Name: Intraveneuze micro-injecties van de zebravis Larven tot acute nierschade Study (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-04T17:32:00.000+00:00
Duration: 15 min 55 s
Description: Leer een methode voor acute nierschade bij zebravislarven door intraveneuze micro-injectie van gentamicine. Deze techniek maakt visualisatie van nierschade mogelijk via immunohistochemie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd gefinancierd door de Amerikaanse National Institutes of Health (NIH) beurzen R01DK069403 en P30DK079307.

Een deel van het volgende protocol is gebaseerd op gepubliceerde methoden gerapporteerd door (Hentschel et al.. 2005) en (Weinstein et al.. 1995) met kleine wijzigingen. Deel 1: micro-injecties Stel van tevoren voor micro-injectie <ul><li> De vissen worden geïnjecteerd op 2 dagen na de bevruchting (DPF). Daarom worden volwassen zebravissen gefokt 3 nachten voorafgaand aan een geplande experiment. Verzamel embryo's en ze in een petrischaal met water E3 (5mm NaCl, 0.17mM KCL, 0,33 mm CaCl2, 0,33 mm MgSO 4) plaats bij 28,5 ° C. Aan het einde van de eerste dag te verwijderen dode embryo's uit de petrischaal en aparte embryo's zodat er tachtig tot honderd embryo's per petrischaal. </li><li> Bereid de glazen naalden te trekken uit capillaire buisjes (4 cm in lengte, 0,63 / 0,20 OD / ID millimeter (mm) R-6 Custom glazen buizen Drummond wetenschappelijk bedrijf, Broomall, PA 9-000-3000) met een elektrode puller. De tip diameter moet worden van 10-20 urn. Onder een dissectiemicroscoop (Leica S6E), tekenen met een permanent marker ongeveer 10 1mm lijnen langs de naald, met de hulp van een heerser, en slaan de naalden in een grote petrischaal op klei hellingen. </li><li> Bereid de holding pipet: Fire-polish de punt van een dunwandige borosilicaatglas capillaire buis (152 mm, 1 / 0,75 OD / ID mm TW100-6, World precisie-instrumenten, Inc) in een bunsenbrander vlam tot de binnendiameter van de tip is 0,4-0,5 mm. Dergelijke dimensie zorgt voor een goede grip van de dooierzak van een 2 DPF zebravis larven. Houd een uiteinde van een stuk glas capillair met lange pincet, en warmte het tegenovergestelde tip met de capillair met de bunsenbrander, waardoor het verticaal over de lichtblauwe binnenkant kegel van de vlam, het heetste deel, voor 1-2 seconden, walsen te verkrijgen een nog smelten. Herhaal dit een paar keer dan is de capillaire onderzoeken onder de microscoop, op een podium micrometer (Ward's 94 W 9910). Dit is een belangrijke stap, kan het nodig zijn om brand-polish een paar holding pipetten en later kies het juiste formaat, terwijl je het manipuleren van de larven. Als je voorzichtig bent, een holding pipet duurt meerdere micro-injectie sessies. </li><li> Vul de Manual Micro-pomp (MMP, World precisie-instrumenten, Inc,) met minerale olie, volgens de instructies van de fabrikant. De pipet houder is ingevoegd in een joystick manipulator (Narishige, MN-151), verbonden met een magnetische voet (Narishige, MN 151) om een ​​ijzeren plaat (Narishige, IP). </li></ul> Micro-injectie <ul><li> Bereid 20μl van de injectie mengsel:. 2.4μl gentamicine (Sigma-Aldrich G8648, 50mg/ml in zoutoplossing) en 17.6μl 10-kDa Lucifer geel dextran (Invitrogen D1825, (1mg/ml in zoutoplossing) in de controlegroep vissen de gentamicine wordt vervangen door een zoutoplossing. De fluorescerende dextran (vele verschillende kleuren kunnen worden gebruikt) is voldoende om de juistheid van de injectie te controleren en de larven die zijn ingespoten met het nephrotoxicant te selecteren. </li><li> Bereid twee 30mm Petri gerechten met 2ml minerale olie voor het plaatsen van de injectie mengsel en mengsel onder controle, de verdamping van de oplossingen te voorkomen. </li><li> Bereid de verdoving: 400 mg poeder tricaïne (ethyl-m-aminobenzoaat methaansulfonaat SIGMA A-5040) 97,7 ml DD water, 2,1 ml 1 M Tris (pH 9). Aanpassen aan pH 7. Bewaar dit bestand oplossing in de diepvriezer, in porties van 4,2 ml. Voor het gebruik van tricaïne als een verdovingsmiddel verdunnen van de 4,2 ml tricaïne voorraad oplossing in 100 ml water E3 (Westerfield 1993) en laat op kamertemperatuur. </li></ul> De volgende stappen worden uitgevoerd onder een dissectiemicroscoop <ul><li> Handmatig verwijderen alle resterende chorions met fijn pincet en verdoven de zebravis over te dragen in een petrischaal met tricaïne opgewarmd bij kamertemperatuur. Zebravis moeten worden blootgesteld aan tricaïne tenminste 15 minuten voor aanvang van de micro-injecties. </li><li> Open de punt van de injectienaald met behulp van een scheermesje (VWR wetenschappelijke 55411-050). Houd het mes onder een lichte hoek naar een schuine maken en snijd de tip, zoals een tip opening van ongeveer 10-20μm diameter te verkrijgen. </li><li> Schakel de stroom, vacuüm en luchttoevoer van de micro-injectie apparatuur (World precisie-instrumenten Inc, PV820 pneumatische picopump). Steek de naald in de naaldhouder gemonteerd op de micromanipulator en kantelen base (Word precisie-instrumenten, Inc, Model M3301R, TB-1). </li><li> Voor het vullen van de naald, plaats een druppel (10μl) van de oplossing te worden geïnjecteerd in de 30mm petrischaal gevuld met minerale olie (Fisher Chemicals, 0121-1). Zet de handleiding micromanipulator om zo onder water de punt van de naald in de druppel van de oplossing, stelt u de picopump "hold / vent" schakelaar op "vent" ("vent" gelijk aan vacuüm op de PV820), en de naald door te trekken te vullen oplossing in door middel van de naald. Dit duurt een paar minuten, als de oplossing komt in de naald te snel,dat betekent dat de diameter van de tip is te groot, en de injecties niet accuraat zijn. Nadat de naald is gevuld, zet u de picopump op "hold" ("hold" staat gelijk aan injecteren op de PV820). </li><li> Het ijken van de naald, stel de picopump 'gated / getimed "schakelaar op" gated ", druk op het voetpedaal om de naald ontladen, en de tijd die het duurt (in seconden) record voor de meniscus te reizen van de ene markering naar de volgende (1 mm totale afstand). Herhaal dit drie keer, neem dan de gemiddelde tijd (in seconden), en deel de waarde door 30 (volume in nanoliters (nl), overeenkomend met 1 mm lineaire afstand) om het aantal milliseconden nodig is om een ​​nl van de oplossing af te geven. Stel het bereik