Artykuł metodologiczny

Stała objętość czy stałe ciśnienie: mysi model wstrząsu krwotocznego

28.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/2068

⸱

6 czerwca 2011

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Pittsburgh

W tym artykule

Podsumowanie

Model wstrząsu krwotocznego jest wiarygodnym i powtarzalnym narzędziem ułatwiającym identyfikację i zrozumienie kaskad sygnalizacyjnych związanych ze stanem zapalnym i uszkodzeniem narządów końcowych po urazach. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowy opis krok po kroku aspektów chirurgicznych i mechanicznych związanych z procedurą eksperymentalną wstrząsu krwotocznego u myszy.

Streszczenie

Powszechnie wiadomo, że masywna utrata krwi oraz urazy traumatyczne mogą prowadzić do kaskady niekorzystnych zdarzeń sygnalizacyjnych, które często kończą się zgonem. 1, 2, 3, 4, 5 Zdarzenia sygnalizacyjne te mogą również prowadzić do sepsy i/lub wielonarządowej niewydolności (MOD). 6, 7, 8, 9 Kluczowe jest zatem zbadanie przyczyn supresji funkcji odpornościowych oraz niekorzystnych kaskad sygnalizacyjnych, aby opracować skuteczniejsze metody pomocy pacjentom cierpiącym na urazy traumatyczne. 10 Niniejsza procedura wstrząsu krwotocznego (HS) ze stałym ciśnieniem, choć technicznie wymagająca, stanowi doskonałe narzędzie do badania tych stanów patofizjologicznych. 11, 12, 13 Postępy w ocenie systemów biologicznych, tzn. biologia systemowa, umożliwiły społeczności naukowej lepsze zrozumienie złożonych sieci fizjologicznych i wzorców komunikacji komórkowej. 14 Wstrząs krwotoczny okazał się niezbędnym narzędziem do ujawniania tych wzorców komunikacji komórkowej w odniesieniu do funkcji odpornościowych. 15, 16, 17, 18 Tę procedurę można opanować! Procedura ta może być stosowana zarówno w podejściu z stałą objętością, jak i ze stałym ciśnieniem. Adaptowaliśmy tę technikę w modelu mysim, aby usprawnić badania nad wrodzoną i nabytą funkcją odpornościową. 19, 20, 21 Ze względu na mały rozmiar, HS u myszy stawia unikalne wyzwania. Jednak dzięki wielu dostępnym szczepom myszy, gatunek ten stanowi niezrównany zasób do badania odpowiedzi biologicznych. Model HS jest istotnym modelem badania wzorców komunikacji komórkowej i odpowiedzi układów takich jak systemy mediatorów hormonalnych i zapalnych oraz sygnałów zagrożenia, tzn. nadrzędnej regulacji DAMP i PAMP, ponieważ wywołuje on odmienne odpowiedzi niż inne formy wstrząsu. 22, 23, 24, 25 Opracowanie transgenicznych szczepów myszy oraz indukcja czynników biologicznych hamujących specyficzne sygnalizacje stworzyły cenne możliwości dalszego wyjaśnienia mechanizmów regulacji w górę i w dół transdukcji sygnału po masywnej utracie krwi, tzn. w przebiegu HS i urazów traumatycznych 26, 27, 28, 29, 30.

Istnieje wiele metod reanimacji (R) stosowanych w przypadku wstrząsu hipowolemicznego (HS) i urazów. 31, 32, 33, 34 W tym modelu, w celu zbadania mechanizmów endogennych, takich jak uszkodzenia narządów odległych i zapalenie systemowe, stosowana jest metoda reanimacji o stałej objętości z użyciem wyłącznie płynu Ringera z mleczanami (LR), w ilości odpowiadającej trzykrotności objętości utraconej krwi. 35, 36, 38 Udowodniono, że ta metoda reanimacji jest skuteczna w ocenie skutków HS i urazów 38, 39.

Protokół

1. Przygotowanie instrumentów i pola operacyjnego:

1. Przygotowanie urządzenia.

Wszystkie procedury chirurgiczne są wykonywane z zachowaniem zasad aseptyki. Stosuje się chirurgiczną podkładkę w kolorze niebieskim oraz sterylną gazę do wyznaczenia pola operacyjnego. Wszystkie materiały i instrumenty są sterylizowane przed użyciem. Szwy 6-0, aplikatory z bawełnianym końcem, gaza, trójdrożne kurki z łącznikiem męsko-męskim oraz instrumenty są sterylizowane w autoklawie. Przetworniki oraz dreny PE-50 i PE-10 są sterylizowane tlenkiem etylenu. Wszystkie kurki trójdrożne, strzykawki i igły są dostarczane w formie sterylnej.

