System Gigantycznych Włókien jest prostym obwodem neuronalnym u dorosłych Drosophila melanogaster, zawierającym największe neurony w organizmie muchy. Opisujemy protokół monitorowania przekaźnictwa synaptycznego w tej ścieżce poprzez rejestrację potencjałów postsynaptycznych w mięśniach grzbietowych podłużnych (DLM) i tergotrochanteralnych (TTM) po bezpośredniej stymulacji interneuronów Gigantycznych Włókien.
Artykuł metodologiczny
Rejestracje elektrofizjologiczne z drogi włókna olbrzymiego D. melanogaster
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W przypadku wystraszenia dorosłe D. melanogaster reagują wyskokiem w górę i odlotem. U wielu gatunków bezkręgowców, w tym u D. melanogaster, odpowiedź „ucieczkowa” (lub „zaskoczenia”) w stadium dorosłym jest pośredniczona przez wieloskładnikowy obwód neuronalny nazywany systemem włókien olbrzymich (Giant Fiber System, GFS). Stosunkowo duży rozmiar neuronów, ich charakterystyczna morfologia i proste połączenia sprawiają, że GFS jest atrakcyjnym systemem modelowym do badania obwodów neuronalnych. Ścieżka GFS składa się z dwóch obustronnie symetrycznych interneuronów włókien olbrzymich (GF), których aksony schodzą z mózgu wzdłuż linii środkowej do zwoju torakalnego poprzez koneksję szyjną. W neuromerze mezotorakalnym (T2) zwojów brzusznych GF tworzą synapsy elektrochemiczne z 1) dużym przyśrodkowym dendrytem ipsilateralnego neuronu ruchowego (TTMn), który steruje mięśniem tergotrochanteralnym (TTM), głównym prostownikiem uda/nogi mezotorakalnej, oraz 2) kontralateralnym interneuronem synaptycznym obwodowym (PSI), który z kolei tworzy synapsy chemiczne (cholinergiczne) z neuronami ruchowymi (DLMns) grzbietowych mięśni podłużnych (DLMs), będących depresorami skrzydeł. Ścieżki neuronalne prowadzące do mięśni grzbietowo-brzusznych (DVMs), czyli elewatorów skrzydeł, nie zostały jeszcze w pełni poznane (DLMs i DVMs są znane wspólnie jako pośrednie mięśnie lotne – nie są one przyczepione bezpośrednio do skrzydeł, lecz poruszają nimi pośrednio poprzez odkształcanie pobliskiej kutykuli torakalnej) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). Disynaptyczna aktywacja DLMs (poprzez PSI) powoduje niewielkie, ale istotne opóźnienie w czasie skurczu tych mięśni w stosunku do monosynaptycznej aktywacji TTM (~0,5 ms), co pozwala mięśniom TTM najpierw wyprostować udo i odepchnąć muchę od podłoża. Mięśnie TTM jednocześnie aktywują DLMs poprzez rozciąganie, które z kolei wzajemnie aktywują DVMs poprzez rozciąganie przez cały czas trwania lotu. Ścieżka GF może być aktywowana pośrednio poprzez zastosowanie bodźca sensorycznego (np. „podmuchu powietrza” lub „wygaszenia światła”) lub bezpośrednio za pomocą nadprogowego bodźca elektrycznego przyłożonego do mózgu (opisane tutaj). W obu przypadkach potencjał czynnościowy dociera do TTMs i DLMs wyłącznie za pośrednictwem GF, PSI oraz motoneuronów TTM/DLM, choć TTMns i DLMns posiadają inne, jak dotąd niezidentyfikowane wejścia sensoryczne. Pomiar „latencji odpowiedzi” (czasu między stymulacją a depolaryzacją mięśnia) oraz „podążania za stymulacją o wysokiej częstotliwości” (liczby udanych odpowiedzi na określoną liczbę bodźców o wysokiej częstotliwości) umożliwia powtarzalną i ilościową ocenę stanu funkcjonalnego komponentów GFS, w tym zarówno synaps centralnych (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn), jak i chemicznych (glutamatergicznych) złączy nerwowo-mięśniowych (TTMn-TTM i DLMn-DLM). Metoda ta była wykorzystywana do identyfikacji genów zaangażowanych w tworzenie synaps centralnych oraz do oceny funkcji OUN.
