Artykuł metodologiczny

Organy receptorowe mięśni w odwłoku raków: ćwiczenie laboratoryjne dla studentów z zakresu propriocepcji

24.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/2323

⸱

18 listopada 2010

 ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Kentucky

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Głównym celem niniejszego eksperymentu jest zrozumienie, w jaki sposób pierwotne neurony sensoryczne przekazują informacje o ruchach i pozycjach stawów jako informacje proprioceptywne u zwierzęcia. Dodatkowym celem niniejszego raportu jest przedstawienie anatomii preparatu poprzez sekcję i obserwację neuronów pod mikroskopem stereoskopowym.

Streszczenie

Głównym celem niniejszego eksperymentu jest zademonstrowanie działania pierwotnych neuronów sensorycznych przekazujących informacje o ruchach i położeniu stawów jako informacje proprioceptywne zwierzęcia. Dodatkowym celem eksperymentu jest poznanie anatomii preparatu poprzez barwienie, sekcję oraz obserwację neuronów i struktur sensorycznych pod mikroskopem stereoskopowym. Jest to realizowane przy użyciu podstawowego sprzętu neurofizjologicznego do rejestracji aktywności elektrycznej narządu receptorowego stawu oraz technik barwienia. System narządu receptorowego mięśni (MRO) u raka jest analogiczny do wrzecion mięśniowych wewnątrzwrzecionowych u ssaków, co sprawia, że stanowi on przystępny model porównawczy do rejestracji elektrofizjologicznych. Ponadto, w preparatach można zidentyfikować te konkretne neurony sensoryczne. Preparat pozostaje żywotny w minimalnym roztworze soli przez wiele godzin, co jest odpowiednie dla studenckich ćwiczeń laboratoryjnych. MRO jest również podatny na neuromodulację, co skłania do stawiania interesujących pytań dotyczących miejsc działania modulatorskiego oraz integracji dynamicznych sygnałów ruchu i statycznego położenia, wraz z możliwością zmiany wzmocnienia w systemie.

Protokół

1) WSTĘP

Proprioceptory to neurony wykrywające pozycję stawu, kierunek, prędkość oraz rozciąganie mięśni. Propriocepcja jest wyjątkową modalnością sensoryczną, ponieważ proprioceptory są interoceptorami i wyczuwają bodźce wewnątrz organizmu, a nie ze świata zewnętrznego.

W układzie kręgowców wydaje się, że wiele receptorów stawowych i napięciowych nie jest niezbędnych do wykrywania ogólnych informacji proprioceptywnych. Badania z wykorzystaniem ablacji, wibracji oraz znieczuleń wykazały, że receptory pierścieniowospiralne i kwiatowe (zakończenia nerwów czuciowych) na włóknach mięśniowych są dwiema kluczowymi grupami receptorów niezbędnymi dla propriocepcji (Burgess et al. w przeglądzie z 1982 r.). Należy jednak zauważyć, że inne receptory, takie jak te znajdujące się w stawach, gromadzą nadmiarowe informacje, które służą do precyzyjnej kontroli ruchów. Stawonogi, podobnie jak kręgowce, posiadają członowane wyrostki. W związku z tym nie jest zaskakujące, że proprioceptory opisane dla kręgowców mają swoje odpowiedniki w kończynach i stawach stawonogów.

Anatomiczna budowa organów chordotonalnych u krabów umożliwia analizę każdego pojedynczego neuronu w zależności od pełnionej funkcji. Ponadto można badać kwestie rozwojowe w miarę wzrostu zwierzęcia lub podczas regeneracji kończyny (Cooper and Govind, 191; Hartman and Cooper, 193). Niektóre stawowe organy chordotonalne u krabów zawierają setki pierwotnych neuronów sensorycznych (Cooper, 208), które monitorują aspekty związane z frakcjonowaniem zakresu ruchów i pozycji stawu. Mniej złożonym systemem proprioceptywnym monitorującym ruchy i pozycje stawów są organy receptorowe mięśniowe (MROs) w odwłoku raków (Eckert, 1961a,b; McCarthy and MacMillan, 1995). Mechanoreceptory w MROs odwłoka raków przekształcają bodziec rozciągania w zakończeniach sensorycznych, osadzonych w mięśniu, w stopniowany potencjał receptorowy. Gdy potencjał przekroczy próg, u podstawy aksonu powstaje potencjał czynnościowy. Jest to zjawisko definiowane i znane w neurobiologii jako „miejsce inicjacji kolca”. W tym systemie ciało komórki znajduje się w bliskim sąsiedztwie monitorowanego mięśnia. W tym systemie sensorycznym istnieją dwa odrębne typy receptorów rozciągania: receptor wolno adaptujący się oraz szybko adaptujący się. Aktywność ta zależy od siły rozciągania mechanicznego. System MRO u raków jest analogiczny do wrzecion mięśniowych wewnątrzbrzuśnych u ssaków, a mięśnie te posiadają również kontrolę eferentną w celu utrzymania ich napięcia, co jest charakterystyczne dla mięśni wewnątrzbrzuśnych u ssaków.