Nić chirurgiczna 6-0 przecina się na 1-calowe odcinki (6 odcinków / zwierzę) i umieszcza w małych torebkach do sterylizacji. Aplikatory z bawełnianą końcówką, gaziki 4x4 oraz trójdrożne kurki z przyłączami męsko-męskimi umieszcza się w małych lub średnich torebkach do sterylizacji, a następnie poddaje autoklawowaniu. Instrumenty chirurgiczne są sterylizowane w autoklawie każdego wieczora. Po operacji są one myte przy użyciu mydła antybakteryjnego i wody z kranu. Następnie pozostawia się je do wyschnięcia na czystym niebieskim podkładzie chirurgicznym. Po wyschnięciu ostrożnie umieszcza się je w torebce do sterylizacji i sterylizuje w celu wykorzystania następnego dnia.

Ponieważ przetworniki i przewody zawierają elementy plastikowe, muszą one zostać wysterylizowane za pomocą gazu, tzn. tlenku etylenu. Przewody PE-10 należy pociąć na odcinki o długości 5 cali i umieścić w małej torebce do sterylizacji. Przewody PE-50 należy pociąć na odcinki o długości 18 cali i umieścić w średniej torebce do sterylizacji.

2. Pole operacyjne.

Aby przygotować pole operacyjne, w pierwszej kolejności włącz sterylizator koralikowy, aby upewnić się, że przed rozpoczęciem zabiegów osiągnął on odpowiednią temperaturę – 300-350°F. Następnie przejdź do kolejnych kroków, rozkładając niebieskie podkłady chirurgiczne na blacie przemytym alkoholem. Jeden podkład umieść pod mikroskopem, a drugi na cyrkulacyjnej podkładce grzewczej w miejscu, gdzie znajdują się analizatory BP. Na obu niebieskich podkładach chirurgicznych rozłóż jałowe obłożenia pola operacyjnego. Napełnij stalową tacę na instrumenty w 1/3 70% alkoholem. Użyj takiej ilości 70% EtOH, aby przykryć wszystkie instrumenty chirurgiczne. Użyj osobnego jałowego obłożenia i umieść je obok mikroskopu. Na tym jałowym polu ułóż wszystkie sterylne instrumenty, nici chirurgiczne, gazę i cewniki. Zachowaj ostrożność podczas otwierania sterylnych instrumentów i nici, aby nie doprowadzić do ich zanieczyszczenia poprzez dotknięcie. Podczas przeprowadzania tej procedury przygotowawczej zaleca się stosowanie sterylnych rękawiczek.

2. Konfiguracja mechaniczna i procedury:

1. Przygotowanie cewnika.

Aby przygotować cewnik do prawej tylnej kończyny myszy używany do pomiaru BP, najpierw załóż sterylne rękawiczki. Następnie wyjmij sterylną rurkę PE-10 z autoklawowanej torebki. Chwyć środek rurki palcem wskazującym i kciukiem, pozostawiając między nimi około cala odstępu. Delikatnie rozciągnij ten odcinek rurki, aby zmniejszyć jej średnicę, co ułatwi wprowadzenie cewnika. Po rozciągnięciu rurki przetnij ją na pół za pomocą sterylnych nożyczek. Rurka o długości 5 cali powinna teraz składać się z dwóch fragmentów o długości około 2 ½ cala każdy. Upewnij się, że rozciągnięty koniec jest ścięty pod skosem.

*NIE należy zbyt mocno pochylać ściętej krawędzi, ponieważ może to zwiększyć ryzyko opuszczenia światła naczynia poprzez przebicie jego dolnej ściany.

Wprowadź igłę 30G do tępego, nierozciągniętego końca rurki. Przygotuj sterylną strzykawkę 1cc oraz trójdrożny kranik. Za pomocą gazika nasączonego alkoholem zdezynfekuj górną część sterylnej fiolki 10cc zawierającej sól fizjologiczną z heparyną (0,1ml heparyny/9,9ml soli fizjologicznej). Napełnij strzykawkę 0,6-0,7cc roztworu heparyny. Do końca kranika trójdrożnego, znajdującego się naprzeciwko końcówki męskiej, przymocuj igłę 30G i cewnik. Wypełnij kranik, igłę 30G oraz rurkę PE-10 roztworem heparyny. Należy upewnić się, że z układu usunięto WSZYSTKIE PĘCHYRZYKI POWIETRZA. Najskuteczniejszą metodą usuwania pęcherzyków powietrza jest wykorzystanie grawitacji. Skieruj igłę w stronę podłoża, pozwalając rurce zwisać w stronę blatu. Lekko uderz palcami w nasadę igły, aby pęcherzyki wypłynęły na powierzchnię roztworu heparyny. Odłącz igłę 30G od kranika trójdrożnego i usuń pęcherzyki. Odciągnij płyn z kranika trójdrożnego z powrotem do strzykawki 1cc, aby usunąć wszelkie pęcherzyki uwięzione w kraniku, a następnie ponownie podłącz rurkę do kranika. W strzykawce powinno pozostać około 1cc mieszaniny. Mysz otrzyma około 0,05cc tej mieszaniny (w wyniku przepłukania cewnika w celu utrzymania drożności podczas wprowadzania), co odpowiada około 1U heparyny/mysz. Gotowy cewnik umieść na sterylnym polu operacyjnym wraz z instrumentami chirurgicznymi.

