W niniejszej pracy opisujemy nową metodę monitorowania pobierania i transportu prionów przez komórki odpornościowe bezpośrednio po inokulacji doprzewnowej, polegającą na oczyszczaniu i znakowaniu fluorescencyjnym zagregowanych prętów prionowych z zakażonego materiału mózgowego, a następnie śledzeniu ich pobierania i przemieszczania się z miejsca wstrzyknięcia oraz charakteryzacji komórek pośredniczących w tych zdarzeniach.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Monitorowanie przemieszczania się komórek odpornościowych do fluorescencyjnych pręcików prionowych w godzinach po zakażeniu drogą dosytrychialną
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Obecność nieprawidłowej formy białka prionowego kodowanego przez gospodarza (PrPC), która jest oporna na proteazy, patogenna i zakaźna, charakteryzuje choroby prionowe, takie jak chroniczna wyniszczająca choroba (CWD) kopytnych oraz scrapie u owiec. Hipoteza prionowa zakłada, że ten nieprawidłowy konformer stanowi większość lub całość zakaźnego prionu. Rola układu odpornościowego we wczesnych zdarzeniach w obwodowej patogenezie prionów została przekonująco wykazana w przypadku CWD i scrapie 1-3. Badania transgeniczne i farmakologiczne u myszy ujawniły istotną rolę układu dopełniacza w zatrzymywaniu i replikacji prionów wczesnym etapie po zakażeniu 4-6. W badaniach in vitro oraz in vivo zaobserwowano również zatrzymywanie prionów przez komórki dendrytyczne 7-10, choć ich rola w transporcie pozostaje niejasna 11-16. Makrofagi były w podobny sposób implikowane we wczesnej patogenezie prionów, jednak badania te koncentrowały się na zdarzeniach występujących tygodnie po zakażeniu 3,11,17. Wcześniejsze badania obarczone były również problemem różnicowania między endogennym PrPC a prionami zakaźnymi. W niniejszej pracy opisujemy półilościowe, nieobciążone metodologicznie podejście do oceny pobierania i transportu prionów z miejsca inokulacji przez zwerbowane tam komórki odpornościowe. Agregaty prętów prionowych zostały oczyszczone z homogenatu zakażonego mózgu poprzez solubilizację białek niezagregowanych detergentem i ultrawirówkę na poduszce sacharozowej. Elektroforeza w żelu poliakryloamidowym, barwienie błękitem Coomassie oraz western blotting potwierdziły odzyskanie silnie wzbogaconych prętów prionowych w frakcji osadu. Pręty prionowe zostały znakowane fluorochromem, a następnie wstrzyknięte domięśniowo u myszy. Dwie godziny później komórki odpornościowe z płynu z płukania otrzewnej, śledziony oraz węzłów chłonnych śródpiersnych i krezkowych poddano analizie pod kątem zatrzymania prętów prionowych, a podgrupy komórek zidentyfikowano za pomocą wielokolorowej cytometrii przepływowej z użyciem markerów dla monocytów, neutrofili, komórek dendrytycznych, makrofagów oraz limfocytów B i T. Analiza ta pozwala po raz pierwszy na bezpośrednie monitorowanie przejmowania i transportu prionów przez komórki odpornościowe in vivo w ciągu kilku godzin po zakażeniu. Metoda ta wyraźnie odróżnia zakaźne, zagregowane priony od PrPC normalnie ekspresowanego na komórkach gospodarza, co w innych systemach analitycznych może być trudne i prowadzić do problemów z interpretacją danych. Protokół ten można zaadaptować do innych dróg inokulacji (np. doustnej, dożylnej, wewnątrznerwowej i podskórnej) oraz innych antygenów (sprzężonych koralików, patogenów bakteryjnych, wirusowych i pasożytniczych oraz białek, jaja).
Protokół
1. Oczyszczanie i znakowanie pręcików prionowych
Niniejszy protokół został opracowany na podstawie wcześniej opublikowanego 18
- Zhomogenizować 100 g tkanki mózgowej zakażonej prionami w 900 mL lodowatego buforu do homogenizacji (HB, 1X PBS zawierający 320 mM sacharozy, 150 mM NaCl i 4mM EDTA) przez 1 min z maksymalną prędkością w blenderze laboratoryjnym, a następnie przez 2 min na lodzie. Powtórzyć czynność trzy razy.