Neurony sensoryczne wrzecionek mięśniowych u ssaków są trudne do badania elektrofizjologicznie ze względu na niewielki rozmiar zakończeń sensorycznych. Trudno jest również śledzić lokalizację ciał komórkowych w zwoju korzeniowym tylnym aż do ich zakończeń obwodowych. W porównaniu z nimi neurony MRO u raków są łatwo dostępne dla elektrod zewnątrzkomórkowych i wewnątrzkomórkowych podczas długotrwałych rejestracji. Ciała komórkowe neuronów sensorycznych MRO są stosunkowo duże (50-10 μm średnicy). Neurony sensoryczne służyły również jako model do badania funkcjonowania kanałów „aktywowanych rozciąganiem” w neuronach, przepływu jonowego, rozmieszczenia kanałów oraz gęstości neuronów sensorycznych (Brown et al., 1978; Edwards et al., 1981; Erxleben, 1989; Hunt et al., 1978; Purali and Rydqvist, 192; Rydqvist and Purali, 191; Rydqvist and Swerup, 191; Cooper et al., 203). Integracja sygnałów sensorycznych z MRO w jednym segmencie może wpływać na inne sąsiednie segmenty (Eckert, 1961a,b). Istnieje kilka doniesień na temat modulacji sygnałów sensorycznych z MRO (Pasztor and Macmillan, 190; Cooper et al., 203). Modulacja obwodów neuronalnych jest obszernym polem dla przyszłych badań z zakresu nauk podstawowych, a niniejsza preparatyka może posłużyć jako podstawa dla przyszłych zastosowań u ssaków, potencjalnie w rdzeniach kręgowych kręgowców (Rossignol et al., 201, 202; Donnelan, 209)

1.1) Efekty uczenia się

W tym doświadczeniu laboratoryjnym przeprowadzona zostanie sekcja odwłoka raków, a uczestnicy zapoznają się z anatomią i fizjologią organu MRO. Omówione zostaną metody monitorowania aktywności neuronalnej za pomocą rejestracji zewnątrzkomórkowej oraz obsługa standardowego sprzętu elektrofizjologicznego. Uzyskane dane, oparte na zastosowanej stymulacji sensorycznej, zostaną przedstawione na wykresach i zinterpretowane. Stymulacja sensoryczna będzie obejmować zarówno pozycje statyczne, jak i dynamiczne ruchy monitorowanego segmentu. Poruszono zostanie kwestia propriocepcji w tym układzie sensorycznym oraz jej znaczenie. W serii eksperymentów zaobserwowana zostanie adaptacja sensoryczna. Studenci omówią znaczenie oraz potencjalny mechanizm leżący u podstaw adaptacji sensorycznej.

2) METODY

2.1) Materiały

  1. Klatka Faradaya
  2. Mikromanipulator
  3. Elektroda ssąca
  4. Mikroskop sekcyjny
  5. Oświetlacz o wysokim natężeniu (źródło światła)
  6. Platforma mikroskopu
  7. Wzmacniacz różnicowy AC/DC (A-M Systems Inc. Model 30)
  8. PowerLab 26T (AD Instruments)
  9. Przedwzmacniacz głowicowy
  10. LabChart 7 (ADI Instruments, Colorado Springs, CO, USA)
  11. Sól fizjologiczna dla raka (mM: 205 NaCl; 5.3 KCl; 13.5 CaCl2.2H2O; 2.45 MgCl2.6H2O; 5 HEPES dostrojone do pH 7.4)
  12. Błękit metylenowy: sporządzony w soli fizjologicznej dla raka o stężeniu 0.25%
  13. Szalki powlekane Sylgardem (Dow Corning, SYLGARD 184 silicone elastomer kit; Dow Corning Corporation, Midland, MI. USA)
  14. Narzędzia sekcyjne
  15. Szpile entomologiczne

2.2) Przygotowanie

Układ neurofizjologiczny z klatką Faradaya, mikroskopem sekcyjnym, wzmacniaczem i mikromanipulatorem.
Rysunek 1: Konfiguracja sprzętu