Aby przygotować cewnik do lewej nogi myszy, należy postępować zgodnie z opisaną powyżej procedurą, z wyjątkiem zastosowania kurka trójdrożnego. Lewa noga służy do pobierania krwi, zatem kurek trójdrożny nie jest wymagany. Napełnij kolejną sterylną strzykawkę 1cc od 0,15-0,2cc roztworu soli fizjologicznej z heparyną. Podłącz igłę 30G i dren PE-10 bezpośrednio do strzykawki 1cc. Wypełnij ten system cewnika lewej nogi roztworem. Z tego układu również należy usunąć pęcherzyki powietrza. Gotowy cewnik umieść na sterylnym opatrunku wraz ze sterylnymi narzędziami.

2. Konfiguracja przetwornika.

Podłącz sterylny przetwornik do analizatora digi-med BPA 400 zgodnie ze specyfikacją firmy micro-med. Do obu końców przetwornika przymocuj trójdrożny kurek. Napełnij strzykawkę 10 ml roztworem Ringera z mleczanami (LR) i podłącz ją do kurka w taki sposób, aby przetwornik leżał płasko na blacie laboratoryjnym. Wprowadź igłę 23G do obu końców dociętego, wysterylizowanego odcinka rurki PE-50 o długości 18 cali. Jeden koniec rurki PE-50 podłącz do trójdrożnego kurka z dołączoną strzykawką 10 ml. Napełnij układ z kurkiem i rurką PE-50 roztworem LR. Upewnij się, że z systemu usunięto WSZYSTKIE PĘCHERZYKI POWIETRZA, zgodnie z opisem w poprzedniej sekcji. Ponownie podłącz kurek do przetwornika, a następnie napełnij przetwornik i 2nd trójdrożny z LR. Na koniec należy przymocować metalny kurek z złączami luer-lock samiec-samiec do igły 23G drenu PE-50, aby móc go podłączyć do cewnika w prawej nodze myszy.

*Krytyczne jest, aby podczas pracy w przetworniku znajdował się płyn.

*Należy przeprowadzić procedury kalibracji i zerowania zgodnie z protokołem Micro-med.

3. Procedury chirurgiczne i eksperymentalne:

1. Procedury chirurgiczne.

Zacznij od podania dootrzewnowego wstrzyknięcia pentobarbitalu sodu (Nembutol) (70mg/kg w rozcieńczeniu 1:10). Procedurę tę wykonuje się poprzez najpierw podniesienie myszy z klatki, chwytając ją za nasadę (najbardziej proksymalny koniec) ogona. Następnie, nadal trzymając ogon, umieść zwierzę na górnej części klatki. Chwyć mysz za kark, używając kciuka i palca środkowego po obu stronach ciała, tuż za przednimi łapami. Palec wskazujący służy do odciągnięcia skóry w okolicy głowy i szyi w stronę karku, aby unieruchomić głowę. Ogon myszy należy owinąć i przytrzymać między małym a serdecznym palcem, podczas gdy palec serdeczny jest dociskany do odcinka lędźwiowego kręgosłupa myszy. Mysz powinna zasnąć w ciągu 5 minut. Po znieczuleniu zwierzęcia umieść je w pozycji grzbietnej na metalowej płycie chirurgicznej. Do unieruchomienia zwierząt stosuje się technikę luźnych pętli z taśmy, przytwierdzając ich kończyny. Technika luźnych pętli polega na wycięciu cienkich pasków taśmy i luźnym owinięciu ich wokół każdej z przednich kończyn poniżej łapy oraz wokół każdej z tylnych kończyn poniżej łapy. Następnie taśma jest przyklejana do siebie, a pozostały fragment mocuje się do płyty. Pozwala to kończynom myszy przyjąć bardziej naturalną pozycję anatomiczną. Następnie obszary brzuszne i pachwinowe zwierzęcia zgala się za pomocą maszynki Oster A5 z ostrzem rozmiaru 40. Gazik 4x4 nasącza się betadyną, a następnie przeciera obszar operacyjny w celu zapewnienia sterylności.