periode knop op dit nummer, en verplaats de 'gated / getimed "-schakelaar op' getimed '. Nu is de picopump is ingesteld op een 1nl puls van de oplossing te leveren. </li><li> Verwijder de minerale olie schotel en de positie van de petrischaal met de larven onder de microscoop. Group de vis in het midden van de petrischaal en focus. </li><li> Plaatst zij het bedrijf pipet in de handleiding micro-pomp (MMP, World precisie-instrumenten) aan de andere kant van de microinjector, vooraf de tip om de petrischaal, en in het vlak van focus van de microscoop. Buig het met een vrij ondiepe hoek, zodat het uiterste puntje van de holding pipet is de bodem van de petrischaal aanraken en ligt dicht bij horizontaal. Zorg ervoor dat er geen luchtbel in het systeem, waardoor de reactietijd vertragen en verminderen de precisie van de MMP. </li><li> Veranderen naar een hogere vergroting op de microscoop en het gebruik van een superfijne wimpers met handgreep (Ted Pella 113) aan de larvale vissen dorsale zijde positie beneden met de dooier heel dicht bij het bedrijf pipet. Houd de larvale vis door zuigen de dooier in de holding pipet door het draaien tegen de klok in de micrometer rijden regelen van de handleiding micro-pomp. Zorg ervoor dat u de micrometer weer te ver, omdat de dooier kan barsten als iemand eraan trekt ook diep in de holding pipet. Focus op de vorming van gemeenschappelijke kardinaal ader, die ligt over de dooier, net onder de periderm en is de site van zeer hoge bloedstroom. Met de micromanipulator van de injectie apparaat, begeleiden de naald in de ontwikkeling van gemeenschappelijke kardinaal ader. Het is meestal nodig om de naald terug te trekken een beetje na het inbrengen, als de gemeenschappelijke kardinaal ader is zeer oppervlakkig. Injecteer 1nl van de oplossing door het indrukken van de voetpedaal, laat dan de larven uit het bedrijf pipet en terug naar embryo water. Dit is een belangrijke stap, vooral de eerste keer, want het vergt een bepaalde hoeveelheid van de praktijk in het positioneren van de vis en controleren van de zuig-en de druk van het tuig. Als de dooier van het embryo is goed gevoerd met de holding pipet, zal het niet rollen als de naald. </li><li> Om te controleren het succes van de micro-injectie, toezicht op de aanwezigheid van de Lucifer geel dextran in het hart van de zebravis onder een fluorescentiemicroscoop. De lucifer geel blijft zichtbaar in het hart van ongeveer 20 minuten voordat afvoeren in de bloedsomloop Als de nefrotoxische oplossing de juiste manier ingespoten, binnen 2 uur na de injectie zie je heel weinig lucifer geel dextran blijven op de plaats van injectie. Als de oplossing wordt geïnjecteerd in de dooierzak, een plek van Lucifer geel dextran zal blijven op de plaats van injectie. (Afb. 1). Breng de vis op E3 ​​medium. </li><li> Twee dagen na de injectie, ontwikkelen de larven zich pericardiale oedeem als gevolg van een verminderde nierfunctie (afb. 2). </li></ul> Deel 2: Bevestiging en immunofluorescentie met Na + / K + ATPase antilichaam (α-6F) <ul><li> Op 4 DPF, zet tussen de 10 en 15 larvale zebravis in 4ml glazen flesjes (Weathon, 225.012) en bevestig ze in 1 ml Dent's (80% MeOH 20% DMSO) gedurende 4 uur bij kamertemperatuur. </li><li> Hydrateren van de embryo's in een gegradeerde MeOH / PBT (PBS met 0,5% Tween20) series, 75:25 50:50, 25:75, 100% PBT, pipetteren de oplossing uit en het toevoegen van nieuwe oplossing met dezelfde flacon (1 ml oplossing per flacon), 20 minuten in elke oplossing. Larven mag nooit worden blootgesteld aan lucht, laat een beetje oplossing voor de larven bij het wisselen van oplossingen. </li><li> Verwijder de PBT en vervang 1 ml met blokkerende oplossing (PBS met 1% DMSO, 0,5% Tween20, 10% normaal geit serum) gedurende 3 uur bij 4 ° C op een nutator. </li><li> Overdracht van de larven in een 2 ml microcentrifuge. Verwijder de blokkering serum en te vervangen door 300μl primaire antilichaam in incubatie-oplossing (PBS met 1% DMSO, 0,5% Tween20, 2% Normaal geit serum) overnacht bij 4 ° C op een nutator. We maken gebruik van een monoklonaal Na + / K + ATPase antilichaam (α-6F, supernatant, Developmental Studies Hybridoma Bank, Iowa) op 1:25 verdunning </li><li> Verwijder het primaire antilichaam en was 3 x 30 minuten met incubatie-oplossing bij RT. </li><li> Incubeer met secundaire antilichaam (geit anti-muis Cy3, Jackson Immunoresearch Laboratories, Inc 155-165-003) verdund 1:500 in incubatie-oplossing gedurende 2 uur bijRT. </li><li> Was 3 x 30 minuten met PBT. </li></ul> Deel 3: Plastic inbedding met JB-4 <ul><li> Uitdrogen weefsels door middel van een ethanolreeks (50%, 75%, 95%, 100% x 2), 10 minuten per stap. </li><li> Bereid de infiltratie-oplossing: 25 ml van JB-4 Embedding Oplossing A (Polysciences 0226A) en 0,24 g van de katalysator (Polysciences 02618). Het duurt een tijdje voor de katalysator te ontbinden, ongeveer 20-30 minuten. De oplossing kan worden bewaard bij 4 ° C tot 1 maand. </li><li> Giet af van de 100% ethanol en te vervangen door plastic infiltratie-oplossing. Plaats de vaatjes een 4 ° C op een rotator en laat infiltratie door te gaan totdat de larven zinken naar de bodem van de glazen flacon. Dit proces duurt meestal ongeveer 30 minuten. </li><li> Inbedding protocol: Plaats de kunststof spuitgieten plateau (Polysciences, Inc 16643A) onder een dissectie microscoop. Overdracht van de larven, samen met de infiltratie oplossing om te dekken, in de kopjes. De kunststof inbedding media wordt bereid in een klein plastic buisje. We normaal gesproken embed 4-5 vissen in een tijd, een vis voor elke cup. Bereid 5-6 ml van de inbedding van plastic (1,2 ml van de inbedding oplossing voor elke cup) het toevoegen van 35 pi van JB-4 Embedding Oplossing "B" (Polysciences Inc 0226B) voor elke ml van infiltratie oplossing. Voeg 35 ul van JB-4 Embedding Oplossing "B" (Polysciences Inc 0226B) voor elke ml van infiltratie oplossing. Meng goed, en neer te pipetteren met een plastic Pasteur pipet enkele malen. Dit is belangrijk omdat zo niet goed gemengd de JB-4 niet goed polymeriseren. Na 5 ml verankering plastic is opgesteld, verwijder dan infiltratie plastic uit de hele monsters met een Pasteur pipet. Vul de beker met inbedding plastic. Het plastic moet uit slijk van de beker, een goede hechting