  1. Przygotuj klatkę Faradaya. Mikroskop, iluminator o wysokiej intensywności, mikromanipulator oraz kąpiel solowa zostaną umieszczone wewnątrz klatki (Klatkę Faradaya stosuje się w celu zablokowania zewnętrznych pól elektrycznych, które mogłyby zakłócać rejestrację elektryczną).
  2. Ustaw mikroskop w pozycji, w której znajduje się nad stolikiem mikroskopowym.
  3. Umieść iluminator o wysokiej intensywności w dogodnej pozycji.
  4. Przygotuj kąpiel solną, używając soli dla raków w naczyniu Sylgard, i umieść ją pod mikroskopem (to tutaj zostanie umieszczony wypreparowany odwłok raka).
  5. Ustaw mikromanipulator w taki sposób, aby elektroda ssąca miała łatwy dostęp do kąpieli solnej.
  6. Naciągnąć sól fizjologiczną, aż znajdzie się ona w kontakcie ze srebrnym drutem wewnątrz elektrody ssącej. Umieścić drugi drut po stronie przeciętej elektrody ssącej blisko jej końcówki, tak aby oba druty miały kontakt z kąpielą z soli fizjologicznej.
  7. Podłącz wzmacniacz różnicowy AC/DC (amplifier) do systemu PowerLab 26T. Zrób to, podłączając odpowiedni kabel z wejścia 1 (Input 1) w PowerLab 26T do wyjścia we wzmacniaczu.
    • Ustawienia elementów sterujących wzmacniacza powinny zostać skonfigurowane w następujący sposób:
      • Wysokoprzepustowy — DC
      • Filtr notch – WYŁ.
      • Filtr dolnoprzepustowy – 20 kHz
      • Kompensacja pojemności – przeciwnie do ruchu wskazówek zegara
      • pokrętło precyzyjnej i grubej regulacji przesunięcia DC (DC Offset) – przeciwnie do ruchu wskazówek zegara
      • Przesunięcie stałoprądowe (+OFF-)- WYŁ.
      • Pokręcio wzmocnienia – 50
      • Wejście (DIFF MONO GND)- DIFF
      • TRYB (STIM-GATE-REC)- REC
      • ΩTEST- WYŁ.
  8. Podłącz głowicę do wejścia „input-probe” wzmacniacza.
  9. Podłącz przewody elektryczne z elektrody ssącej do wzmacniacza przedwzmacniaczowego (head stage). Przewody powinny zostać podłączone w następujący sposób: czerwony (dodatni) w lewym górnym rogu, zielony (masa) w środku oraz czarny (ujemny) na dole. Jest to przedstawione na Rysunku 2. Przewód masy można po prostu umieścić w kąpieli solnej.
    Schemat równowagi statycznej, symbole ΣFx=0, ilustrujące równowagę sił, edukacyjne zagadnienie z zakresu fizyki.
    Rysunek 2: Konfiguracja głowicy
  10. Teraz podłącz kabel USB z PowerLab 26T do laptopa. Przed uruchomieniem programu LabChart7 na komputerze upewnij się, że zarówno wzmacniacz, jak i PowerLab 26T są podłączone do zasilania i włączone.
  11. Otwórz program LabChart7.
    • Pojawi się okno powitalne LabChart Welcome Center. Należy je zamknąć.
    • Kliknij Konfiguracja
    • Kliknij ustawienia kanałów. Zmień liczbę kanałów na 1 (lewy dolny róg okna) i zatwierdź przyciskiem OK.
    • W lewym górnym rogu wykresu ustaw liczbę cykli na sekundę na około 2k. Ustaw napięcie (oś y) na około 50 lub 20 mV.
    • Kliknij Kanał 1 po prawej stronie wykresu. Kliknij Wzmacniacz wejściowy (Input Amplifier). Upewnij się, że zaznaczone są następujące ustawienia: niesymetryczny (single-ended), sprzężenie AC (ac coupled), odwrócenie (invert – odwraca sygnał, jeśli jest to konieczne) oraz filtr antyaliasingowy (anti-alias).
    • Aby rozpocząć nagrywanie, naciśnij start.