Protokół
1. Sprzęt i materiały
- W eksperymentach tych wykorzystuje się standardowy zestaw do elektrofizjologii, składający się ze stymulatora, jednostki izolacji bodźców, dwóch wzmacniaczy mikroelektrod, systemu akwizycji danych oraz komputera z oprogramowaniem do zbierania danych. Dodatkowy sprzęt obejmuje klatkę Faradaya, stereomikroskop na statywie wysięgnikowym, stół wibroizolacyjny, źródło światła oraz platformę rejestracyjną.
- Używa się pięciu mikromanipulatorów. Dwa mikromanipulatory wymagają precyzyjnej regulacji w celu pozycjonowania elektrod rejestrujących, natomiast pozostałe trzy wymagają jedynie regulacji grubej do ustawienia dwóch elektrod stymulujących i elektrody uziemiającej. Mikromanipulator dla elektrody rejestrującej DLM umieszcza się przy końcu preparatu (po lewej stronie eksperymentatora), a mikromanipulator dla elektrody rejestrującej TTM pomiędzy eksperymentatorem a bokiem preparatu (nieco na lewo od eksperymentatora). Dwa mikromanipulatory, które będą trzymać elektrody stymulujące, umieszcza się przy głowie preparatu (po prawej stronie eksperymentatora). Mikromanipulator dla elektrody uziemiającej umieszcza się po przeciwnej stronie preparatu.
- Wytwarzamy szklane mikroelektrody rejestrujące o oporności 40-60 MΩ i przechowujemy je na płasko w naczyniu, zabezpieczone woskiem. Do stymulacji wykorzystuje się dwie elektrody wolframowe zaostrzone elektrolitycznie (NaOH). Jako uziemienie stosuje się drut wolframowy lub trzecią elektrodę wykonaną elektrolitycznie. Elektrody stymulujące i uziemiająca są przygotowywane i mocowane do mikromanipulatorów przed rozpoczęciem sesji eksperymentalnej i nie wymagają wymiany przez cały czas trwania sesji.
2. Przygotowanie D. melanogaster
- Po przygotowaniu sprzętu należy przygotować muchy. Znieczul muchy poprzez schłodzenie ich na lodzie lub przy użyciu CO2. W przypadku użycia CO2 należy odczekać odpowiedni czas (około 20 min), aby działanie gazu ustało przed rozpoczęciem eksperymentu.
- Za pomocą pęsety delikatnie przenieś muchy za odnóża do naczynia zawierającego platformę z miękkiego wosku ustawioną pod kątem około 45°. Kolejne cztery kroki wykonuje się pod mikroskopem stereoskopowym, z dala od (ale w pobliżu) sprzętu rejestrującego.
- Kolejnym krokiem jest unieruchomienie muchy w wosku. Ustaw muchę stroną brzuszną do dołu, tak aby jej przód był skierowany w górę nachylenia. Używając precyzyjnej pęsety, rozstaw odnóża na zewnątrz parami i wciśnij je w wosk.
- Zlokalizuj mięśnie, z których będzie prowadzony zapis: mięsień grzbietowy podłużny (DLM) oraz mięsień tergotrochanteralny (TTM). Miejsca przyczepu podskórnego DLM odpowiadają obszarowi między linią środkową klatki piersiowej a przednimi szczecinkami grzbietowymi (setae). Miejsca przyczepu TTM znajdują się grzbietowo od tylnych i przednich szczecinek nadskrzydłowych. Upewniając się, że skrzydła nie będą blokować dostępu do włókien DLM lub TTM, odsuń skrzydła na zewnątrz i „przyklej” je do wosku.
- Używając precyzyjnej pęsety, ostrożnie wyciągnij trąbkę na zewnątrz i unieruchom ją, zanurzając w wosku. Jest to krytyczny etap wymagający wprawy, ponieważ trąbka jest miękka i łatwo oddziela się od reszty głowy. Jeśli tak się stanie, odrzuć muchę i zacznij od nowa. Brak odpowiedniego unieruchomienia głowy prowadzi do problemów podczas wprowadzania elektrod stymulujących przez oczy.
