22 juni 2012
Een methode om cultuur een endotheelcel monolaag het gehele inwendige oppervlak van een 3D microfluïdische apparaat met microvasculaire grootte kanalen (<30 pm) beschreven. Deze In vitro Capillairen model kan de studie van biofysische interacties tussen bloedcellen, endotheelcellen en oplosbaar factoren hematologische aandoeningen.
Het algemene doel van deze procedure is het creëren van een microfluïdisch apparaat dat is gecoat met endotheelcellen. Dit wordt bereikt door eerst de microfluïdische mal te vervaardigen. De tweede stap is het maken van het PDMS-kanaal.
Vervolgens worden de endotheelcellen in het apparaat gezaaid. De laatste stap is het kweken van de cellen binnen het apparaat. Uiteindelijk worden microfluidische apparaten die met endotheelcellen zijn bekleed, gebruikt om cel-celinteracties in vitro aan te tonen.
Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden is dat het de onderzoeker nauwe controle biedt over de biologische en biofysische condities en dat het compatibel is met fluorescentiemicroscopie. Hoewel deze methode inzicht kan geven in de biofysische cel-celinteracties bij hematologische ziekten, kan deze ook worden toegepast op fenomenen zoals leukocytenbiologie, kankermetastasering en hematopoëtische stamcelbiologie. Over het algemeen zullen personen die nieuw zijn met deze methode moeite hebben, omdat de condities nauwgezet moeten worden gecontroleerd voor een succesvolle celaanhechting.
Ter voorbereiding op de fabricage wordt een fotomasker gemaakt door een computergestuurd ontwerp (CAD-afbeelding) van het microfluïdische apparaat naar een externe maskerservice te sturen. Na ontvangst bestaat het masker uit een chroomlaag op sodakalkglas. Hier is de breedte van het microfluïdische kanaal 30 microns.
Om te beginnen met de vervaardiging van het microfluïdische device, wordt een onbehandelde siliciumwafer gedurende 15 minuten gereinigd met piranha-oplossing en vervolgens 10 seconden gespoeld met gedeïoniseerd water. Dompel de siliciumwafer daarna 30 seconden onder in waterstoffluoridezuur en spoel dit gedurende ongeveer 10 seconden af met gedeïoniseerd water. Gebruik vervolgens een spincoater om MicroChem SU-8 2025 fotolak op de wafer aan te brengen tot een hoogte van 30 microns met een spinsnelheid van 3000 omwentelingen per minuut.
Plaats de met SU 8 20 25 gecoate wafer gedurende vijf minuten op een hotplate die is ingesteld op 95 °C om het overtollige oplosmiddel te verdampen. Een oven wordt voor deze stap niet aanbevolen. Plaats vervolgens het fotomasker over de wafer en stel deze in een mask liner bloot aan UV-licht om de SU 8 20 25 fotolak te crosslinken.
Plaats de wafer na het crosslinken gedurende nog eens vijf minuten terug op de warmteplaat bij 95 °C om de polymerisatie van de SU 8 20 25 photoresist verder te versnellen. Dompel de wafer vervolgens gedurende vier minuten onder in SU 8 developer, die hoofdzakelijk bestaat uit PGMEA.
Hiermee wordt de niet gecrosslinkte SU 8 20 25 fotolak verwijderd. Spoel de vers ontwikkelde wafer 10 seconden lang met 100% isopropylalcohol en droog deze vervolgens met stikstof onder druk, of door het oplosmiddel enkele minuten lang te laten verdampen van de wafer in een schone zuurkast. Plak de gedroogde wafer nu in het midden van de Petrischaal, waarbij u er goed op let dat de tape aan de randen van de wafer wordt geplaatst.
Pipetteer tenslotte 500 µL sigma coat op de wafer. Dek de petrischaal af met het deksel en draai de schaal vervolgens rond om een volledige coating van de wafer te garanderen. Verwijder het deksel en laat de wafer enkele minuten drogen totdat al het oplosmiddel is verdampt.