2.3) Disekcja

  1. Rak (Procamarus clarkii) o długości ciała od 6 do 10 cm powinny zostać uprzednio umieszczone na lodzie w celu znieczulenia zwierzęcia przed rozpoczęciem sekcji.
  2. Przytrzymaj znieczulonego raka jedną ręką za fragment ciała za szczypcami. Szybko wykonaj nacięcia od oczodołów do środka głowy po obu stronach, a następnie odetnij głowę raka (Uwaga: krew z preparatu po wyschnięciu staje się lepka, dlatego należy umyć narzędzia po zakończeniu pracy).
    Disekcja głowy raka za pomocą skalpela; badanie anatomiczne, eksperyment z anatomii raka.
    Rysunek 3: Dekapitacja raków
  3. Po odcięciu głowy raków należy wykonać cięcie między klatką piersiową a odwłokiem (ogonem) po stronie brzusznej. Oddzielenie odwłoka od klatki piersiowej powinno być łatwe. Uwaga: w przypadku osobników samców należy odciąć stylety (męskie narządy rozrodcze) przed oddzieleniem odwłoka od klatki piersiowej (przedstawiono poniżej na rysunku 4A).
  4. Badanie anatomii stonogi; obrazy w dużym zbliżeniu; szczegółowy widok segmentów ciała; badanie biologiczne.
    Rysunek 4: Izolacja jamy brzusznej
  5. Wprowadź jedno ramię nożyczek do wnętrza jamy brzusznej i, kierując końcówki nożyczek w stronę przeciwną do preparatu, wykonaj cięcie wzdłuż krawędzi bocznej. Powtórz czynność po przeciwnej stronie.
    Anatomia owadów, równowaga statyczna, schemat ilustrujący technikę analizy egzoszkieletu.
    Rysunek 5: Podłużna sekcja brzucha
  6. Używając tylnego końca pęsety (#3), odsuń mięśnie oraz przewód pokarmowy od strony grzbietowej preparatu. Należy uważać, aby nie naciskać na mięśnie.
  7. Przetnij ostatnie żebro (od strony bocznej do bocznej), aby usunąć stronę brzuszną ogona.
    Disekcja odwłoka raka; widoczny sznur nerwowy; badanie anatomiczne; eksperyment biologiczny.
    Rysunek 6: Usunięcie brzusznej części odwłoka
  8. Przenieś preparat do soli fizjologicznej dla skorupiaków (modyfikowany roztwór Van Harvelda).
  9. Podczas oglądania preparatu pod mikroskopem, głęboki mięsień prostownik przyśrodkowy (DEM) można zidentyfikować po włóknach skręconych w kształt helisy, natomiast można wyróżnić głębokie mięśnie prostowniki boczne o włóknach liniowych (patrz Ryciny 1 w dodatku) & 2). Umieść dwa piny w obszarze pośrodkowym w dystalnej części brzucha, pomiędzy mięśniami DEM na pierwszym i drugim żebru (rycina 7).
    Schemat sekcji przedstawiający identyfikację nerwów, strukturę mięśniową oraz sposób przypięcia preparatu.
    Rysunek 7: Zabezpieczenie preparatu do rejestracji nerwu zawierającego czuciowy nerw MRO.
  10. Wiązki nerwowe, z których dokonywane będą pomiary, biegną wzdłuż krawędzi bocznej obok kutykuli (Rycina 7). (W celu zlokalizowania nerwu poprzez jego ruch może być konieczne dmuchnięcie na preparat lub dodanie soli fizjologicznej do kąpieli za pomocą pipety zakraplacza).

Uwaga:

Każdy segment brzuszny posiada dwa zestawy szybko i wolno adaptujących się MRO w prawym i lewym hemisegmencie. Powiązane z nimi pęczki nerwowe biegną wzdłuż krawędzi bocznej obok kutykuli. Jest to pęczek nerwowy, z którego będzie przeprowadzany pomiar. MRO nie będą widoczne, ponieważ znajdują się pod mięśniami DEL1 i 2 (Rysunki 1 i 2 w dodatku). Rysunek 8 przedstawia przegląd niezbędnych preparacji w celu wyizolowania odwłoka.

Opisowy schemat anatomiczny raka z zaznaczeniem części ciała; ilustracja edukacyjna z zakresu biologii.
Rycina 8: Przegląd ogólnej sekcji w celu wyizolowania odwłosa. A, B i C przedstawiają kolejne etapy sekcji raka.

3) WYNIKI

3.1) Rejestracja

Uogólnione odpowiedzi uzyskane z wolno i szybko adaptujących się MRO podczas rozciągania oraz utrzymywania rozciągnięcia przedstawiono na Rysunku 9. W tym ćwiczeniu rejestracja będzie prowadzona z obu MRO jednocześnie, ponieważ ich aksony znajdują się w tym samym pęczku nerwowym.

Schemat odpowiedzi receptorów mięśniowych: toniczna i fazowa, przedstawiający wzorce adaptacji i sygnały nerwowe.
Rycina 9: Rak posiada dwa typy neuronów w MRO: fazowe, unerwione przez szybkie aksony ruchowe, oraz toniczne, unerwione przez wolne aksony ruchowe. (a) Po pobudzeniu receptora tonicznego następuje jego powolna adaptacja do bodźca, a receptor kontynuuje stały wzorzec generowania potencjałów czynnościowych. (b) Po pobudzeniu receptora fazowego następuje jego szybka adaptacja do bodźca i generowany jest jedynie krótki wzorzec potencjałów czynnościowych.

Rejestracja jest prowadzona z całego nerwu, który zawiera neurony ruchowe i czuciowe (Rycina 10). Jednakże wykryte zostaną jedynie neurony czuciowe, ponieważ droga ruchowa została odcięta od brzusznego sznura nerwowego zwierzęcia.

Znakowanie nerwów podczas preparacji chirurgicznej; schemat eksperymentalny przedstawiający izolację i identyfikację nerwu.
Rycina 10: Wiązka nerwowa, która ma zostać wciągnięta do elektrody rejestrującej. (A) Wolny nerw ukazany w pozycji pływającej nad rozciętym odwłokiem. (B) Obrys wiązki nerwowej oraz plastikowej elektrody ssącej znajdującej się w pobliżu nerwu. (C) Nerw segmentowy wciągnięty do elektrody ssącej, zaznaczonej kolorem niebieskim.