van het blok houder met het model te garanderen. Voor het detecteren van zebravissen niertubuli, dwarse doorsneden zijn de beste. Voor dit doel, de vissen verticaal zijn ingebed, hoofd naar beneden. Met behulp van een wimper met handvat of fijne tang, periodiek verticale positie van de vis, totdat het plastic is hard genoeg dat ze niet verhuizen van hun positie. Het duurt ongeveer 20-30 minuten. Plaats vervolgens de EBH-2 Block Holder (Polysciences Inc 15.899) over de kopjes en laat de lade bij 4 ° C gedurende de nacht. Wanneer polymerisatie in voltooid, kunt u pop out de blokken zoals ijsblokjes. </li><li> Alternatief inbedding protocol voor meerdere larven: Vul vormen de helft met volledige JB-4 en laat het polymeriseren. Voor de 15 mm vierkante mallen maken we gebruik van de JB-4 volume 700μl de matrijs halverwege te vullen. Voeg vervolgens de JB-4 gedrenkt larven met verharder aan de pre-gepolymeriseerde half gevulde mallen. Oriënteren de larven met het hoofd gericht naar de lange zijde van de mal en lijn de larven, zodat de oogbollen line-up (u kunt 10 vissen in een enkele vorm in een lijn). Nadat het blok wordt gepolymeriseerd je kunt knippen het blok randen, draai het zo de kant naar het mes en superlijm aan een plastic "Chuck", dat past in de microtoom. Met deze methode kun je de positie van een groot aantal larven in hetzelfde blok, in het midden van het plastic, en klaar voor doorsneden. Zorg moet worden genomen oriënteren van de blok aan het mes, zodat equivalent secties van elke vis worden genomen in een enkele sectie. Dit kan worden bereikt, terwijl het snijden door de ogen: dat wil zeggen oriënteren het blok, zodat equivalent delen van de ogen worden genomen voor elke vis. Het eindresultaat is dat je veel vis tegelijk te analyseren op een enkele microscoopglaasje. </li></ul> Deel 4: Sectioning <ul><li> Zet het preparaat in de klauw houder van het microtoom (we gebruiken een Shandon Finesse Thermo Electro Corporation microtoom) </li><li> Zet de schuif warmer tot 45 ° C. </li><li> Giet DI-water in een bekerglas en plaats deze dicht bij de microtoom </li><li> Voor snijden, moet u het blok is gericht, zoals voor een perfecte dwarse doorsneden van de vis te verkrijgen. De oriëntatie hoofd aanpassing hefbomen kan worden gedraaid zodat het model kop positie nauwkeurig op het mes. Begint te zagen dikke secties door de kop van de vis. Terwijl het snijden door de ogen, oriënteer het blok, zodat equivalent delen van de ogen worden genomen voor elke vis. Wanneer de borstvinnen verschijnen in de secties, dat is wanneer het pronephric tubuli te starten. Vanaf dit punt, knippen ongeveer 32 4 um secties van het blok. </li><li> Verzamel de secties met een tang en laat ze vallen in het bekerglas met water, zonder het aanraken van het water met de tang. De sectie zal zo snel groeien als het hits van de oppervlakte van het water, nu kun je afhalen op een dia. Plaats de dia in het water bij een hoek van 45 ° en aanpak van het gedeelte met de hulp van een wimper met handvat, het aanraken van alleen de grenzen van de sectie. </li><li> Incubeer de glaasjes op een dia warmere tot het volledig droog is. </li><li> Delen van een afbeelding met behulp van epifluorescerende of confocale microscopie. </li></ul> Deel 5: Vertegenwoordiger ResULT Wanneer deze wordt uitgevoerd correct, ingespoten vissen verschijnen zoals in figuur 1, met weinig fluorescerende dextran (in dit geval Lucifer geel) zichtbaar in het hart en in de bloedsomloop. Als de injectie is te diep, kan geïnjecteerde materiaal te zien is geconcentreerd in de dooierzak, of het hart kan worden doorgeprikt waardoor overmatig bloeden. Als de holding pipet correct is gemaakt, zal de vis niet rollen of te verplaatsen als het wordt ingespoten, en dit zal een meer nauwkeurige injectie toe te staan. Ook is het belangrijk om ervoor te zorgen dat er geen luchtbellen in de MMP, dat zou de reactietijd vertragen en verminderen de precisie van het systeem. In het algemeen, als gevolg van gentamicine nefrotoxiciteit, 80% van de geïnjecteerde vissen ontwikkelen pericardiale oedeem (afb. 2). We maken gebruik van een fenotype gebaseerd classificatiesysteem, waarin de vis met een matige oedeem tonen duidelijk pericardiale oedeem, maar geen andere waarneembare fenotypes, terwijl ernstig oedemateuze vis zien pericardiale en romp oedeem, met een lichte tot matige as kromming. Met behulp van een nierkanaal antilichaam tegen Na + / K + ATPase (α-6F) kunnen we visualiseren het beschadigde tubuli in dwarsdoorsneden, met een duidelijke verlies van cel polariteit en tubulaire verstoring in beschadigde tubuli in vergelijking met controles (afb. 3). Dit patroon is consistent in de verschillende dwarsprofielen. Voor het verkrijgen van een perfecte dwarse doorsneden van de renale tubuli is belangrijk om de vissen de juiste positie tijdens het inbedden. Bij het vergelijken van afdelingen, zijn borstvinnen en de proximale tubuli ingewikkelde gebruikt als anatomische markers. <img src="/files/ftp_upload/2079/2079Fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. Nephrotoxin micro-injectie. (A) Succesvolle injectie van een 10kDa dextran geconjugeerd aan lucifer geel, met vage uitdrukking in de gemeenschappelijke kardinaal ader, witte pijl. (B) Onjuist injectie, wat resulteert in een borg van 10kDa dextran geconjugeerd aan Lucifer geel die niet verdwijnen in de bloedsomloop, rode pijl. <img src="/files/ftp_upload/2079/2079Fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. Gentamicine-gemedieerde oedeem. (A) Controle ingespoten larven zebravis. Gentamicine geïnjecteerd larvale zebravis met (B) matig of (C) ernstig oedeem. Alle larven zijn op 4 DPF met anterior naar links en dorsale om is. Zwarte pijlen wijzen naar pericardiale oedeem in B en C. <img src="/files/ftp_upload/2079/2079Fig3.jpg" alt="Figuur 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 3"> Figuur 3. AKI immunohistochemie. α-6F antilichaam kleuring voor Na + / K + ATPase 48 uur-post gentamicine-injectie (4 DPF larven) in controle (A, B) en gentamicine geïnjecteerd (C, D) larven. A, C, een vergroting van 20x en van B en D zijn 3X digitale vergrotingen van het recht tubuli in A en C. Let op het verlies van basolaterale polariteit en tubulus verstoring, witte pijl, in D ten opzichte van B.