Po unieruchomieniu i sterylizacji, nad nosem myszy na kilka sekund przed wykonaniem początkowego nacięcia umieszcza się lejek do znieczulania z 1cc izofluranu. Lejek składa się z probówki stożkowej o pojemności 50cc wypełnionej gazą. Połowa dna probówki jest wycięta, aby stworzyć przestrzeń, w której nos myszy może spoczywać bez kontaktu z powierzchnią. Na końcówce probówki stożkowej 50cc umieszcza się zakrętkę (dno pojemnika do przechowywania tkanek), aby zapobiec ucieczce oparów izofluranu. Gdy oddech zwierzęcia zacznie zwalniać, wykonuje się niewielkie nacięcie skóry o długości 4-5mm równolegle do lewego mięśnia skośnego wewnętrznego brzucha oraz lewego mięśnia poprzecznego brzucha. Następnie przeprowadza się preparację żyły i tętnicy udowej. Należy zadbać o to, aby nie uszkodzić otaczających mięśni ani nie dotknąć nerwów. Aby rozpocząć tę preparację, należy oddzielić tkankę tłuszczową od mięśni skośnych i poprzecznych brzucha, chwytając tkankę tłuszczową pęsetą Dumont w miejscu połączenia z jamą brzuszną. Tkankę tę odciąga się od ściany mięśniowej. Następnie wykonuje się rozszerzenie tępe wzdłuż mięśni brzucha, delikatnie oddzielając powięź i tkankę tłuszczową za pomocą drugiej pęsety Dumont. Bezpośrednio pod tą tkanką tłuszczową znajdują się żyła i tętnica udowa wraz z nerwem udowym.

*Należy uważać, aby nie uszkodzić mięśnia obszerny pośredni, przyśrodkowy i boczny mięśnia czworogłowego uda ani mięśnia prostego uda. Nie ma potrzeby chwytania ani nawet dotykania tych mięśni.

*NIE DOTYKAĆ nerwu udowego

Wypreparuj nerw, chwytając przylegającą do niego tkankę tłuszczową. Odciągnij tę tkankę bocznie od żyły i tętnicy, a nerw zostanie odsłonięty, ponieważ jest w niej zatopiony. Podczas bocznego odciągania nerwu, wykonaj rozbicie tępe powięzi, przykładając drugą pęsetę Dumonta końcówką w dół do tętnicy i otwierając oraz zamykając ją. Naczynia są bardzo powierzchowne, dlatego należy uważać, aby nie uszkodzić leżących poniżej mięśni. Po oddzieleniu nerwu użyj pęset Dumonta, aby rozdzielić powięź mocującą naczynia do mięśni. Trzymając pęsetę zamkniętą, wsuń ją grzbietowo względem naczyń. Gdy końcówka pęsety pojawi się po przeciwnej stronie żyły, otwórz ją, aby wykonać rozbicie tępe powięzi. Trzymając pęsetę grzbietowo względem naczynia, chwyć pierwszy szew. Umieść szew w pęsecie i wyciągnij go z powrotem przez otwór utworzony między naczyniami a leżącymi poniżej mięśniami. Ponownie podkreślam, że nie ma potrzeby uszkadzania otaczających mięśni.

Umieść łącznie 3 szwy 6-0 wokół żyły i tętnicy. Szew 1 znajduje się najbliżej mięśni brzucha. Zawiąż węzeł, ale pozostaw go luźnym i zaciśnij kleszczykiem hemostatycznym. Wklęsła krawędź kleszczyka powinna opierać się o jamę brzuszną zwierzęcia. Szew 2 znajduje się najbardziej dystalnie. Szew ten można zawiązać natychmiast, ligując naczynia, a następnie zaciśnąć kleszczykiem, ponownie stroną wklęsłą do dołu. Szwy dystalny i proksymalny służą do naprężenia naczyń (aby zapobiec utracie krwi) i ich lekkiego uniesienia, co ułatwia wprowadzenie cewnika. Szew 3 jest szwem stabilizującym cewnik. Umieść ten szew pomiędzy szwami dystalnym a proksymalnym. Zawiąż luźny węzeł, który posłuży do zabezpieczenia cewnika wewnątrz naczynia po wprowadzeniu. Po zabezpieczeniu szwów zidentyfikuj tętnicę po grubości ściany naczynia. Jest ona bardzo biała. Za pomocą mikronożyczek wykonaj niewielkie nacięcie na górnej ściance tętnicy. Wykonaj otwór blisko szwu dystalnego, aby pozostał odpowiedni odcinek tętnicy dla początkowego wprowadzenia cewnika. Użyj pęset Dumonta, aby rozszerzyć otwór, wkładając jeden koniec pęsety do światła tętnicy i zamykając ją na ścianie naczynia. Upewnij się, że środkowy szew znajduje się proksymalnie względem otworu w tętnicy, aby można go było użyć do utrzymania cewnika w miejscu po początkowym wprowadzeniu. Trzymając ścianę tętnicy, wprowadź cewnik do światła, jednocześnie nasuwając naczynie na cewnik. Lekko zawiąż środkowy szew stabilizujący, aby utrzymać cewnik na miejscu. Zwolnij proksymalny kleszczyk hemostatyczny. To zwolnienie poluzuje szew proksymalny i ponownie otworzy pętlę szwu wokół naczyń. W tym momencie ciśnienie tętnicze powinno wtłoczyć krew z powrotem do cewnika. W cewniku powinna być widoczna pulsująca krew. Przytrzymaj naczynia wokół cewnika jedną pęsetą Dumonta, a drugą wepchnij cewnik do naczynia na około 4-5mm. Przytrzymanie naczynia wokół cewnika pomaga zapobiec rozerwaniu tętnicy. Końcówka cewnika powinna spoczywać tuż pod mięśniami skośnymi wewnętrznymi i poprzecznymi brzucha. Aby zapobiec powstawaniu skrzepów krwi w linii tętniczej, pobierz krew do cewnika i wstrzyknij ją z powrotem do myszy kilka razy, aby wprowadzić płyn z heparyną. Powtórz tę procedurę dla drugiej nogi w celu obustronnej kaniulacji tętnicy udowej. Podłącz zwierzę do monitora parametrów fizjologicznych, np. analizatora BPA-400, i przepłucz linie tętnicze. Wprowadź 1 lub 2 krople sterylnej soli fizjologicznej do otworu chirurgicznego, aby utrzymać wilgotność otaczających tkanek. Pamiętaj, aby obszar ten pozostawał nasycony przez cały czas trwania procedury. Przez cały czas trwania zabiegu przykryj zwierzę sterylnym opatrunkiem, aby pomóc w zachowaniu sterylności.