3. Umieszczanie elektrod
- Po przymocowaniu muchy do wosku, przenieś szalkę z przymocowaną muchą pod stereomikroskop znajdujący się wewnątrz klatki Faradaya. Ustaw muchę bokiem, tak aby jej głowa znajdowała się po prawej stronie eksperymentatora.
- Kolejnym krokiem jest wprowadzenie elektrod. Elektrody uziemiające i stymulujące można wprowadzić bez patrzenia przez mikroskop. Wysoka jakość zapisów zależy od precyzyjnego wprowadzenia elektrod, dlatego warto poćwiczyć obsługę mikromanipulatorów. Przybliż elektrody do miejsc wprowadzenia za pomocą mikromanipulatorów, aby ułatwić ich prawidłowe umieszczenie i późniejsze pomiary.
- Obniż elektrodę uziemiającą do tylnego końca odwłoka, korzystając z kół regulacyjnych mikromanipulatora. Aby umieścić zaostrzone wolframowe elektrody stymulujące w mózgu, użyj mikromanipulatora, aby ustawić końcówkę jednej z elektrod tak, by ledwo dotykała jednego z oczu muchy. Zrób to samo z drugą elektrodą, aby obie stykały się z zewnętrzną stroną każdego oka. Następnie wsuwaj elektrody po kolei przez każde oko, tak aby ich końcówki dotarły do mózgu znajdującego się z tyłu torebki głowowej (około 2-3mm).
- Prawidłowo umieszczone elektrody aktywują system włókien olbrzymich (Giant Fiber System). Aby sprawdzić, czy elektrody stymulujące są umieszczone prawidłowo, przyłóż krótki (0.03 ms) impuls o napięciu 30-60 V pomiędzy elektrody stymulujące i obserwuj ruchy skrzydeł oraz drżenia mięśni lotnych/odnóży.
- Kolejnym krokiem jest wypełnienie szklanych mikroelektrod od tyłu 3M KCl za pomocą strzykawki Hamiltona lub termicznie wyciąganej strzykawki plastikowej, a następnie umieszczenie ich w mikromanipulatorach precyzyjnych. Prawidłowo wprowadzone mikroelektrody mogą być używane przez kilka serii eksperymentów.
- Pierwszą elektrodę rejestrującą należy wprowadzić do włókna DLM. Istnieją dwa symetrycznie rozmieszczone DLM; każdy z nich składa się z sześciu pojedynczych włókien mięśniowych. Rejestrację można przeprowadzić z dowolnego z sześciu włókien; jednak najczęściej stosuje się włókna DLM 45a i 45b ze względu na ich dobrą dostępność przez grzbietową stronę kutykuli klatki piersiowej oraz fakt, że oba włókna są unerwione przez ten sam neuron ruchowy.
- Używając mikromanipulatora po stronie najdalej oddalonej od Ciebie, wprowadź elektrodę rejestrującą do włókna DLM 45a lub b. Nachylenie platformy pozwala elektrodzie DLM wniknąć w kutykulę grzbietową pod kątem ~60-90°, co ułatwia penetrację. Użyj oprogramowania w trybie oscyloskopu i obserwuj monitor komputera podczas wprowadzania elektrod rejestrujących do klatki piersiowej. Gdy elektroda wniknie do mięśnia, linia bazowa spadnie niemal do zera lub przyjmie wartość ujemną. Wykonaj pojedynczą stymulację, aby sprawdzić, czy można zaobserwować odpowiedź mięśniową.
- Wprowadź drugą elektrodę rejestrującą do TTM znajdującego się najbliżej Ciebie. Tę elektrodę wprowadza się bocznie, przed sobą, ze względu na położenie miejsca przyczepu mięśnia. Ponownie obserwuj monitor podczas tej czynności i wykonaj pojedynczą stymulację, gdy ślad wskaże, że elektroda znajduje się w mięśniu.
4. Stymulacja i rejestracja
- Można teraz przystąpić do stymulacji mózgu i rejestrowania odpowiedzi z mięśni nogi oraz mięśni lotnych. Przyłóż krótki (0,03 ms) impuls stymulujący przez elektrody stymulujące, zaczynając od 30 V i zwiększając napięcie do 60 V, aż do zaobserwowania odpowiedzi (tj. drgnięcia mięśnia oraz depolaryzacji komórki mięśniowej widocznej na monitorze komputera). W dalszej części eksperymentu ustaw napięcie o 5-10 V wyższe niż próg odpowiedzi.