<ol><li>Hentschel, D. M., Park, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+renal+failure+in+zebrafish%3A+a+novel+system+to+study+a+complex+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Acute renal failure in zebrafish: a novel system to study a complex disease.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 288 (5), F923-F929 (2005).</li>
<li>Majumdar, A., Lun, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+no+isthmus+reveals+a+role+for+pax2.1+in+tubule+differentiation+and+patterning+events+in+the+pronephric+primordia%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Zebrafish no isthmus reveals a role for pax2.1 in tubule differentiation and patterning events in the pronephric primordia.</a> Development. 127 (10), 2089-2098 (2000).</li>
<li>Weinstein, B. M., Stemple, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gridlock%2C+a+localized+heritable+vascular+patterning+defect+in+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Gridlock, a localized heritable vascular patterning defect in the zebrafish.</a> Nat Med. 1 (11), 1143-1147 (1995).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+Zebrafish+Book%22">The Zebrafish Book</a>. , University Oregon Press. Oregon. (1993).</li>
</ol>

In deze video artikel hebben we laten zien een intraveneuze micro-injectie techniek voor een AKI-model, door het creëren van gentamicine gemedieerde proximale tubulaire schade in de zebravis larven. Deze schade resulteert in de vorming van de pericardiale en / of grove oedeem, als gevolg van een onvermogen om de vochtbalans te reguleren. We hebben ook beschreef een immunohistochemie experiment met een antilichaam dat gedifferentieerde nier tubuli (Majumdar et al.. 2000) merken, met verlies van cel polariteit en een verstoring van de proximale tubulus in beschadigde nieren. Intraveneuze micro-injecties vormen een efficiënte methode voor het leveren van een oplosbare stof in de bloedbaan van de zebravis larven. Deze techniek is een uitstekend hulpmiddel voor de invoering van een verscheidenheid aan stoffen en met behulp van een fluorescerende marker uniform injecties kunnen worden vele malen herhaald op waardoor consistente resultaten.

<table><tbody><tr><td>&amp;alpha;6F muismonoklonaal antilichaam</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blokhouder EBH-2</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>15899</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicaatglas capillaren</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100-6</td><td></td></tr><tr><td>Capillaire buizen R-6 Custom Glass Tubing</td><td>Drummond Scientific</td><td>9-000-3000</td><td></td></tr><tr><td>Katalysatorpoeder</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>02618</td><td></td></tr><tr><td>Cy3</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>155-165-003</td><td></td></tr><tr><td>Dextrane 10k Lucifer yellow, lysine fixeerbaar</td><td>Molecular Probes, Life Technologies</td><td>D1825</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Wimperhaar</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>113</td><td></td></tr><tr><td>Gentamicinesulfaat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8648</td><td></td></tr><tr><td>Glazen vials 4 ml</td><td>Weathon</td><td>225012</td><td></td></tr><tr><td>IJzeren plaat</td><td>Narishige International</td><td>IP</td><td></td></tr><tr><td>JB-4 Inbeddingsoplossing A</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>0226A</td><td></td></tr><tr><td>JB-4 Inbeddingsoplossing B</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>0226B</td><td></td></tr><tr><td>Joystick micromanipulator</td><td>Narishige International</td><td>MN 151</td><td></td></tr><tr><td>Magnetische standaard</td><td>Narishige International</td><td>MN-151</td><td></td></tr><tr><td>Handmatige microspuitpomp</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-injectieapparaat</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>PV820</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>M3301R</td><td></td></tr><tr><td>Microtoom</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>Shandon Finesse</td><td></td></tr><tr><td>Minerale olie, licht</td><td>Fisher Scientific</td><td>0121-1</td><td></td></tr><tr><td>Pipette puller</td><td>Kopf Instruments</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Plastic gietbekern盤</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>16643A</td><td></td></tr><tr><td>Scheermesje</td><td>VWR international</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>Objectglasverwarmer</td><td>Labline Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Objectglasmicrometer</td><td>WARD&amp;rsquo;s Natural Science</td><td>94 W 9910</td><td></td></tr><tr><td>Kantelbare basis</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TB 1</td><td></td></tr><tr><td>Tricainepoeder</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-5040</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7949</td><td></td></tr><tr><td>Microscoop</td><td>Leica Microsystems</td><td>S6F</td><td>Dissectiemicroscoop</td></tr><tr><td>Microscoop</td><td>Leica Microsystems</td><td>M205FA</td><td>Fluorescentiemicroscoop</td></tr></tbody></table>