Umieść narzędzia chirurgiczne w 70% alkoholu i przetrzyj je sterylną gazą. W celu sterylizacji pomiędzy zwierzętami umieść je w sterylizatorze koralikowym na ˜20 sekund. Wyjmij narzędzia chirurgiczne i spryskaj je 70% alkoholem, aby przyspieszyć ich chłodzenie. Połóż je na sterylnym podkładzie. Upewnij się, że na narzędziach nie pozostał alkohol, który mógłby ścieknąć do kolejnego zwierzęcia.

2. Wstrząs krwotoczny.

W ciągu 15 min. pobierane jest około 1/2 objętości krwi myszy, co pozwala na uzyskanie średniego ciśnienia tętniczego na poziomie 28-32 mm Hg.

*W przypadku myszy o masie 25-27g początkowa objętość pobranej krwi w celu uzyskania pożądanego ciśnienia wynosi około 0,6cc

Niniejsza procedura opiera się na metodzie stałego ciśnienia, w przeciwieństwie do metody stałej objętości. Procedury te mogą być jednak stosowane zarówno w przypadku krwotoku o stałym ciśnieniu, jak i o stałej objętości. Przy stałym monitorowaniu zwierzę pozostaje w stanie wstrząsu krwotocznego przez 1,5-3 godziny. Gdy zwierzę próbuje kompensować utratę krwi i średnie ciśnienie tętnicze zaczyna ponownie nieznacznie rosnąć (co jest widoczne na analizatorze BP/HR), należy pobrać więcej krwi, aby osiągnąć pożądane ciśnienie. Choć podczas procedury HS rzadko wymagane są dawki uzupełniające (0,05cc Nembutolu IP), oddychanie zwierzęcia, ruchy wibrysów, testy odruchowe oraz cyfrowy odczyt BP/HR pomogą określić, kiedy zwierzę wymaga dodatkowej anestezji. Zwierzęta są utrzymywane pod lampą i na cyrkulacyjnej macie grzewczej, aby pomóc w utrzymaniu temperatury 36-37°C podczas całej procedury wstrząsu krwotocznego. Temperaturę sprawdza się za pomocą sondy rektalnej.

3. Resuscytacja.

Po upływie czasu wstrząsu zwierzę jest reanimowane (R) przy użyciu roztworu mleczana Ringera (LR) w stałej objętości wynoszącej 3x objętość utraconej krwi danego zwierzęcia. Objętość LR jest podawana za pomocą pompy strzykawkowej ustawionej tak, aby dozować tę objętość ze stałą prędkością w odstępie 15min. Należy usunąć cewnik i podwiązać naczynia za pomocą 3 szwów. Należy wyciągnąć cewnik tuż za proksymalny szew i całkowicie go zawiązać. Zapobiegnie to utracie krwi. Przepływ oboczny zapobiega wystąpieniu niedokrwienia kończyn dolnych.