Można teraz przystąpić do rejestracji odpowiedzi elektrycznych z MRO.

  1. Umieść preparat pod stereomikroskopem i przygotuj zestaw do rejestracji.
  2. Uziem elektrycznie kąpiel, umieszczając w niej przewód uziemiający z chlorkiem srebra, a drugi koniec łącząc z wspólnym uziemieniem. Uwaga: Czasami może to powodować zakłócenia elektryczne podczas rejestracji. Jeśli tak się stanie, nie uziemiaj kąpieli.
  3. Użyj mikroskopu, aby zlokalizować nerw, z którego ma być prowadzona rejestracja.
    Uwaga: Szukaj segmentu z najlepiej dostępnym nerwem. Nerw jest biały i można go dostrzec, rozpylając solę fizjologiczną wokół niego za pomocą pipety lub delikatnie dmuchając na preparat. Powoduje to poruszanie się nerwu, co ułatwia jego identyfikację.
  4. Po zidentyfikowaniu nerwu umieść elektrodę ssącą z mikromanipulatora bezpośrednio nad nerwem (Rysunek 10).
  5. Delikatnie pociągnij za strzykawkę, aby wciągnąć nerw do elektrody (pod mikroskopem można zaobserwować wciąganie nerwu do elektrody).
  6. Naciśnij przycisk start w programie Labscope7.
  7. Używając pęsety, delikatnie poruszaj ogonem raka w górę i w dół pod kątami od 180° do 45° i 90°. Zwróć uwagę na różnice w zapisach dla każdego z tych kątów. (Podczas zmiany kąta upewnij się, że zaznaczasz zmiany kąta wraz z odpowiednią aktywnością neuronalną na ekranie. Można to zrobić za pomocą znacznika komentarzy w oprogramowaniu).
  8. Zapisz odpowiedzi ruchowe na różne statyczne pozycje w poniższej tabeli.
    • Utrzymaj ogon raka pod kątem 45° przez piętnaście sekund.
    • Naciśnij stop na ekranie LabChart7. Zapisz liczbę potencjałów czynnościowych, które wystąpiły w ciągu ostatniej zarejestrowanej sekundy.
    • Utrzymaj ogon raka pod kątem 45° przez jedną minutę.
    • Naciśnij stop na ekranie LabChart7. Zapisz liczbę potencjałów czynnościowych, które wystąpiły w ciągu ostatniej zarejestrowanej sekundy.
    Wyjaśnienie: Ekran Lab Chart przedstawia ruchomy wykres, w którym oś y to miliWolty, a oś x to sekundy. Mierzy on, ile potencjałów czynnościowych występuje w określonym czasie. Mierzy również amplitudę w woltach każdego potencjału czynnościowego lub potencjału polowego zewnątrzkomórkowego. Amplituda jest miarą względną, która pozwala określić, czy obecne są potencjały czynnościowe o różnej wielkości w zapisie zewnątrzkomórkowym. Potencjał czynnościowy zarejestrowany jako potencjał polowy zewnątrzkomórkowy nazywany jest „kolcem” (spike). Im dalej od nerwu, tym mniejszy będzie kolce. Im słabsze dopasowanie elektrody ssącej, tym mniejszy będzie kolce, ponieważ prąd ucieka z powodu niskiej rezystancji uszczelnienia wokół pęczka nerwowego i otworu elektrody ssącej.

Wykres 1:

Kąt(°)Liczba potencjałów czynnościowych w ciągu 1 sekundy po upływie 3 sekundLiczba potencjałów czynnościowych w ciągu 1 sekundy po 10 sekundach
180° (płaski)  
   
45°  
   
90°  
   

Podczas przeprowadzania tych eksperymentów należy zastanowić się nad następującymi kwestiami: Czy istnieje schemat i spójna reakcja na ruchy wyprostu i zgięcia stawu? Jakie reakcje są wywoływane przez przypinanie lub utrzymywanie telsonu w różnych stałych pozycjach? Czy reakcja ta jest powtarzalna?

Starannie zanotuj rodzaje zaobserwowanych odpowiedzi. Po upewnieniu się, że obserwacje są wystarczające, utrwal wyniki tej aktywności, zapisując pliki danych. Po uzyskaniu satysfakcjonujących wyników obserwacji w segmencie 3, przejdź do dalszych pomiarów z nerwów w segmentach 4 lub 5 lub po przeciwnej stronie segmentu 3, aby obserwować aktywność.

Można chcieć ustalić, czy neuromodulatory (oktopamina, serotonina i proktolina), inne związki lub zmieniony skład jonowy soli fizjologicznej wywołują odpowiedzi odmienne od tych uzyskanych w zdefiniowanej soli fizjologicznej.