- Wirować homogenat przez 10 min przy 3000 x g w temperaturze 4°C. Zebrać i przechowywać nadsącz na lodzie. Ponownie zawiesić osad w 1L HB i powtórzyć kroki 1.1 oraz 1.2.
- Połączyć nadsączniki i wirować przez 60 min przy 100,000 x g w temperaturze 0°C. Odrzucić nadsącz.
- Ponownie zawiesić osad w 100 mL 1X soli buforowanej trisem (10 mM Tris-HCl, 0.1 mM NaCl i 1 mM EDTA) zawierającej 2% Triton X-100 (TBST). Oznaczyć stężenie białka metodą Bradforda lub analogicznym testem i dostosować je do 5 mg/ mL w TBST. Chłodzić na lodzie przez 30 min.
- Wirować przez 30 min przy 100,000 x g w temperaturze 0°C. Odrzucić nadsącz i przemyć osad 50 mL TBST, a następnie 100 mL TBS. Ponownie zawiesić osad w 100 mL 1X PBS zawierającego 1% sarkozylu i koktajl inhibitorów proteaz i mieszać przez 120 min w temperaturze 37°C.
- Nanieść próbkę na 900 mL 320 mM sacharozy i wirować przez 60 min przy 100,000 x g w temperaturze 10°C. Odrzucić nadsącz i ponownie zawiesić osad w 10 mL 2.3M NaCl i 5% sarkozylu.
- Sonicować próbkę 5 x 40 sekund przy 70% maksymalnej mocy w odstępach 1 min na lodzie.
- Przenieść próbki po 1 mL do probówek typu Eppendorf i wirować przez piętnaście minut przy 13,000 x g w temperaturze 4°C. Przemyć osady dwukrotnie TBS i przechowywać w -70°C lub sprzęgać z fluorochromem w kroku 1.9.
- Sprzęgnąć jedną probówkę oczyszczonych prętów prionowych z jedną fiolką fluorochromu DyLight 649 zgodnie z protokołem producenta.
- Wymienić bufor do znakowania DyLight na PBS poprzez dializę lub wirowanie przez kolumny filtracyjne. Przechowywać w alikwotach 20 μL w -70°C, w ciemności, do momentu użycia.
2. Inokulacja prionami i odzyskiwanie komórek
Niniejsza sekcja obejmuje dostrytonalną inokulację prionami oraz izolację komórek z otrzewnej, węzłów chłonnych śródpiersia i krezkowych oraz śledziony.
- Rozcieńczyć fluorescencyjne pręciki prionów w stosunku 1:50 w PBS bezpośrednio przed użyciem. Chwycić mysz za futro na karku kciukiem i palcem wskazującym, delikatnie obrócić mysz przodem do siebie i unieruchomić ogon małym palcem. Położyć mysz na plecach, unosząc tylną część tułowia powyżej głowy i trzymając ją lekko do góry nogami.
- Za pomocą strzykawki insulinowej 30G wstrzyknąć 100 μL fluorescencyjnych pręcików prionów 1 cm bocznie od linii środkowej i 1-2 cm przed stawem krzyżowo-biodrowym. Wbić igłę na 1 cm przez skórę, kierując ją pod kątem 45° przyśrodkowo. Jako kontrolę zastosować rozcieńczenie 1:50 kulek fluorescencyjnych lub sam PBS. Inkubować myszy przez wyznaczony czas przed analizą.
- Uśmiercić myszy zgodnie z zatwierdzonymi protokołami komisji ds. opieki i wykorzystania zwierząt. Wstrzyknąć 10 mL PBS do jamy otrzewnej za pomocą strzykawki 12 mL i igły 25G. Delikatnie kołysać truchłem wzdłużnie przez jedną minutę. Odzyskać zawiesinę komórkową z otrzewnej za pomocą tej samej strzykawki i igły 16G do probówki stożkowej 15 mL i przechowywać w lodzie podczas dalszej sekcji truchła.
- Dokładnie zwilżyć stronę brzuszną truchła 70% etanolem. Unieść skórę w linii środkowej tuż poniżej klatki piersiowej pęsetą i wykonać niewielkie nacięcie skóry nożyczkami. Rozpocząwszy od tego miejsca, wykonać nacięcie skóry o długości 3-5 cm w obu kierunkach, w stronę głowy i ogona, a następnie dwa nacięcia o długości 2 cm od linii środkowej bocznie z każdego końca. Odchylić i przypiąć skórę, aby odsłonić jamy otrzewną i klatki piersiowej. Ostrożnie przeciąć cienkie, półprzezroczyste błony otaczające otrzewną i odchylić klatkę piersiową, aby odsłonić śródpiersie.