Nadat de PDMS-polymeer en het hardingsmiddel in een gewichtsverhouding van 10:1 zijn gemengd, worden luchtbellen gedurende enkele minuten tot één uur verwijderd met een vacuümdesiccator, afhankelijk van de sterkte van het beschikbare vacuümsysteem. Zodra alle luchtbellen zijn verwijderd, wordt het mengsel in de schaal gegoten zodat de wafer en het oppervlak van de schaal bedekt zijn. Dit resulteert in een PDMS-laag met een dikte van ongeveer vijf millimeter.
Maak daarnaast een dun, kenmerkloos stuk PDMS van één millimeter dik. Laat het mengsel vervolgens een nacht uitharden in een oven op 60 °C. Gebruik de volgende dag een mes of scalpel om rond de wafer te snijden en verwijder meerdere PDMS-microfluïdische apparaten.
Snijd vervolgens het vel door om de individuele apparaten te isoleren. Snijd het PDMS-vel iets groter uit dan het microfluidisch apparaat. Gebruik nu een precisiepinvise (Harris Unicorn of vergelijkbaar instrument) om in- en uitlaatgaten in het microfluidisch apparaat te maken.
Reinig vervolgens de oppervlakken van het microfluïdische apparaat en de vel overvloedig met plakband. Gebruik daarna een plasmacleaner om de oppervlakken van het microfluïdische apparaat en het PDMS-vel gedurende 30 seconden bloot te stellen aan zuurstofplasma. Het zuurstofplasma creëert reactieve soorten op het blootgestelde oppervlak van het PDMS, die een binding vormen wanneer ze in fysiek contact worden gebracht.
Vul vervolgens een spuit van één milliliter, voorzien van een stompe naald van 20 gauge, met 50 micrograms per milliliter fibronectine uit menselijk plasma in PBS en schuif vervolgens een stukje slang over de naald. Steek een stuk dunnere slang in het eerste stuk slang om een klemverbinding tussen de twee stukken slang te creëren.
Bevestig vervolgens het andere uiteinde van het dunnere slangetje aan de inlaat van het microfluïdische apparaat. Oefen druk uit op de spuit om de kanalen volledig te vullen met fibronectine-oplossing en om een kleine druppel van 100 µL bij de uitlaatpoort te vormen, zodat de kanalen nat blijven. Incubeer het microfluïdische apparaat vervolgens in een bevochtigde incubator bij 37 °C gedurende 40 tot 60 minuten.
Sluit na de incubatie een nieuwe spuit gevuld met PBS aan op de stompe naald. Oefen druk uit om het microfluïdische apparaat door te spoelen met PBS. Bereid een suspensie van 500.000 tot 2 miljoen menselijke navelstrengvene-endotheelcellen, of hve, per milliliter in endotheelgroeimedium met 8% dextran.
De toevoeging van dextran vergroot de kans dat de cellen succesvol hechten en groeien binnen het microfluïdische apparaat. Vul een schone spuit, voorzien van een stompe naald en bredere slang, met de celsuspensie en sluit hier een langer stuk slang van ongeveer één meter aan. Het is essentieel om ervoor te zorgen dat de slang nauw aansluit om lekkages bij de verbindingen te voorkomen.
Spoel de slang door met de celoplossing en zorg ervoor dat er geen luchtbellen aanwezig zijn in de spuit of in de slangen om de prestaties van het systeem te optimaliseren. Het is op dit punt cruciaal om te voorkomen dat er lekken ontstaan of dat er luchtbellen in het systeem terechtkomen. Elk lek van de oplossing of de aanwezigheid van luchtbellen in het medium zal de succesvolle aanhechting van endotheelcellen verhinderen.
Zodra alle luchtbellen zijn verwijderd en de gehele lengte van de slang is gevuld met de cel-suspensie, wordt de spuit op de pomp geplaatst en wordt het andere uiteinde aan de microfluïdische inlaat bevestigd. De spuitpomp wordt op dezelfde hoogte als het microfluïdische device ingesteld. De lange slang wordt voorzichtig opgerold in de incubator om ervoor te zorgen dat de cellen en het medium voldoende zijn opgewarmd voordat ze in contact komen met het device.
