Een eenvoudige methode van de Muis van Lung intubatie
March 21st, 2013
Dit artikel beschrijft een striaghforward en efficiënte methode van intubatie muizen voor longfunctie metingen of pulmonale instillatie, die het mogelijk maakt de muizen om te herstellen en studeerde worden op latere tijdstippen. Deze procedure houdt een goedkope optische vezel lichtbron die direct verlicht de luchtpijp.
Het algemene doel van deze procedure is om een muis te intuberen om mechanische ventilatie of de installatie van vloeistoffen mogelijk te maken. Dit wordt bereikt door eerst de canule en lichtbron te assembleren. De tweede stap is om de muis verticaal op te hangen aan de bovenste snijtanden.
Nadat het hoofd en lichaam zijn gemanipuleerd om een rechte weg voor intubatie mogelijk te maken, wordt de glasvezelintroducer en canule door de stembanden geïnsert. Uiteindelijk wordt de optische vezel verwijderd en wordt de muis met canule op zijn plaats in een rugligging gelegd voor ventilatie of installatie. Oké, vandaag gaan we een eenvoudige procedure demonstreren om de long van een muis te intuberen.
De visualisatie is belangrijk omdat vaak de positionering van de muis een kritische stap is in termen van het inbrengen van de canule, en dus met een beetje oefening, vergt het een beetje oefening. Het zou voor iedereen mogelijk moeten zijn om dit herhaaldelijk in een relatief korte tijd te doen. De procedure wordt vandaag gedemonstreerd door Dr. Sandy Doss, die een junior faculteitslid is in de afdeling Pulmonologie en de medische school. De eerste stap is voorbereiden.
Bereid de canule voor volwassen muizen voor, er wordt een 20 gauge IV-katheter van één tot 1,5 inch lang gebruikt. Bereid vervolgens de glasvezelkabel voor door een lengte van 0,5 millimeter optische kabel te snijden om de rand glad te maken. Na het snijden, houd de vezel aan het uiteinde vast en maak kleine cirkels zodat de uiteinden een stuk 1000 grit slijppapier raken.
Het andere uiteinde wordt in een siliconenrubberen stop geplaatst die is afgestemd op de opening van de lichtbron. Duw eerst door een 18 gauge naald. Plaats vervolgens de optische vezel door de naaldboring en trek de naald terug.
De rubberen stop wordt vervolgens aangesloten op een 150 watt halogeenlichtbron. Plaats vervolgens de glasvezelkabel door een kort stuk siliconenrubberbuis. Bevestig de buis op zijn plaats terwijl nog steeds toegestaan wordt dat de glasvezelkabel wordt aangepast.
Eenmaal op zijn plaats, steek de siliconenbuis strak in het lokaasuiteinde van de canule. Pas de positie van de glasvezelkabel aan zodat deze door de canule en ongeveer vier millimeter voor de punt uitsteekt. Zodra alles is voorbereid, plaats een verdoofde muis op een verticale steun door het dier voorzichtig op te hangen aan zijn bovenste snijtanden.
Eenmaal vastgezet, trek heel voorzichtig de tong uit en houd deze met de duim en wijsvinger vast. Plaats de middelste vinger tussen de nek en plastic steun en trek met de wijsvinger en duim aan de tong om de intubatiepad te strekken. De middelste vinger wordt gebruikt om de mond te openen en om het intubatiepad recht te trekken.
De hoek van het hoofd wordt aangepast met de middelste vinger achter de nek zoals hier getoond. Bekijk vervolgens de stembanden. Als de snaren niet zichtbaar zijn, trek dan voorzichtig harder aan de tong met de middelste vinger als ondersteuning.
Eenmaal gevisualiseerd, gebruik de glasvezelkabel als zowel lichtbron als introducer en duw deze door de stembanden. Een indicatie dat de canule in de luchtpijp is, is dat de muis naar adem kan happen wanneer de canule voor het eerst wordt ingebracht. Eenmaal ingebracht, breng de canule ongeveer vijf millimeter verder en trek vervolgens, zorgvuldig om de canule niet te bewegen, de glasvezelkabel terug, leg de muis neer en bevestig de canule met een stukje plakband en ondersteun de canulehub op een stuk modelklei.
Een kleine tandspiegel die in de vriezer is bewaard, kan worden gebruikt om te bevestigen dat de canule in de luchtpijp en niet in de slokdarm zit. Plaats de spiegel voor de lokaashub van de katheter. Als de katheter op de juiste positie zit, zal de uitgeademde adem condensatie op de spiegel vormen.
Als de intubatieprocedure alleen wordt uitgevoerd voor aerosolinstallatie van agentia in de long, kan dit worden gedaan terwijl de muis op zijn rug ligt. In deze positie, echter, worden vloeistofinstallaties efficiënter uitgevoerd terwijl de muis nog steeds in de verticale positie is opgehangen, gevolgd door onmiddellijke verwijdering van de canule voor meting van de longfunctie. De geïntubeerde verdoofde muis wordt vervolgens aangesloten op een mechanisch ventilator zoals hier getoond.
De instellingen voor de ventilator moeten worden gedaan voordat de intubatie begint, zodat er geen vertraging in de ventilatie zal zijn. Een record van ventilatiedruk en volume wordt hier voor deze geïntubeerde muis getoond. We hebben het vermogen van de methode om reproduceerbare metingen van luchtwegweerstand gedurende een periode van vijf weken te verkrijgen geëvalueerd.