- Zlokalizować i usunąć 2-4 węzły chłonne śródpiersia, położone nieco grzbietowo i bocznie obok grasicy, przyśrodkowo obok tętnicy szyjno-głowowej, w pobliżu brzusznej strony tchawicy. Zlokalizować i usunąć do sześciu węzłów chłonnych krezkowych, osadzonych w miękkiej, białej tkance krezkowej, która mocuje jelita do tylnej ściany brzucha. Zlokalizować i usunąć śledzionę, długi, ciemnoczerwony organ znajdujący się tuż bocznie od linii środkowej i grzbietowo względem jelit po lewej stronie brzucha. Węzły chłonne przechowywać w 1 mL pożywki RPMI 1640 w lodzie do czasu zakończenia sekcji.
- Rozetrzeć i przecisnąć węzły chłonne przez sito o oczkach 40 μm do 3 mL RPMI w plastikowej szalce Petriego, używając tłoka strzykawki 1 mL. Przepłukać sito dodatkowymi 2 mL RPMI i przenieść 5 mL zawiesiny komórkowej do probówki stożkowej 15 mL. Przepłukać szalkę Petriego dodatkowymi 5 mL RPMI i przenieść do tej samej probówki. Wirować przez 5 min przy 250 x g, odrzucić nadsącz, zawiesić osad komórkowy w 1 mL buforu FACS (1X PBS, 1% albuminy surowicy bydlęcej i 10 mM EDTA) i przenieść do probówki Eppendorf 1,5 mL.
3. Barwienie komórek i cytometria przepływowa
Poniżej przedstawiono typowy protokół barwienia służący do identyfikacji subpopulacji komórek odpornościowych z wykorzystaniem przeciwciał fluorescencyjnych przeciwko dobrze scharakteryzowanym markerom powierzchniowym komórek odpornościowych. Wszystkie przeciwciała rozcieńczono w buforze FACS bezpośrednio przed użyciem.
- Należy policzyć komórki i przenieść 106 komórek do probówek Eppendorf. Następnie komórki należy odwirować (patrz 2.7) i dwukrotnie przemyć osad 1 mL buforu FACS.
- Komórki należy inkubować przez 20 min na lodzie w 100 μL przeciwciał rat anti-mouse CD16/32 w stężeniu 2 ng/mL, aby zablokować endogenne receptory Fc. Następnie należy odwirować i przemyć komórki buforem FACS.
- Do każdej próbki należy dodać 100 μL odpowiednich przeciwciał fluorescencyjnych w stężeniu 1 ng/mL i inkubować na lodzie przez jedną godzinę. Do komórek kontrolnych należy dodać 100 μL samego buforu FACS. Następnie należy odwirować i dwukrotnie przemyć komórki buforem FACS.
- Komórki należy zawiesić w 1 mL buforu ACK (150 mM NH4Cl, 1 mM KHCO3 i 0.1 mM EDTA). Inkubować na lodzie przez 1 min w celu lizy erytrocytów. Następnie należy odwirować i przemyć komórki buforem FACS, a potem ponownie zawiesić je w 1 mL buforu FACS.
- Dane z komórek należy zebrać przy użyciu cytometru przepływowego z możliwością detekcji i analizy wielokolorowej, zazwyczaj wyposażonego w lasery wzbudzające o długościach fal 405, 488 i 633 nm oraz od pięciu do dziesięciu detektorów emisji fluorescencji.
4. Reprezentatywne wyniki:
Oczyszczono priony w formie prętów z surowego homogenatu mózgu zakażonego prionami (Rysunek 1). Solubilizacja detergentem oraz ultrawirówka homogenatu mózgu jelenia E2 (ścieżki 1 i 2) doprowadziły do znacznego wzbogacenia w pręty prionowe (porównaj ścieżki 1 i 3), które były również odporne na proteazę K (ścieżka 4). Co ciekawe, nieprzetrawione oczyszczone pręty prionowe wykazały profil glikoform uderzająco podobny do przetrawionego homogenatu mózgu E2, co wskazuje na gwałtowne wzbogacenie w priony. Homogenat mózgu prawidłowego, poddany identycznej obróbce, nie wyprodukował odpornego na PK PrPC (ścieżki 5 i 6).