Vervolgens wordt de celsuspensie in ons systeem gedurende twee uur met een volumestroom van 1,23 µL per minuut in het microfluïdische apparaat geïnfundeerd bij 37 °C en 5% CO2. De volumestroom van 1,23 µL per minuut komt overeen met een stroomsnelheid in het midden van één mm per seconde in de kleinste kanalen. Dit benadert een wandschuifspanning van één dyne per cm² in die kanalen bij gebruik van volbloed.
Zodra de infusie van de celsuspensie is voltooid, wordt dezelfde spuitpompsysteem en lange slang met een grotere spuit gebruikt om gedurende twee tot acht dagen vers groeimedium te infuseren met een snelheid van 1,23 µL per minuut. Wanneer de cellaag de gewenste mate van confluentie heeft bereikt, wordt bloed of celsuspensie in het systeem geïnjecteerd voor experimenten. Hier wordt het microfluïdische apparaat getoond vóór de endotheelialisatie.
Het microfluïdische apparaat is gevuld met voedselkleurstof om de grootte, schaal en het algemene ontwerp van het apparaat te illustreren dat de fysiologie van de vasculatuur nabootst. Brightfield-microscopie toont de endotheelialisatie van een microfluïdisch apparaat. Deze afbeelding is minder dan 48 uur na het zaaien verkregen met behulp van het beschreven protocol; de geoptimaliseerde perfusietechniek maakt het mogelijk dat endotheelcellen het gehele binnenoppervlak van het microfluïdische systeem confluent cultiveren.
Binnen 24 tot 48 uur na het zaaien van de cellen. Zoals te zien is in deze confocale afbeelding, benadert de microvasculaire tumor-on-a-chip met microkanalen de grootte van 30 micron van postcapillaire venulen, de locatie van de meeste microvasculaire obstructieve incidenten bij sikkelcelziekte. In dit experiment wordt volbloed van gezonde patiënten geïnfuseerd in een microvasculatuur-on-a-chip-apparaat onder gedeoxygeneerde omstandigheden.
Deze video laat zien dat de stroming van volbloed in ons endotheliaal microfluïdische systeem regelmatig, soepel en continu is, zonder gebieden met obstructies in het microkanaal. Hier wordt volbloed van patiënten met sikkelcelziekte geïnfuseerd in een microvasculatuur-on-a-chip-apparaat. Onder gedeoxygeneerde omstandigheden zijn significante veranderingen in de bloedstroom zichtbaar, waarbij volledige occlusies in verschillende kanalen optreden.
Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om te onthouden geen luchtbellen te introduceren bij het wisselen van de slangjes. Het voltooide apparaat is compatibel met fluorescentiemicroscopie en kan worden aangepast voor traditionele fluorescentie-assays. Deze techniek maakt het voor experimentele hematologen mogelijk om experimenten uit te voeren met enkelvoudige cellen in een gecontroleerde biofysische en hemodynamische omgeving.
Geen luchtbellen.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Dit artikel beschrijft een methode om een endotheelmonolaag te kweken in een microfluïdisch apparaat met kanalen van microvasculaire grootte. Dit in vitro-model vergemakkelijkt de studie van interacties tussen bloedcellen, endotheelcellen en oplosbare factoren bij hematologische aandoeningen.
Dit geendothelieerd microfluïdisch platform vult een kritisch hiaat in het onderzoek naar hematologische ziekten door een nauwkeurige controle van microvasculaire hemodynamische en biofysische condities mogelijk te maken. Het biedt een reproduceerbaar in vitro systeem om pathogene cel-endotheelinteracties onder stroming te bestuderen, wat bijdraagt aan mechanistische risicovermindering bij targetvalidatie en assayontwikkeling. Het model verhoogt de voorspellende betrouwbaarheid voor hematologische therapeutische kandidaten door pathofysiologie op de schaal van postcapillaire venulen te repliceren, welke relevant is voor vaso-occlusieve crises.
De methode past binnen het ontdekkingscontinuüm, van het screenen van target-hypotheses tot preklinisch efficiëntieonderzoek, met name voor hematologische middelen die gericht zijn op microvasculaire adhesie of endotheliale activatie.