intraveneuze micro-injecties van de zebravis larven tot acute nierschade study

Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae to Study Acute Kidney Injury

In deze video artikel beschrijven we een zebravis model van de AKI gebruik van gentamicine als nephrotoxicant. De techniek bestaat uit het intraveneus micro-injecties op 2 DPF zebravis. Deze techniek is een efficiënte en snelle methode om oplosbare stoffen te leveren in de bloedbaan van de zebravis larven, waardoor de injectie van 15-20 vissen per uur. Naast de AKI studies, kan deze micro-injectie techniek ook worden gebruikt voor andere vormen van experimentele studies, zoals angiografie. Wij bieden een gedetailleerd protocol van de techniek van de apparatuur die nodig is om visuele maatregelen van verminderde nierfunctie. Daarnaast hebben we ook aantonen het proces van fixatie, ganse berg immunohistochemie met een nier tubuli marker, plastic inbedding en opdeling van het larvale zebravis. We laten zien dat zebravis larven ingespoten met gentamicine tonen morfologische kenmerken in overeenstemming met AKI: oedeem, verlies van cel polariteit in proximale tubulaire epitheliale cellen, en morfologische verstoring van de tubulus.

Beschrijven we een techniek van microinjecting de aminoglycoside, gentamicine, in 2 dagen na de fetilization (DPF) zebravis larven tot acute nierschade (AKI) te induceren. We hebben ook een methode voor het ganse berg immunohistochemie te beschrijven, plastic inbedden en snijden van de zebravis larven aan de AKI gemedieerde schade te visualiseren.

Intraveneuze micro-injecties van de zebravis Larven tot acute nierschade Study

In dit video-artikel beschrijven we een zebravismodel voor AKI met gebruik van gentamicine als nefrotoxine. De techniek bestaat uit intraveneuze micro-injecties ...