Analiza cytometryczna przepływowa specyficznych populacji komórek wykazała, że komórki prezentujące antygen migrują do otrzewnej w ciągu dwóch godzin i zatrzymują fluorescencyjne koraliki oraz priony w formie prętów, o czym świadczy gwałtowny wzrost fluorescencji w porównaniu z kontrolami wstrzykniętymi PBS (Rysunek 2). Żadne komórki pobrane z otrzewnej kontroli traktowanych PBS nie wykazały fluorescencji powyżej tła (Rys. 2A-G), podczas gdy komórki z myszy inokulowanych koralikami (Rys. 2H-N) i prionami (Rys. 2O-U) wykazywały znaczącą fluorescencję, szczególnie w monocytach (Rys. 2I i P), komórkach dendrytycznych (Rys. 2K i R) i makrofagach (Rys. 2L i S), a także w niektórych neutrofilach (Rysunek 2J i Q) i niewielkiej liczbie limfocytów B (Rysunek 2T). Monocyty, komórki dendrytyczne i makrofagi zawierające koraliki oraz priony znaleziono również w węzłach chłonnych śródpiersia dwie godziny po inokulacji (Rys. 2AD i AK, AF i AM oraz AG i AN, odpowiednio), podczas gdy znaleziono tam niewielką liczbę lub żadnych neutrofili, limfocytów B lub T zawierających PrPCWD (Rys. 2AE i AL, AH i AG oraz AI i AP, odpowiednio). W śledzionie lub węzłach chłonnych krezkowych nie wykryto koralików ani prętów prionowych (dane nie przedstawiono). Podsumowując, dane te dowodzą, że komórki odpornościowe transportują priony w sposób bardzo zbliżony do innych antygenów cząsteczkowych.
| ODCZNIK | FLUOROCHROM | LASER WZBUDZENIA (nm) | MAKSIMUM EMISJI (nm) |
| Pręciki prionowe | DyLight 649 | 633 | 674 |
| Kuleczki 1 μm | AlexaFluor 660 | 633 | 685 |
| Przeciwciała | |||
| CD11b | eFluor 450 | 405 | 450 |
| Phycoerythrin-Cy7 | 488 | 760 | |
| CD11c | R-Phycoerythrin | 488 | 575 |
| Phycoerythrin-Cy7 | 488 | 760 | |
| Ly6C | Fluoroisothiocyante | 488 | 518 |
| Ly6G | R-Phycoerythrin | 488 | 575 |
| CD21 | DyLight 488 | 488 | 518 |
| B220 | Allophycocyanin-Cy7 | 633 | 785 |
| CD3 | R-Phycoerythrin | 488 | 575 |
Tabela 1. Właściwości spektralne odczynników fluorescencyjnych
Rysunek 1. Oczyszczanie prętów prionowych z zakażonego homogenatu mózgu. Jako materiał wyjściowy wykorzystano 10% surowy homogenat mózgu jelenia zakażonego CWD (E2, ścieżki 1 i 2), z którego oczyszczono zagregowane pręty prionowe (ścieżki 3 i 4). Zarówno materiał surowy, jak i oczyszczony wykazały charakterystyczną oporność na traktowanie proteazą K (ścieżki 1–4), podczas gdy normalny homogenat mózgu nie przejawiał takiej cechy (ścieżki 5 i 6). Markery masy cząsteczkowej przedstawiono w Kd po lewej stronie blotu. BH, homogenat mózgu.