3.2) Barwienie błękitem metylowym

Można wypreparować mięsień (zob. załącznik), aby obejrzeć MRO za pomocą techniki barwienia. Należy wziąć preparat i odlać sól fizjologiczną dla raków. Do preparatu należy wlać około 5 mL roztworu błękitu metylenowego i delikatnie kołysać naczyniem przez kilka minut. Następnie nadmiar błękitu metylenowego należy wylać do pojemnika na odpady i zalać preparat świeżą solą fizjologiczną. Teraz należy umieścić naczynie pod mikroskopem i rozpocząć preparowanie mięśnia, aby obejrzeć MRO. Należy przeciąć segment wzdłuż żebra (bocznie od płaszczyzny pośrodkowej), wsuwając jedną część nożyczek pod mięsień i podciągając je w górę podczas cięcia wzdłuż mięśnia. Po przecięciu mięśni DEL 1 i 2 należy odchylić mięsień, co powinno odsłonić cienką warstwę mięśniową (SEM). MRO to dwa ostatnie włókna przyśrodkowe biegnące równolegle do mięśnia spiralnego (Rycina 1).

Schemat i zdjęcie warstw geologicznych; metoda analizy warstw osadowych; badanie przekroju.
Rycina 1: Schemat segmentu brzusznego przedstawia grupy mięśniowe (A), a preparat barwiony błękitem metylenowym (B) pomaga wyznaczyć grupy mięśniowe w preparacie nienaruszonym. Obszar zaznaczony w A przedstawiono w B w powiększeniu. W B grupy mięśniowe DEL1 i 2 nie zostały usunięte, w przeciwieństwie do dolnej części schematu przedstawionego w A.

W ramach ćwiczeń dla studentów można poprosić ich o odpowiedź na następujące pytania:

  1. Czym jest receptor interoceptywny?
  2. Jaki jest związek między receptorami interoceptywnymi a proprioceptorami?
  3. Wyjaśnij zjawisko adaptacji sensorycznej i w jaki sposób może ono odnosić się do niniejszego laboratorium.
  4. Czym jest frakcjonowanie zakresu? Co umożliwia ono ośrodkowemu układowi nerwowemu?
  5. Czy rejestrowany przez Ciebie neuron jest neuronem typu fazowego czy tonicznego? Dlaczego?
    (Podpowiedź: Jaką aktywność neuronów ruchowych postulowałbyś w odniesieniu do aktywności neuronów sensorycznych u nienaruszonego zwierzęcia?)
  6. Na osobnej kartce papieru narysuj wykres zależności kąta odgięcia ogona raka od częstotliwości potencjałów czynnościowych (AP).
  7. Wyjaśnij wszelkie trendy, które zaobserwowałeś na wykresie.

Dyskusja

Szczegóły przedstawione w powiązanym filmie i tekście opisują kluczowe etapy niezbędne do prawidłowej rejestracji aktywności w MRO homara in situ. Jednym z celów naszego raportu jest zwiększenie świadomości na temat potencjału tej preparatyki w studenckich laboratoriach badawczych w celu nauczania podstawowych pojęć z zakresu fizjologii sensorycznej. Przygotowane preparaty wykazują bardzo wysoką żywotność podczas kąpieli w minimalnym roztworze soli fizjologicznej.

Zidentyfikowano kontrolę motoryczną mięśni MRO, jednak regulacja przekaźnictwa oraz potencjał plastyczności synaptycznej, a także efektywność przekaźnictwa neuronów pobudzających i hamujących pozostają obszarem otwartym do badań (Elekes and Florey, 1987a,b; Florey and Florey, 1955; Kuffler, 1954; Kuffler and Eyzaguirre, 1955).

Niniejszy preparat może być wykorzystany do badania szeregu warunków eksperymentalnych, a także naturalnego zakresu ruchu zwierzęcia, aby lepiej zrozumieć biologię MRO na potrzeby podstawowych badań oraz w celach demonstracyjnych. Właściwości biofizyczne tych neuronów sensorycznych zostały częściowo opisane w kontekście ich adaptacji w aktywności neuronalnej przy utrzymywanym bodźcu (Brown et al, 1978; Edwards et al., 1981; Purali, 1997; Rydqvist and Purali, 1991; Rydqvist and Swerup, 1991). Jednakże tylko nieliczne doniesienia odnoszą się do neuromodulacji tych receptorów sensorycznych i powiązanych z nimi włókien mięśniowych (Cooper et al., 2003; Pasztor and Macmillan, 1990). Raporty te dotyczą jedynie kilku z wielu związków, o których wiadomo, że występują w hemolimfie. Wiele modulatorów oraz koktajli modulatorów wciąż wymaga zbadania w kompleksie MRO (mięśnie i neurony). Pasztor i Macmillan (1990) badali wpływ neuromodulatorów 5-HT i oktaopaminy na aktywność MRO u różnych gatunków skorupiaków i zauważyli istnienie różnic międzygatunkowych. Nie zbadali oni jednak szczegółowo długoterminowego wpływu tych neuromodulatorów ani efektów ich działania przy różnych statycznych pozycjach MRO.

