser Doppler-perfusiebeeldvorming. Dit model ondersteunt onderzoek naar perifere arteriële ziekte en vasculaire regeneratie.

Muizenmodel van achterbeen ischemie

Meer video's verkennen