Rycina 2. Analiza cytometryczna przepływowa komórek odpornościowych transportujących priony z otrzewnej do węzłów chłonnych śródpiersia dwie godziny po inokulacji. PBS (panele A-G i V-AB), kuleczki fluorescencyjne (H-N i AC-AI) lub pręciki prionowe (O-U i AJ-AP) zostały wstrzyknięte do otrzewnej myszy, a komórki pobrano z płynu z płukania otrzewnej (A-U) lub węzłów chłonnych śródpiersia (V-AP) dwie godziny później. Wykresy w pierwszej kolumnie przedstawiają komórki z myszy traktowanych PBS (panele A i V), kuleczkami fluorescencyjnymi (panel H i AC) oraz pręcikami prionowymi (panele O i AJ). Komórki fluorescencyjne (czerwone lub zielone kropki) oraz wszystkie komórki (szare kropki) naniesiono na wykres, aby pokazać względną wielkość (forward scatter), ziarnistość (side scatter) i proporcję wszystkich żywych komórek wykazujących fluorescencję. Znacząca liczba komórek charakterystycznych dla granulocytów zatrzymała kuleczki fluorescencyjne i pręciki. Komórki barwiono również przeciwciałami przeciwko markerom powierzchniowym komórek odpornościowych i stosowano bramkowanie dla monocytów LyG- Ly6C+ (panele B, I, P, W, AD i AK), neutrofili Ly6c- CD11c- CD11b+ Ly6G+ (C, J, Q, X, AE i AL), komórek dendrytycznych Ly6G- Ly6C- CD11b+ CD11c+ (D, K, R, Y, AF i AM), makrofagów Ly6G- Ly6C- CD11c- CD11b+ (E, L, S, Z, AG i AN), limfocytów B CD3-B220+CD21+ (F, M, T, AA, AH i AO) oraz limfocytów T CD21-B220- CD3+ (G, N, U, AB, AI i AP). Monocyty, komórki dendrytyczne i makrofagi zatrzymały kuleczki fluorescencyjne i pręciki prionowe w jamie otrzewnej (odpowiednio panele I i P, K i R oraz L i S) i przetransportowały je do węzłów chłonnych śródpiersia (odpowiednio panele AD i AK, AF i AM oraz AG i AN), co wykazuje podobne pochłanianie i transport tych dwóch rodzajów cząsteczek. Neutrofile zatrzymały znaczną ilość kuleczek (J) i mniej pręcików (Q), ale nie dostarczyły ich do węzłów chłonnych (AE i AL). Limfocyty B zatrzymały i przetransportowały niektóre pręciki (T i AO), ale praktycznie żadnych kuleczek (M i AH). Limfocyty T nie transportowały ani kuleczek, ani pręcików (N, U, AI i AP).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W niniejszej pracy prezentujemy protokół znakowania i śledzenia prionów in vivo, który znacznie ułatwia monitorowanie wczesnych zdarzeń podczas obwodowej infekcji prionowej. Protokół ten stanowi znaczną poprawę w stosunku do wcześniejszych prób monitorowania wychwytu prionów in vitro 9 oraz in vivo 3,12 poprzez wstępne znakowanie silnie wzbogaconego inokulum prionowego, co pozwala na jednoznaczne odróżnienie go od endogennego PrPC. Ponieważ zakaźne priony i PrP<...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Brak zadeklarowanych konfliktów interesów.
Podziękowania
Dziękujemy Steve'owi McBryantowi i Jeffowi Hansenowi za pomoc w ultrawirowaniu oraz Patti Kiser za pomoc w obsłudze myszy. Praca ta była finansowana przez National Institute of Neurological Diseases and Stroke w National Institutes of Health w ramach grantu 5R01NS056379-02.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| mózg łosia zainfekowany CWD | Prywatna farma łosi w Kolorado | Można użyć dowolnego mózgu zainfekowanego prionami pochodzenia nie-ludzkiego | |
| Blender | Oster Professional Products | 6694-015 | Można użyć dowolnego blendera komercyjnego |
| Wirówka | Sorvall, Thermo Scientific | rotor SS34 | Można użyć dowolnej wirówki/rotora osiągającego 3000 x g i mieszczącego objętości ≥ 500 ml |
| Ultrawirówka | Beckman Coulter Inc. | rotor 50.2 Ti | Można użyć dowolnej ultrawirówki/rotora osiągającego 100 000 x g i mieszczącego objętości ≥ 500 ml |
| Odczyn Bradforda | Sigma-Aldrich | B6916 | |
| Kompletny mini koktajl inhibitorów proteaz | Roche Group | 11 836 170 001 | |
| Sonikator | Misonix | MP4000X | Można użyć dowolnego sonikatora z tubą lub sondą ustawionego na ~70% maksymalnej mocy |
| Zestaw do znakowania przeciwciał DyLight | Thermo Fisher Scientific, Inc. | 53050 | |
| mikrowirówka | Eppendorf | 55430R | Można użyć dowolnej chłodzonej mikrowirówki, która może osiągnąć 13 000x g |
| wirnikowe kolumny filtrujące | EMD Millipore | Microcon YM-100 | Można użyć dowolnego filtra lub membrany dializacyjnej z progiem odcięcia masy cząsteczkowej 100 Kd |
| myszy FVB w wieku 8-40 tygodni | Charles River Laboratories | 207 | Można użyć dowolnej inbredowej linii myszy |
| czerwone fluorescencyjne kuleczki 1 μm | Phosphorex | 2307 | Można użyć dowolnych fluorescencyjnych kuleczek ≤ 10 μm |
| pożywka RPMI 1640 | Invitrogen | 11875-093 | |
| sito do komórek 40 μm | Falcon BD | 352340 | |
| przeciwciała fluorescencyjne | BD Biosciences | Różne | Można użyć dowolnego przeciwciała fluorescencyjnego odpowiedniego dla danej aplikacji. |
| cytometr przepływowy | Dako | CyanADP | Można użyć dowolnego cytometru przepływowego zdolnego do wielobarwnej detekcji fluorescencji |
Bibliografia
- Klein, M. A. A crucial role for B cells in neuroinvasive scrapie. Nature. 390, 687-687 (1997).