Het algemene doel van deze procedure is het creëren van een model van acuut nierfalen bij zebravissen met behulp van het AMG-glycoside gentamicine als nefrotoxine. Dit wordt bereikt door eerst gentamicine in de vena cardinalis communis te injecteren bij zebravislarven twee dagen na bevruchting. De tweede stap van de procedure is het scoren van emu-fenotypen in de geïnjecteerde larven vier dagen na bevruchting.De derde stap van de procedure is het verwerken van zebrafish die vier dagen na bevruchting zijn voor immunohistochemische kleuring met een antilichaam tegen nierbuisepitheel am. De laatste stap van de procedure is het maken van coupes van de zebrafishlarven en het visualiseren van beschadigde tubuli als gevolg van verlies van celpolariteit en verstoring van de tubulusstructuur. Uiteindelijk kunnen resultaten worden verkregen die beschadigde segmenten van de niertubuli aantonen via immunohistochemie met een antilichaam tegen het nierepitheel.Hallo, ik ben Carala San Cosentino van het Neil Hari Laboratory van de afdeling Ontwikkelingsbiologie aan de Universiteit van Pittsburgh. Vandaag laten we u een procedure zien voor de micro-injectie van het aminoglycoside gentamicine in zebravislarven twee dagen na bevruchting. Wij gebruiken deze procedure in ons laboratorium om acute nierinsufficiëntie op te wekken in zebravislarven.Laten we beginnen. Begin met het kruisen van volwassen zebravissen drie nachten vóór het geplande experiment. Om embryo's op twee dagen na bevruchting te faseren, bereidt u E3-medium met 5 millimolair natriumchloride, 0,17 millimolair kaliumchloride, 0,33 millimolair calciumchloride en 0,33 millimolair magnesiumsulfaat; verzamel de embryo's en plaats ze in een Petrischaal met opgewarmd E3-water in een incubator bij 28,5 °C.Verwijder aan het einde van de eerste dag alle dode embryo's uit de Petrischaal. Verdeel de embryo's over de Petrischalen, zodanig dat er 80 tot 100 embryo's per schaal aanwezig zijn. Bereid glazen injectienaalden voor door capillaire buizen met een elektrode-trekker uit te trekken tot een uiteindelijke diameter van ongeveer 10 tot 20 micron.Plaats de capillair na het trekken onder een dissectiemicroscoop en gebruik een liniaal om met een permanente marker ongeveer tien lijnen van één millimeter langs de naald te markeren. Bewaar de naalden in een grote Petrischaal op kleirampen. Bereid vervolgens de houderpipet voor door middel van verhitting.Het polijsten van de tip van een dunwandige borosilicaatglazen capillair. Houd de glazen capillair vast met een lange pincet en verhit de tip van de capillair door deze één tot twee seconden verticaal boven de lichtblauwe binnenkegel van de vlam te plaatsen. Rol de capillair om een gelijkmatig smeltproces te verkrijgen.Herhaal dit enkele keren en controleer vervolgens de capillaire op een objectglasmicrometer. De capillaire moet een diameter van 0,4 tot 0,5 millimeter hebben. Nadat de capillairen en houders zijn geprepareerd, vult u de handmatige microspuitpomp met minerale olie volgens de instructies van de fabrikant.Plaats de pipetthouder in een joystick-manipulator die via een magnetische standaard is verbonden met een ijzeren plaat. Bereid 20 µL van het nefrotoxische injectiemengsel voor. 2,4 nL Gentamicine en 17,6 nL Lucifer yellow dextran in de controle rva.De gentamicin wordt vervangen door een zoutoplossing. Bereid twee Petri-schalen van 30 millimeter met twee milliliter minerale olie nabij de injectiemicroscoop om de nefrotoxische en controle mengsels in te druppelen voorafgaand aan de injectie. Bereid het anestheticum door 400 milligram trica-poeder op te lossen in 97,7 milliliter dubbel gedestilleerd water en 2,1 milliliter één molar triss, en stel dit in op pH zeven.Bewaar deze stamoplossing in de vriezer in aliquota's van 4,2 milliliter. Om trica als anestheticum te gebruiken, wordt de 4,2 milliliter trica-stamoplossing verdund in 100 milliliter E3 en op kamertemperatuur gelaten. Om larven voor injectie onder een dissectiemicroscoop voor te bereiden, worden de chorionen handmatig met een fijne pincet verwijderd. Anestheseer de zebravislarven door ze over te brengen naar een petrischaal met trica die is opgewarmd tot kamertemperatuur.Zebravislarven moeten gedurende ten minste 15 minuten aan trica worden blootgesteld. Open vóór het starten van de micro-injecties de punt van de injectienaald met een scheermesje. Houd het mesje onder een kleine hoek om een schuine snede te maken en snijd de punt zodanig dat een opening van ongeveer 10 tot 20 micron in diameter wordt verkregen.Schakel de stroom en de luchttoevoer voor het micro-injectieapparaat in. Plaats de naald in de naaldhouder. Vul de naald door een druppel van 10 µL van de injectie-oplossing in de met olie gevulde Petrischaal te plaatsen.Zet onder de microscoop de handmatige picopomp aan en spoel de naaldpunt door. Stel de picopomp in de druppel in op 'vent' om de naald te vullen. Dit zal enkele minuten duren.Als de oplossing te snel in de naald stroomt, is de diameter van de tip te groot en zullen de injecties niet nauwkeurig zijn. Nadat de naald is gevuld, stelt u de picopomp in op 'hold' om de naald te kalibreren en zet u de schakelaar van de picopomp op 'gated'. Bedien het voetpedaal om de naald te legen en noteer in seconden de tijd die de meniscus nodig heeft om van de ene millimetermarkering naar de volgende te bewegen; herhaal dit drie keer en deel de gemiddelde tijd door 30, wat het volume in nanoliters is dat overeenkomt met de lineaire afstand van één millimeter, om zo het aantal milliseconden te bepalen dat nodig is om één nanoliter oplossing toe te dienen.Stel de knop voor de bereikperiode in op dit getal en zet de schakelaar voor de poorttijd op 'timed'. De peal-pomp is nu ingesteld om een puls van 1 nanoliter oplossing af te leveren. Plaats vervolgens de petrischaal met de larven onder de microscoop.Groepeer de larven in het midden van de Petrischaal en stel de microscoop scherp. Plaats de vasthoudpipet in de handmatige microspuitenpomp aan de tegenovergestelde zijde van de micro-injector en breng de tip naar de Petrischaal in het brandvlak van de microscoop. Buig deze in een vrij kleine hoek, zodat de uiterste punt van de vasthoudpipet de bodem van de Petrischaal raakt en nagenoeg horizontaal staat.Schakel over naar een hogere vergroting op de microscoop en gebruik een zeer fijne wimper met handvat. Positioneer de zebravislarve met de dorsale zijde naar beneden, waarbij het eigeel zich zeer dicht bij de vasthoudpipet bevindt. Draai de micrometerknop van de handmatige microspuitpomp tegen de klok in om de zebravislarve vast te houden door het eigeel in de vasthoudpipet te zuigen.Zorg ervoor dat de micrometer niet te ver wordt gedraaid, omdat de dooier kan knappen. Als de pipet te diep in de holdingpipet wordt getrokken, focus dan op de vormende gemeenschappelijke cardinalisader, die over de dooier vlak onder het periderm ligt en een plek is met een hoge bloedstroom. Gebruik hiervoor de micromanipulator van het injectieapparaat.Voer de naald in de zich ontwikkelende vena cardinalis communis. Het is doorgaans nodig om de naald na insertie iets terug te trekken, aangezien de vena cardinalis communis zeer oppervlakkig ligt. Als het juk van de larven correct met de houderpipet wordt vastgehouden, zal het niet rollen wanneer de naald wordt ingebracht.Injecteer één nanoliter van de oplossing door op het voetpedaal te drukken. Laat de larven vervolgens los uit de houderpipet en plaats deze terug in het larvenwater. Om het succes van de micro-injectie te