4. Po resekcji.

Następnie oba otwory w kończynach tylnych zostają zaszyte przy użyciu sterylnej nici 4-0 PDSII. Luźna taśma pętlowa zostaje usunięta, a zwierzęta umieszczone w czystej klatce, która przez kilka godzin po wybudzeniu znajduje się na cyrkulacyjnej macie grzewczej. W celu prawidłowego zarządzania bólem należy podać leki przeciwbólowe w momencie, gdy zwierzęta zaczynają budzić się z narkozy. Buprenorfinę (0.1mg/kg) wstrzykuje się podskórnie, gdy zwierzęta rozpoczynają aktywność fizyczną, ale nie wcześniej, aby nie upośledzić funkcji oddechowych. Zaleca się stosowanie intensywnego monitorowania pooperacyjnego, zgodnie z zatwierdzonym protokołem IACUC, zachowaniem poszczególnych zwierząt oraz aktualnym stanem ich zdrowia.

4. Klucze do sukcesu:

  1. Podczas preparowania naczyń należy upewnić się, aby NIE DOTYKAĆ nerwu udowego
  2. Należy uważać, aby nie uszkodzić mięśnia prostego uda, mięśnia prostego bocznego oraz mięśnia obszernego przyśrodkowego. Nie ma potrzeby chwytania ani nawet dotykania tych mięśni.
  3. Nie należy ustawiać zbyt ostrego kąta ścięcia cewnika, ponieważ może to doprowadzić do wypadnięcia cewnika z kanału naczynia i niekontrolowanego krwawienia
  4. Należy dołożyć wszelkich starań, aby zachować jak najwyższy stopień sterylności.
  5. Należy upewnić się, że w systemach cewników i przetworników NIE MA pęcherzyków powietrza.
  6. Należy upewnić się, że w przetworniku podczas pracy znajduje się płyn Ringera z mleczanami (LR). Praca „na sucho” może uszkodzić system pomiaru BP.
  7. Otwór w tętnicy powinien być mały.
  8. Otwór w tętnicy należy wykonać blisko szwu dystalnego.
  9. Podczas wprowadzania cewnika należy go pchać, jednocześnie naciągając naczynie w jego kierunku, aby uniknąć rozerwania tętnicy.
  10. Należy dbać o to, aby otwory chirurgiczne w kończynach były nasycone sterylną solą fizjologiczną, aby zapobiec niekontrolowanemu uszkodzeniu tkanek lub utracie płynów.
  11. Kluczowe są cierpliwość i precyzja.
  12. Należy uważnie monitorować fizjologię zwierzęcia przez cały czas trwania eksperymentu.

5. Kwestie pooperacyjne:

  1. Należy sprawdzić, czy w kończynie nie występuje niedokrwienie, choć przepływ oboczny powinien temu zapobiegać.
  2. Zwierzę może mieć trudności z poruszaniem kończynami tylnymi w wyniku manipulacji chirurgicznych i towarzyszącego im stanu zapalnego. Należy zapewnić odpowiednie leczenie przeciwbólowe.
  3. Dotknięcie, a w konsekwencji uszkodzenie nerwu, może doprowadzić do utraty zdolności zwierzęcia do poruszania się.

Oświadczenia

Eksperymenty na zwierzętach były nadzorowane i przeprowadzane zgodnie z wytycznymi i przepisami ustanowionymi przez Institutional Animal Care and Use Committee oraz Research Conduct and Compliance Office Uniwersytetu w Pittsburghu, który jest w pełni akredytowaną instytucją AALAS/AALAC. Zwierzęta pochodziły z laboratoriów Jackson Laboratories oraz Charles Rivers Laboratories. Wszystkie zwierzęta podlegają szczegółowej kontroli stanu zdrowia przeprowadzanej przez każdego dostawcę, a także w ramach wewnętrznych programów monitorowania zdrowia zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu. Badania te są prowadzone zgodnie z zasadami rządu USA dotyczącymi wykorzystania kręgowców. Program jest zarejestrowany w USDA i posiada list zapewnienia (letter of assurance) wydany przez Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare.