De gegevens in deze grafiek laten zien dat er geen effect is van het maken van herhaalde metingen omdat de basislijnweerstand relatief constant blijft. In elk van de vier muizen die met wekelijkse tussenpozen werden bestudeerd, hebben we de dichtheid van de afdichting tussen de luchtpijp en de intubatiecanule geëvalueerd door luchtbolussen in de longen te injecteren na het opofferen van de muis. Hoewel er na de stress, relaxatieherstel, een zeer langzame lek kan zijn, lijken de druklekken minimaal te zijn.
Terwijl u deze procedure probeert, is het erg belangrijk om voorzichtig te zijn bij het verwijderen van de muis uit de ondersteunende stand, omdat het heel gemakkelijk is om de canule per ongeluk uit te trekken.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Overzicht
Dit document beschrijft een eenvoudige en efficiënte methode voor het intuberen van muizen voor longfunctiemetingen of pulmonale instillatie. De procedure stelt de muizen in staat om te herstellen en later te worden bestudeerd, met behulp van een goedkope fiberoptische lichtbron die direct de luchtpijp verlicht.
Belangrijkste studieonderdelen
Wetenschapsgebied
- Neurowetenschap
- Biologie
Achtergrond
- Intubatiën zijn essentieel voor mechanische ventilatie of vloeistofinstillatie in onderzoek.
- De procedure vereist specifiek apparatuur voor een succesvolle uitvoering.
- Juiste positionering van de muis is cruciaal voor effectieve intubatie.
- Herstel van de muis na de procedure maakt later onderzoek mogelijk.
Doel van het onderzoek
- Om een betrouwbare methode voor het intuberen van muizen te ontwikkelen.
- Om longfunctiemetingen mogelijk te maken.
- Om de installatie van vloeistoffen voor experimentele doeleinden mogelijk te maken.
Gebruikte methoden
- Assembleren van de canule en lichtbron.
- De muis verticaal ophangen aan de bovenste snijtanden.
- Manipuleren van het hoofd en lichaam van de muis voor een rechte intubatiepad.
- Het inbrengen van de fiberoptische introduceerder en canule door de stembanden.
Belangrijkste resultaten
- De procedure maakt succesvolle intubatie van de muis mogelijk.
- Muizen kunnen herstellen en later worden bestudeerd, wat de efficiëntie van de methode aantoont.
- Het gebruik van een fiberoptische lichtbron verbetert de zichtbaarheid tijdens intubatie.
- Mechanische ventilatie of vloeistofinstillatie is mogelijk na intubatie.
Conclusies
- Deze methode biedt een eenvoudige en effectieve aanpak voor het intuberen van muizen.
- Het ondersteunt verschillende experimentele procedures in longonderzoek.
- De techniek is kosteneffectief en toegankelijk voor onderzoekers.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Mouse lung intubation enables longitudinal pulmonary studies with reduced animal numbers and increased statistical power by using each animal as its own control. This method supports target validation and mechanistic de-risking in respiratory disease models by allowing repeated functional assessments over time. The fiberoptic-assisted technique lowers technical barriers, making longitudinal designs accessible to more laboratories.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses through repeated lung function measurements in individual mice.
- Operational Value: Reduces animal variability by using longitudinal designs, improving data consistency across time points.
- Predictive Value: Supports portfolio triage by providing reproducible airway resistance measurements over multiple weeks.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Creates a standardized, reproducible system for evaluating compound effects on lung mechanics.
- Quantitative Output: Enables measurement of airway resistance and ventilation parameters as pharmacodynamic readouts.
- Scalability: Low cost and minimal training requirements support broader adoption across discovery teams.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Facilitates preclinical evaluation of pulmonary therapeutics in anatomically relevant murine models.
- Mechanistic De-risking: Allows assessment of target engagement and pathway modulation through serial lung function testing.
- Translational Continuity: Supports progression from discovery to preclinical validation by enabling consistent phenotyping.
Pipeline & Workflow Integration
The method fits within the discovery continuum from early target validation through preclinical efficacy testing, particularly for respiratory indications where longitudinal lung function is a key biomarker.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing by enabling repeated physiological measurements to clarify target pathway involvement.
- Screening: Provides assay-ready biological systems with quantifiable outputs for compound evaluation.
- Analytics: Generates longitudinal airway resistance and ventilation data to compare experimental conditions.
- Translational Research: Connects early mechanism discovery to preclinical validation through consistent phenotyping.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable intubation platform applicable across multiple pulmonary research projects.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence by reducing biological variability through within-animal controls.
- Operational Value: Enhances reproducibility and standardization via fiberoptic-guided intubation technique.
- Strategic Value: Improves capital efficiency by decreasing animal usage and increasing statistical power per subject.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted advancement decisions based on repeated functional readouts.
Implementation Considerations
- Requires basic microsurgical training and familiarity with mouse handling.
- Needs a fiberoptic light source, cannula, ventilator, and basic anesthesia setup.
- Demands standardization of intubation depth and cannula securing across operators.
- Must account for potential tracheal irritation or seal degradation over repeated use.
- Limited to non-survival or recovery protocols depending on cannula duration.