verifiëren, wordt de aanwezigheid van Lucifer yellow dextre in het hart van de zebravislarven gecontroleerd.Onder een fluorescentiemicroscoop blijft het Lucifergeel gedurende ongeveer 20 minuten zichtbaar in het bloedsomloopstelsel; breng de larven op vier dagen na fertilisatie terug naar vers E3-medium. Plaats tussen de 10 en 15 zebravislarven in glazen vials van 4 ml en fixeer ze gedurende vier uur bij kamertemperatuur in 1 ml Dentons. Rehydrateer de larven in een methanolgradiënt PBS met 0,5% PBT in series van 25 naar 75, 50 naar 50, 25 naar 75 en 100% PBT, waarbij de oplossing wordt weggepipetteerd en een nieuwe oplossing aan dezelfde vial wordt toegevoegd.Eén milliliter oplossing per vial. 20 minuten in elke oplossing. Larven mogen nooit aan de lucht worden blootgesteld.Zorg er altijd voor dat de larven bedekt blijven met een kleine hoeveelheid oplossing. Verwijder bij het wisselen van oplossingen PBT en vervang dit door één milliliter blokkeringsoplossing PBS met 1% DMSO 0,5% tussen 20 10% normaal geiten serum gedurende drie uur bij vier graden Celsius op een schudplaat. Breng de larven over naar twee milliliter eph.Verwijder het blokkeringsserum en vervang dit door 300 µL primaire antilichamen. Gebruik een monoklonaal natrium-kalium-ATPase alpha 6 F supernatant in een verdunning van 1:25, en 300 µL incubatie-oplossing (PBS met 1% DMSO, 0,5% Tween 20 en 2% normaal geiten serum) gedurende de nacht bij 4 °C op een schudplaat. Verwijder de primaire antilichamen en was drie keer gedurende 30 minuten per keer met 1 mL incubatie-oplossing bij kamertemperatuur, waarbij de plaat tijdens elke wasbeurt op een schudplaat wordt geplaatst.Incubeer vervolgens met het secundaire antilichaam, verdund 1:500 in incubatieoplossing, gedurende twee uur bij kamertemperatuur. Was daarna drie keer gedurende telkens 30 minuten met PBT en dehydrateer de larven via een reeks oplopende ethanolconcentraties door ze 10 minuten per stap te laten weken. Bereid de infiltratieoplossing door 25 milliliters JB four embedding solution A en 0,24 grams katalysator te gebruiken en dit 20 tot 30 minuten te laten oplossen. De oplossing kan tot één maand worden bewaard bij vier graden Celsius.Verwijder de 100% ethanol en vervang deze door de plastic infiltratieoplossing. Plaats de buisjes bij vier graden Celsius op een rotator en laat de infiltratie ongeveer 30 minuten duren totdat de larven naar de bodem van de buis zakken. Om de larven in te bedden, plaatst u het plastic gietbekervak onder een dissectiemicroscoop.Breng de larven samen met voldoende infiltratievloeistof om de larven te bedekken over in de cups. Het plastic inbedmedium wordt voorbereid in een kleine plastic buis. Normaal gesproken bedden we vier tot vijf larven tegelijkertijd in, waarbij één larve per cup wordt gebruikt, en bereiden we vijf milliliters inbedplastic voor.Voeg 35 µL JB-4 inbeddingsoplossing B toe aan elke milliliter infiltratie-oplossing. Meng dit goed door herhaaldelijk op en neer te pipetteren met een plastic Pasteur-pipet om ervoor te zorgen dat JB-4 correct polymeriseert. Nadat vijf milliliter inbedplastiek is voorbereid, wordt het infiltratieplastiek met een Pasteur-pipet uit de ronde monsters verwijderd. Vul het cupje met inbedplastiek; het plastiek moet uit het cupje overvloeien om een goede hechting van de blokhouder aan het specimen te garanderen.Om niertubuli van zebravissen te detecteren, zijn transversale secties het meest geschikt. De larven moeten verticaal worden ingebed, met de kop naar beneden, met behulp van een wimper met handvat of een fijne pincet.Positioneer de larven periodiek verticaal totdat het plastic hard genoeg is dat ze niet meer uit hun positie bewegen. Dit duurt ongeveer 20 tot 30 minuten. Plaats vervolgens de EVH-blokhouder voor twee blokken over de bekers en laat de tray een nacht bij vier graden Celsius staan totdat de polymerisatie voltooid is.Plaats het specimen in de houder van de microtoom en stel de objectglasverwarmer in op 45 °C. Giet gedeïoniseerd water in een bekerglas en plaats dit vlakbij de microtoom vóór het snijden. Zorg ervoor dat het blok zo georiënteerd is dat perfecte transversale coupes van de larven verkregen kunnen worden.De instelhendels van de oriëntatiekop kunnen worden gedraaid en het tegenlicht helpt bij het positioneren van het specimen. Snijd dikke coupes door de kop. Orienteer de blokjes zodanig dat voor elke larve equivalente coupes van de ogen worden genomen.Wanneer de borstvinnen in de coupes verschijnen, is dat het begin van de prone tubuli. Snijd vanaf dit punt ongeveer 32 coupes van 4 micron uit de blokjes. Verzamel de coupes met een pincet en laat ze in het bekerglas met water vallen zonder dat het pincet het water raakt.De sectie zal zich uitspreiden zodra deze het wateroppervlak raakt. Nu kunt u deze op een objectglas opvangen. Steek het objectglas onder een hoek van 45 graden in het water en benader de sectie met behulp van een handvat met wimper, waarbij u alleen de randen van de sectie aanraakt. Incubeer de objectglazen op een objectglasverwarmer tot ze volledig droog zijn, en beeld de secties af met behulp van epi-fluorescentie- of confocale microscopie.Wanneer de procedure correct is uitgevoerd, ziet een geïnjecteerde larve eruit zoals hier in de bovenste afbeelding, met fluorescerend luciferase geel dextran in het vaatstelsel van de larven. Als de injectie te diep is, zoals in de onderste afbeelding, kan het geïnjecteerde materiaal in de dooierzak worden gezien of kan het hart worden doorboord, wat leidt tot overmatig bloedverlies. De larven ontwikkelden pericardiaal oedeem als gevolg van gentamicin-nefrotoxiciteit, zoals hier te zien is.De controlelarven bovenaan vertonen geen pericardiaal oedeem. Echter, na injectie met gentamycine vertoont 80% van de zebravislarven matig of ernstig oedeem, zoals aangegeven door de pijlen in de middelste en onderste panelen. We maken gebruik van een classificatiesysteem op basis van het fenotype, waarbij larven met matig oedeem duidelijk pericardiaal oedeem vertonen, maar geen andere observeerbare fenotypes.Terwijl ernstig oedemateuze larven pericardiaal en trunk-oedeem vertonen, een gebrek aan trunk-circulatie hebben en een lichte tot matige kromming van de as vertonen bij gebruik van een renale tubulus-antilichaam tegen natrium-kalium atpa ace. De beschadigde tubuli zijn gevisualiseerd in transversale secties, waarbij in paneel C en D een duidelijk verlies van celpolariteit zichtbaar is en in de beschadigde tubuli tubulaire disruptie optreedt in vergelijking met de controles in panelen A en B. Dit patroon is consistent over meerdere transversale secties bij het vergelijken van de secties. Factoriale vinnen en proximale kronkelbuisjes worden als anatomische markers gebruikt.We hebben zojuist laten zien hoe acute nierinsufficiëntie kan worden geïnduceerd bij zebravislarven. Bij het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om injectienaalden met een diameter van 10 20 micrometers te gebruiken. Het kan nodig zijn om enkele houdpipetten te vlampolijsten om de juiste afmetingen te verkrijgen, maar zodra u er een heeft, kunt u deze behouden omdat deze meerdere injectiesessies kan meegaan.Daarnaast is het belangrijk om ervoor te zorgen dat er geen luchtbellen in het micro series JA-apparaat zitten, omdat dit de positionering van het systeem zou verslechteren. Positioneer de vis ten slotte verticaal tijdens het inbedden om een perfecte dwarsdoorsnede van de niertubuli te verkrijgen. Dat is alles.Bedankt voor het kijken en veel succes met uw experimenten.