Podziękowania

Źródło finansowania/Numer Molecular Biology of Hemorrhagic Shock GM053789

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dumonts(SS/45° kąt, końcówka 0,2x0,12 mm, długość 13,5 cm)Fine Science Tools11203-25
Nożyczki chirurgiczne (proste-12 cm)Fine Science Tools14068-12
Kleszczyki hemostatyczne (zakrzywione-12,5 cm)Fine Science Tools13009-12
Mikronożyczki (nożyczki sprężynowe – proste, 8 cm)Fine Science Tools15000-00
Pinceta (końcówka 0,8 mm, zakrzywiona, 10 cm)Fine Science Tools11050-10
szpula nici chirurgicznych 6-0Fine Science Tools18020-60
szew 4-0 PDS II Penn VetETHZ304H
gaza 4x4Dowolny dostawca
patyczek higienicznyDowolny dostawca
igła 30GDowolny dostawca
igła 23GDowolny dostawca
strzykawka 3 cm³dowolny dostawca
strzykawka 5 cm³Dowolny dostawca
strzykawka 10 mlDowolny dostawca
probówka stożkowa 50 mlDowolny dostawca
strzykawka 1 cm³ z igłą 25GFisher Scientific14-826-88
Przewód polietylenowy 10 100' (PE-10)Fisher Scientific14-170-12P
Przewód polietylenowy PE-50, 100 stóp (PE-50)Fisher Scientific14-170-12B
kurek trójdrożnyFisher ScientificNC9779127
podkład chirurgiczny niebieskiFisher Scientific50-7105
Sterylne opatrunki polaFisher ScientificNC9517505
rolki taśmy 1"Corporate ExpressMMM26001
słoiki z szerokim otworem i prostymi ściankami (używane jako zakrętka stożka nosowego)VWR international159000-058
taca ze stali nierdzewnej 8" x 11"VWR international62687-049
trójdrożny łącznik luer lock męsko-męskiVWR international20068-909
torebka do sterylizacji 3"x8"VWR international24008
torebka do sterylizacji 5"x10"VWR International24010
Mikroskop Wild M650 ze statywem z wysięgnikiemLeica Microsystems
Cyfrowa kamera Leica IC D/obraz na żywo Leica Microsystems
analizator Digi-Med BPA-400 &integrator systemówMicro-MedSYS-400
TXD-310 (przetwornik Digi-Med) Micro-MedTXD-300
KomputerDell
Sterylizator koralikowy do narzędziVWR international18000-45
Maszynka Oster A5 z ostrzem nr 40VWR international10749-020
cyrkulacyjna mata grzewcza 18x26Harvard Apparatuspy872-5272
termometr rektalnyKent ScientificRET-3
Pentobarbital sodowy (roztwór sodowy Nembutol) (70 mg/kg)OVATION Pharmaceuticals
Buprenorfina HCl (0,1 mg/kg)Bedford Laboratories
Wlew z roztworu Ringera z mleczanem, worek 250 ml do podania dożylnegoBaxter International Inc.
Aerrane (izofluran) (99,9%)NLS Animal Health105996
Heparyna sodowa (1000 U)Abraxis BioScience
bakteriostatyczny chlorek sodu (0,9%)Hospira Inc.
Alkohol etylowy (70%)Pharmco-AAPER
Powidon-jod Triadine (Betadine)Wyroby jednorazowe Triad