- Aby zmierzyć latencję odpowiedzi, podaj co najmniej 5 pojedynczych impulsów z 5 sekundową przerwą między każdym z nich.
- Wyznacz „częstotliwość podążania” (frequency of following), podając serie impulsów o różnych częstotliwościach. Zazwyczaj podaje się 10 serii po 10 impulsów przy 100 Hz (10 ms między impulsami), 200 Hz (5 ms między impulsami) oraz 300 Hz (3 ms między impulsami). Między każdą serią impulsów zachowaj 2 sekundy przerwy.
5. Wyniki: Opóźnienia odpowiedzi i częstotliwość śledzenia w szlaku włókien olbrzymich
- Opóźnienie odpowiedzi to czas między stymulacją mózgu a depolaryzacją mięśnia. Rysunek ten porównuje opóźnienia odpowiedzi dla DLM i TTM w odpowiedzi na pojedynczy bodziec. Opóźnienia w zakresie od 0,7 do 1,2 ms dla ścieżki GF-TTM oraz od 1,3 do 1,7 ms dla ścieżki GF-DLM świadczą o prawidłowym przygotowaniu preparatu i właściwej technice rejestracji. Opóźnienia mogą różnić się w zależności od genotypu, tła genetycznego, temperatury i wieku.
Rysunek 1 (A i B). Reprezentatywne zapisy pokazujące odpowiedzi zarejestrowane z TTM i DLM po podaniu pojedynczego bodźca do mózgu. - Jak pokazano tutaj, zapisy z TTM wykazują większą zmienność pod względem amplitudy i kształtu potencjału postsynaptycznego (PSP) w porównaniu do zapisów z dużych włókien DLM; zwiększona zmienność ta wynika z niewielkiego rozmiaru włókien mięśniowych TTM. Zmienność ta nie wpływa jednak na wartości opóźnienia odpowiedzi dla ścieżki Giant Fiber-to-TTM.
Rysunek 1 (C i D). Dalsze zapisy „opóźnienia odpowiedzi” u 4 poszczególnych much dla TTM i DLM. Należy zauważyć, że zapisy TTM wykazują zmienność kształtu PSP, ale opóźnienie odpowiedzi pozostaje niezmienione. Dla DLM zmienność kształtu PSP jest mniejsza.
- Porównaj „częstotliwość nadążania” przy 100 Hz, 200 Hz i 300 Hz, obliczając proporcję udanych odpowiedzi (z 10) dla ścieżek DLM i TTM przy każdej częstotliwości stymulacji. Przy 100 Hz zarówno TTM, jak i DLM nadążają za bodźcami w stosunku 1:1. Przy częstotliwościach stymulacji powyżej 100 Hz w odpowiedziach DLM zaczynają pojawiać się niepowodzenia, ponieważ pośrednia synapsa chemiczna między dwoma neuronami pośredniczącymi nie ma wystarczająco dużo czasu na regenerację między bodźcami. Odpowiedzi TTM pozostają jednak w stosunku 1:1 do bodźców nawet powyżej 300 Hz.
Rysunek 2. Reprezentatywne zapisy pokazujące rejestrację „częstotliwości nadążania”. Przy 100 Hz zarówno TTM, jak i DLM odpowiadają na wszystkie 10 bodźców (lewo). Przy 200 Hz odpowiedzi DLM zaczynają zanikać (gwiazdka).