- Mabbott, N. A., Farquhar, C. F., Brown, K. L., Bruce, M. E. Involvement of the immune system in TSE pathogenesis. Immunol Today. 19, 201-201 (1998).
- Sigurdson, C. J. PrP(CWD) lymphoid cell targets in early and advanced chronic wasting disease of mule deer. J Gen Virol. 83, 2617-2617 (2002).
- Klein, M. A. Complement facilitates early prion pathogenesis. Nat Med. 7, 488-488 (2001).
- Mabbott, N. A. Temporary depletion of complement component C3 or genetic deficiency of C1q significantly delays onset of scrapie. Nat Med. 7, 485-485 (2001).
- Zabel, M. D. Stromal Complement Receptor CD21/35 Facilitates Lymphoid Prion Colonization and Pathogenesis. J Immunol. 179, 6144-6144 (2007).
- Cordier-Dirikoc, S., Chabry, J. Temporary depletion of CD11c+ dendritic cells delays lymphoinvasion after intraperitonal scrapie infection. J Virol. 82, 8933-8933 (2008).
- Dorban, G. Oral scrapie infection modifies the homeostasis of Peyer's patches' dendritic cells. Histochem Cell Biol. 128, 243-243 (2007).
- Flores-Langarica, A. Scrapie pathogenesis: the role of complement C1q in scrapie agent uptake by conventional dendritic cells. J Immunol. 182, 1305-1305 (2009).
- Huang, F. P., MacPherson, G. G. Dendritic cells and oral transmission of prion diseases. Adv Drug Deliv Rev. 56, 901-901 (2004).
- Ano, Y., Sakudo, A., Nakayama, H., Onodera, T. Uptake and dynamics of infectious prion protein in the intestine. Protein Pept Lett. 16, 247-247 (2009).
- Aucouturier, P. Infected splenic dendritic cells are sufficient for prion transmission to the CNS in mouse scrapie. J Clin Invest. 108, 703-703 (2001).
- Huang, F. P. Migrating intestinal dendritic cells transport PrP(Sc) from the gut. J Gen Virol. 83, 267-267 (2002).
- Jeffrey, M. Transportation of prion protein across the intestinal mucosa of scrapiesusceptible and scrapie-resistant sheep. J Pathol. 209, 4-4 (2006).
- Raymond, C. R., Mabbott, N. A. Assessing the involvement of migratory dendritic cells in the transfer of the scrapie agent from the immune to peripheral nervous systems. J Neuroimmunol. 187, 114-114 (2007).
- Mohan, J., Hopkins, J., Mabbott, N. A. Skin-derived dendritic cells acquire and degrade the scrapie agent following in vitro exposure. Immunology. 116, 122-122 (2005).
- Gilch, S. CpG and LPS can interfere negatively with prion clearance in macrophage and microglial cells. FEBS J. 274, 5834-5834 (2007).
- Safar, J. Molecular mass, biochemical composition, and physicochemical behavior of the infectious form of the scrapie precursor protein monomer. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 87, 6373-6373 (1990).
- Büeler, H. R. Mice devoid of PrP are resistant to scrapie. Cell. 73, 1339-1339 (1993).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