intravenous-microinjections-zebrafish-larvae-to-study-acute-kidney

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Acute nierschade (AKI) bij de mens is een veel voorkomend klinisch probleem wordt veroorzaakt door schade aan de epitheliale cellen die de nieren nefronen bevatten, en de AKI wordt geassocieerd met een hoge sterfte van...

Laser Ablatie van de zebravis Pronephros renale epitheliale regeneratie Study

This video demonstrates the intravenous microinjection of nephrotoxins into the tail vein of a zebrafish embryo to study their chemical effects on renal function.

Intravenous Microinjection of Nephrotoxins into Zebrafish Embryo: A Technique to Deliver Nephrotoxic Agents into the Bloodstream of Zebrafish Embryo

De zebravis volwassen nier is een uitstekend systeem voor renale regeneratie en ziekte studies. Een essentieel aspect van dit onderzoek is de beoordeling van de nefron structuur en functie. Dit protocol beschrijft een aantal methoden die kunnen worden toegepast om nefron tubule samenstelling te beoordelen en om de renale reabsorptie evalueren.

Analyse van Nephron samenstelling en functie in de Adult zebravis Kidney

Hier presenteren we een betrouwbare methode om regeneratie van volwassen nieren te bestuderen door acute nierbeschadiging te induceren door gentamicine-injectie. We tonen aan dat de schade afhankelijk is van de gentamicine-dosering en de omgevingstemperatuur door middel van in situ hybridisatie om lhx1a+ zich ontwikkelende nieuwe nephronen te labelen.

Nier Regeneratie in Adult zebravis door Gentamicin geïnduceerd letsel

Renal verwondingen opgelopen van nephrotoxins, die drugs, variërend van antibiotica tot chemotherapeutica omvatten, kan leiden tot complexe aandoeningen waarvan de pathogenese blijft onvolledig begrepen. Dit protocol laat zien hoe zebravis kan worden gebruikt voor ziektemodel van deze aandoeningen, die kunnen worden toegepast voor het identificeren van renoprotectieve maatregelen.

Nefrotoxische substantie Micro-injectie in zebravis tot acuut nierfalen Model

Dit werk presenteert een nieuw in vivo model van segmentale nierbeschadiging met behulp van transplantale zebravis van GFP van de nieren. Het model zorgt voor de inductie van de gerichte ablatie van nierepitheelcellen om de cellulaire mechanismen van nephron letsel en reparatie te tonen.

Precise Cellular Ablation Approach voor het modelleren van acute nierbeschadiging bij het ontwikkelen van zebravis

Dit artikel demonstreert de beginselen van een snelle, minimaal invasieve injectie van fluorescerende microdeeltjes in de circulatory system van kleine vissen en de visualisatie in vivo van het microdeeltjes in vis bloed.

Eenvoudig en effectief beheer en visualisatie van deeltjes in de bloedsomloop van kleine vissen met behulp van nier injectie

Dit protocol beschrijft de procedures om acute nierschade (AKI) te veroorzaken bij volwassen zebravissen met cisplatine als nefrotoxisch middel. We beschreven de stappen om de reproduceerbaarheid van de techniek te evalueren en twee technieken om respectievelijk ontsteking en celdood in het nierweefsel, flowcytometrie en TUNEL te analyseren.

Acuut nierletselmodel geïnduceerd door Cisplatine bij volwassen zebravissen

Een nieuwe intraperitoneale (IP) injectiemethode bij volwassen zebravissen wordt beschreven. Bij het hanteren van giftige stoffen zoals doxorubicine is deze procedure effectiever dan de twee eerder gerapporteerde IP-methoden. De techniek is zo ontworpen dat het gemakkelijk kan worden toegepast door onderzoekers met beperkte ervaring in het zebravismodel.

Een intraperitoneale injectietechniek bij volwassen zebravissen die lichaamsschade en bijbehorende sterfte minimaliseert

Hier presenteren we een geoptimaliseerd en effectief protocol voor de intraveneuze injectie van cellen of farmacologische middelen in volwassen zebravissen, wat resulteert in verbeterde celtransplantatie en verhoogde overlevingskansen van de behandelde zebravissen.

Geoptimaliseerde intraveneuze injectie bij volwassen zebravissen

Om te modelleren hoe ontstekingssignalen de neuroontwikkeling beïnvloeden bij genetisch gevoelige organismen, presenteren we een protocol voor het microinjecteren van IL-6 in het kanaal van Cuvier (de algemene kardinaalader) van zebravislarven, waardoor gecontroleerde inductie van ontsteking en beoordeling van de ontwikkelingsimpact in de context van tubereuze sclerosecomplex (TSC) mogelijk is.

Micro-injectie van interleukine-6 in de bloedbaan van TSC-zebravislarven om neuropsychiatrische aandoeningsachtige gedragingen te bestuderen

Leer een methode voor acute nierschade bij zebravislarven door intraveneuze micro-injectie van gentamicine. Deze techniek maakt visualisatie van nierschade mogelijk via immunohistochemie.

Intraveneuze micro-injecties van de zebravis Larven tot acute nierschade Study

Meer video's verkennen