Ten rodzaj preparacji może pomóc w zrozumieniu podstaw percepcji sensorycznej oraz regulacji przetwarzania neuronalnego, co jest istotne w rehabilitacji i leczeniu chorób u ludzi z nieprawidłowościami jednostek motorycznych (Patel et al., 2009; Rabin et al., 2009; Marino et al., 2010). Różnorodne rodzaje sygnałów wejściowych i wzorców wyładowań służących do monitorowania ruchów stawów w dostępnych preparacjach bezkręgowców mogą znaleźć zastosowanie w robotyce i protetyce (Macmillan and Patullo, 2001). W przypadku tej preparacji wciąż pozostaje wiele pytań oczekujących na odpowiedzi, co może przynieść korzyści na wielu płaszczyznach.

Oświadczenia

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Wspierane przez University of Kentucky, Department of Biology, Office of Undergraduate Studies oraz College of Arts & Sciences.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
PowerLab 26Tfigure-materials-1 ADInstruments
LabChart 7figure-materials-2 ADI Instruments, Colorado Springs, CO, USA

Bibliografia

  1. Alexandrowicz, J. S. Muscle receptor organs in the abdomen of Homarus vulgaris and Palinurus vulgaris. Q. J. Microsc. Sci. 92, 163-199 (1951).
  2. Brown, H. M., Ottoson, D., Rydqvist, B. Crayfish stretch receptor: An investigation with voltage-clamp and ion-sensitive electrodes. J. Physiol. 284, 155-179 (1978).
  3. Burgess, P. R., Wei, J. Y., Clark, F. J., Simon, J. Signaling of kinesthetic information by peripheral sensory receptors. Ann. Rev. Neurosci. 5, 171-187 (1982).
  4. Cooper, R. L. Proprioceptive neurons of chordotonal organs in the crab, Cancer magister Dana Decapoda, Brachyura). Crustaceana. 81, 447-475 (2008).
  5. Cooper, R. L., Govind, C. K. Axon composition of the proprioceptive PD nerve during growth and regeneration of lobster claws. J. Exp. Zool. 260, 181-193 (1991).
  6. Cooper, R. L., Ward, E., Braxton, R., Li, H., Warren, W. M. The effects of serotonin and ecdysone on primary sensory neurons in crayfish. Microscopy Res. Technique. 60, 336-345 (2003).
  7. Donelan, J. M., McVea, D. A., Pearson, K. G. Force regulation of ankle extensor muscle activity in freely walking cats. J. Neurophysiol. 101, 360-371 (2009).
  8. Eckert, R. O. Reflex relationships of the abdominal stretch receptors of the crayfish. I. Feedback inhibition of the receptors. J. Cell. Comp. Physiol. 57, 149-162 (1961).
  9. Eckert, R. O. Reflex relationships of the abdominal stretch receptors of the crayfish. II. Stretch receptor involvement during the swimming reflex. J. Cell. Comp. Physiol. 57, 163-174 (1961).
  10. Edwards, C., Ottoson, D., Rydqvist, B., Swerup, C. The permeability of the transducer membrane of the crayfish stretch receptor to calcium and other divalent cations. Neurosci. 6, 1455-1460 (1981).
  11. Elekes, K., Florey, E. New types of synaptic connections in crayfish stretch receptor organs: an electron microscopic study. J. Neurocytol. 16, 613-626 (1987).
  12. Elekes, K., Florey, E. Immunocytochemical evidence for the GABAergic innervation of the stretch receptor neurons in crayfish. Neurosci. 22, 1111-1122 (1987).
  13. Erxleben, C. Stretch-activated current through single ion channels in the abdominal stretch receptor organ of the crayfish. J. Gen. Physiol. 94, 1071-1083 (1989).
  14. Mill, P. J. Crustacean abdominal and thoracic muscle receptor organs. Structure and function of proprioceptors in the invertebrates. , Chapman & Hall. New York. 65-114 (1976).
  15. Florey, E., Florey, E. Microanatomy of the abdominal stretch receptors of the crayfish Astacus fluviatilis L. J. Gen. Physiol. 39, 69-85 (1955).
  16. Hartman, H. B., Cooper, R. L. Regeneration and molting effects on the proprioceptor organ in the Dungeness crab, Cancer magister. J. Neurobiol. 25, 461-471 (1994).
  17. Hunt, C. C., Wilkerson, R. S., Fukami, Y. Ionic basis of the receptor potential in primary endings of mammalian muscle spindles. J. Gen. Physiol. 71, 683-698 (1978).
  18. Kuffler, S. W. Mechanisms of activation and motor control of stretch receptors in lobster and crayfish. J. Neurophysiol. 17, 558-574 (1954).
  19. Kuffler, S. W., Eyzaguirre, C. Synaptic inhibition in an isolated nerve cell. J. Gen. Physiol. 39, 155-184 (1955).
  20. Macmillan, D. L., Patullo, B. W. Insights for robotic design from studies of the control of abdominal position in crayfish. Biol. Bull. 200, 201-205 (2001).