Bibliografia

  1. Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B. Epidemiology of trauma deaths. Am J Surg. 140, 44-50 (1980).
  2. Hierholzer, C., Billiar, T. R. Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock. Langenbeck's Arch Surg. 386, 302-308 (2001).
  3. Dutton, R. P., Stansbury, L. G., Leone, S., Kramer, E., Hess, J. R., Scalea, T. M. Trauma Mortality in Mature Trauma Systems: Are We Doing Better? An Analysis of Trauma Mortality Patterns. J Trauma. , Forthcoming (2010).
  4. Frink, M., van Griensven, M., Kobbe, P., Brin, T., Zeckey, C., Vaske, B., Krettek, C., Hildebrand, F. IL- 6 predicts organ dysfunction and mortality in patients with multiple injuries. Scand J Trauma Resusc Emerg Med. 17, 49-49 (2009).
  5. DeCamp, M. M., Demling, R. H. Posttraumatic multisystem organ failure. JAMA. 260, 530-534 (1988).
  6. Faist, E., Baue, A. E., Dittmer, H., Heberer, G. Multiple Organ Failure in Polytrauma Patients. Journal of Trauma. 23, 775-787 (1983).
  7. Kalff, J. C., Hierholzer, C., Tsukada, K., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Hemorrhagic shock results in intestinal muscularis intercellular adhesion molecule (ICAM-1) expression, neutrophil infiltration, and smooth muscle dysfunction. Arch Orthop Trauma Surg. 119, 89-93 (1999).
  8. Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D., Bauer, A., Pape, H. C. IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock. Cytokine. 45, 26-31 (2009).
  9. Ulloa, L., Tracey, K. J. The 'cytokine profile' a code for sepsis. Trends in Mol. Med. 11, 56-63 (2005).
  10. Darwiche, S., Kobbe, P., Pfeifer, R., Kohut, L., Pape, H. C., Billiar, T. R. Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model. J Vis Exp. , (2010).
  11. Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal models for trauma research: what are the options. Shock. 31, 3-10 (2009).
  12. Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. Hemorrhagic shock: an overview of animal models. Front Biosci. 14, 4631-469 (2009).
  13. Chaudry, I. H., Ayala, A., Ertel, W., Stephan, R. N. Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol. 259, 663-678 (1990).
  14. Lagoa, C. E., Bartels, J., Baratt, A., Tseng, G., Clermont, G., Fink, M. P., Billiar, T. R., Vodovotz, Y. The role of initial trauma in the host's response to injury and hemorrhage: insights from a correlation of mathematical simulations and hepatic transcriptomic analysis. Shock. 26, 592-600 (2006).
  15. Prince, J. M., Levy, R. M., Yang, R., Mollen, K. P., Fink, M. P., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. Toll-like receptor-4 signaling mediates hepatic injury and systemic inflammation in hemorrhagic shock. J Am Coll Surg. 202, 407-417 (2006).
  16. Meng, Z. H., Dyer, K., Billiar, T. R., Tweardy, D. J. Essential role for IL-6 in postresuscitation inflammation in hemorrhagic shock. Am J Physiol Cell Physiol. 280, C343-C351 (2001).
  17. McCloskey, C. A., Kameneva, M. V., Uryash, A., Gallo, D. J., Billiar, T. R. Tissue Hypoxia activates JNK in the liver during hemorrhagic shock. Shock. 22, 380-386 (2004).
  18. Li, Y., Xiang, M., Yuan, Y., Xiao, G., Zhang, J., Jiang, Y., Vodovotz, Y., Billiar, T. R., Wilson, M. A., Fan, J. Hemorrhagic shock augments lung endothelial cell activation: role of temporal alterations of TLR4 and TLR2. Am J Phsyiol Regul Integr Comp Physiol. 297, 1670-1680 (2009).
  19. Xu, Y. X., Ayala, A., Chaudry, I. H. Prolonged immunodepression after trauma and hemorrhagic shock. J Trauma. 44, 335-341 (1998).
  20. Abraham, E., Chang, Y. H. Haemorrhage-induced alterations in function and cytokine production of T cells and T cell subpopulations. Clin. Exp. Immunol. 90, 497-502 (1992).
  21. Peitzman, A. B., Billiar, T. R., Harbrecht, B. G., Kelly, E., Udekwu, A. O., Simmons, R. L. Hemorrhagic Shock. Curr Probl Surg. 32, 925-1002 (1995).
  22. Angele, M. K., Knoferl, M. W., Schwacha, M. G., Ayala, A., Cioffi, W. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Sex steriods regulate pro- and anti- inflammatory cytokine release by macrophages after trauma-hemorrhage. Am. J. Physiol. 277, C35-C42 (1999).
  23. Takashi, K., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A., Schwacha, M. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice. J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).
  24. Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G. Systemic inflammation after trauma. Injury, Int. J. Care Injured. 38, 1336-1345 (2007).
  25. Frei, R., Steinle, J., Birchler, T., Loeliger, S., Roduit, C., Steinhoff, D., Seibl, R., Buchner, K., Seger, R., Reith, W., Lauener, R. P. MHC class II molecules enhance Toll-like receptor mediated innate immune responses. PloS One. 5, 8808-8808 (2010).
  26. Matsutani, T., Anantha Samy, T. S., Kang, S. C., Bland, K. I., Chaudry, I. H. Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-176 (2004).
  27. Prince, J. M., Levy, R. M., Bartels, J., Baratt, A., Kane, J. M., Lagoa, C., Rubin, J., Day, J., Wei, J., Fink, M. P. In silico and in vivo approach to elucidate the inflammatory complexity of CD14-deficient mice. Mol Med. 12, 88-96 (2006).
  28. Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D. W., Bauer, A. J., Pape, H. C. IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock. Cytokine. 45, 26-31 (2009).
  29. Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock. Shock. 27, 157-164 (2007).
  30. Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., Bland, S. -C., Chaudry, K. I., H, I. Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage. Cytokine. 30, 168-176 (2005).
  31. Rushing, G. D., Britt, L. D. Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review. Ann Surg. 247, 929-937 (2008).
  32. Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock. J Surg Res. 158, 423-423 (2010).
  33. Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter? Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).
  34. Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. B. Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection. J Trauma. 6, 1213-1219 (2009).
  35. Maier, S., Holz-Holzl, C., Pajk, W., Ulmer, H., Hengl, C., Dunser, M., Haas, T., Velik-Salchner, C., Fries, D., Greiner, A., Hasibeder, W., Knotzer, H. Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock. J Trauma. 66, 33-45 (2009).
  36. Stahel, P. F., Smith, W. R., Moore, E. E. Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient. Injury. 40, 27-35 (2009).
  37. Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats. Shock. , Forthcoming (2009).
  38. Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation. Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).
  39. Perel, P., Roberts, I. Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients. Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

pobieranie krwiroztwór Ringera z mleczanemprocedura kaniulacjicytometria przepływowaodpowiedź immunologicznakomunikacja komórkowa
Stała objętość czy stałe ciśnienie: mysi model wstrząsu krwotocznego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.