  21. Marino, B. F., Stucchi, N., Nava, E., Haggard, P., Maravita, A. Distorting the visual size of the hand affects hand pre-shaping during grasping. Exp. Brain Res. , 202-202 (2010).
  22. McCarthy, B. J., MacMillian, D. L. The role of the muscle receptor organ in the control of the abdominal extension in the crayfish Cherax. J. Exp. Biol. 198, 2253-2259 (1995).
  23. Mill, P. J., Lowe, D. A. The fine structure of the PD proprioceptor of Cancer pagurus.I. The receptor strand and the movement sensitive cells. Proc. R. Soc. Lond. B. 184, 179-197 (1973).
  24. Nakajima, Y., Onodera, K. Membrane properties of the stretch receptor neurons of crayfish with particular reference to mechanisms of sensory adaptation. J. Physiol. 200, 161-185 (1969).
  25. Nakajima, Y., Takahashi, K. Post-tetanic hyperpolarization and electrogenic Na pump in stretch receptor neurone of crayfish. J. Physiol. 187, 105-127 (1966).
  26. Pasztor, V. M., MacMillan, D. L. The actions of proctolin, octopamine and serotonin on the crustacean proprioceptors show species and neurone specificity. J. Exp. Biol. 152, 485-504 (1990).
  27. Patel, M., Fransson, P. A., Karlberg, M., Malmstrom, E. M., Magnusson, M. Change of body movement coordination during cervical proprioceptive disturbances with increased age. Gerontol. 56, 284-290 (2010).
  28. Patullo, B., Faulkes, Z., Macmillan, D. L. Muscle receptor organs do not mediate load compensation during body roll and defense response extensions in the crayfish Cherax destructor. J. Exp. Zool. 290, 783-790 (2001).
  29. Purali, N. Mechanisms of adaptation in a mechanoreceptor. A study of mechanical and ionic factors in the crayfish stretch receptors [dissertation]. , Karolinska Institutet. Stockholm, Sweden. (1988).
  30. Purali, N., Rydqvist, B. Block of potassium outward currents in the crayfish stretch receptor neurons by 4-aminopyridine, tetraethylammonium chloride and some other chemical substances. Acta Physiol. Scand. 146, 67-77 (1992).
  31. Rabin, E., Muratori, L., Svokos, K., Gordon, A. Tactile/proprioceptive integration during arm localization is intact in individuals with Parkinson's disease. Neurosci. Lett. 470, 38-42 (2010).
  32. Rydqvist, B., Purali, N. Potential-dependent potassium currents in the rapidly adapting stretch receptor neuron of the crayfish. Acta Physiol. Scand. 142, 67-76 (1991).
  33. Rydqvist, B., Swerup, C. Stimulus-response properties of the slowly adapting stretch receptor neuron of the crayfish. Acta Physiol. Scand. 143, 11-19 (1991).
  34. Rossignol, S. Locomotion and its recovery after spinal injury. Curr. Opin. Neurobiol. 10, 708-716 (2000).
  35. Rossignol, S., Giroux, N., Chau, C., Marcoux, J., Brustein, J., Reader, T. A. Pharmacological aids to locomotor training after spinal injury in the cat. J. Physiol. 533, 65-74 (2001).
  36. Rossignol, S., Bouyer, L., Barthelemy, D., Langlet, C., Leblond, H. Recovery of locomotion in the cat following spinal cord lesions. Brain Res. Rev. 40, 257-266 (2002).
  37. Sohn, J., Mykles, D. L., Cooper, R. L. The anatomical, physiological and biochemical characterization of muscles associated with the articulating membrane in the dorsal surface of the crayfish abdomen. J. Exp. Zool. 287, 353-377 (2000).
  38. Svensson, E., Woolley, J., Wikström, M., Grillner, S. Endogenous dopaminergic modulation of the lamprey spinal locomotor network. Brain Res. 970, 1-8 (2003).
  39. Swerup, C., Rydqvist, B. The abdominal stretch receptor organ of the crayfish. Comp. Biochem. Physiol. A. 103, 433-431 (1992).
  40. Vargas, J. G., Yu, W. Audio aided electro-tactile perception training for finger posture biofeedback. Conf. Proc. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 2008, 4230-4233 (2008).
  41. Vedel, J. P., Clarac, F. Combined reflex actions by several proprioceptive inputs in the rock lobster legs. J. Comp. Physiol. 130, 251-258 (1979).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Organ receptorowy mi niarejestracja propriocepcjianaliza ruchu staw wdysekcja neuron w sensorycznychbarwienie b kitem metylenowymkonfiguracja elektrody ss cejsprz t neurofizjologicznypierwotne neurony sensorycznebezkr gowy model systemowy
Organy receptorowe mięśni w odwłoku raków: ćwiczenie laboratoryjne dla studentów z zakresu propriocepcji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.