6. Reprezentatywne wyniki
Reakcje o krótkim czasie utajenia u typu dzikiego (elektrody stymulujące umieszcza się w oczach, omijając receptory sensoryczne i bezpośrednio aktywując obwód GF) zależą od genotypu, tła genetycznego, temperatury i wieku, a ich wartości mieszczą się w zakresie od 0,7 do 1,2 ms dla ścieżki GF-TTM oraz od 1,3 do 1,7 ms dla ścieżki GF-DLM (Tanouye and Wyman, 1980; Thomas and Wyman, 1984; Engel and Wu, 1992; Allen and Murphey, 2007; Phelan et al., 2008; Augustin et al., unpublished). Bardzo krótki czas utajenia TTM wynika z obecności silnej synapsy elektrochemicznej GF-TTMn w ścieżce monosynaptycznej, natomiast dłuższy czas utajenia DLM wynika z disynaptycznego charakteru tej ścieżki oraz obecności synapsy chemicznej (PSI-DLMn). Reakcje o średnim i długim czasie utajenia (>3 ms) są wynikiem aktywacji aferentów GF i uzyskuje się je albo poprzez zastosowanie stymulacji o niższej intensywności, albo poprzez podanie sygnału wizualnego („wyłączenie światła”). Przy 100Hz zarówno TTM, jak i DLM powinny podążać za bodźcami w stosunku 1:1. Powyżej 100Hz w reakcjach DLM zaczną pojawiać się niepowodzenia, ponieważ synapsa chemiczna między PSI a DLMns nie ma wystarczająco dużo czasu na regenerację między bodźcami oddalonymi od siebie o mniej niż 10ms. Reakcje TTM pozostaną jednak w stosunku 1:1 do bodźców nawet powyżej 300Hz (Tanouye and Wyman, 1980; Engel and Wu, 1992; Allen et al., 2007; Martinez et al., 2007). Mutacje w genie shakB, kodującym kanał połączenia szczelinowego u Drosophila („inneksynę”), znacząco zwiększają czas utajenia reakcji w ścieżce GF-TTM (~1,5 ms), podczas gdy odgałęzienie GF-DLM nie wykazuje reakcji (Allen and Murphey, 2007; Phelan et al., 2008). Reakcję mutantów można przywrócić poprzez bezpośrednią stymulację zwojów piersiowych, co dowodzi, że opóźniony efekt nie wynika z zaburzeń przekazu nerwowo-mięśniowego. Zdolność do podążania za stymulacją o wysokiej częstotliwości jest również upośledzona u tych mutantów w porównaniu z muchami typu dzikiego, u których ścieżki GF-DLM i GF-TTM są zazwyczaj w stanie podążać za 10 bodźcami w stosunku 1:1 do odpowiednio 100 Hz i 300 Hz. Należy zauważyć, że częstotliwości te są znacznie wyższe niż normalne częstotliwości stymulacji docierające do kurczących się mięśni podczas lotu podtrzymywanego (3-10 Hz) (Hummon and Costello, 1989).
Kolejnym parametrem służącym do opisu stabilności wyników GFS jest „okres refrakcji”, czyli minimalny czas między dwoma impulsami stymulującymi, który nadal wywołuje dwie odpowiedzi mięśnia. Czas refrakcji wynosi od 1-4 ms dla TTMs oraz od 7-15 ms dla DLMs. Stosunkowo długi okres refrakcji w przypadku DLMs wynika z względnej labilności synaps chemicznych w złączeniu PSI-DLMn (Tanouye and Wyman, 1980; Gorczyca and Hall, 1984; Engel and Wu, 1992; Banerjee et al., 2004; Allen and Godenschwege, 2010).
Dyskusja
Jednym z najważniejszych aspektów, na które należy zwrócić uwagę w celu uzyskania wysokiej jakości rejestracji, jest odpowiednia orientacja i stan zdrowotny preparatu. Idealnie, mucha powinna pozostać żywa do końca sesji nagraniowej i reagować na bodźce elektryczne. Aby elektrody rejestrujące mogły najskuteczniej przeniknąć przez egzoszkielet klatki piersiowej, mucha powinna zostać przyklejona do powierzchni w taki sposób, aby tworzyła kąt prosty z elektrodami; w razie potrzeby wprowadzenie elektrod można ułatwić, usuwając fragment grzbietowej kutykuli klatki piersiowej za pomocą skalpela wolframowego, odsłaniając tym samym mięsień lotny DLM (krok ten daje dodatkową zaletę w postaci zmniejszenia ryzyka złamania końcówek elektrod szklanych). Należy również zachować ostrożność, aby nie przesunąć elektrod przez położone podkutykularnie mięśnie DLM i TTM. Głowa muchy powinna być dobrze przymocowana, aby umożliwić prawidłowe wprowadzenie elektrod stymulujących do mózgu i zapobiec ich wysunięciu podczas sesji nagraniowej.
Ze względu na swój rozmiar i dobrze opisaną morfologię, GFS stanowi jedną z najbardziej dostępnych ścieżek neuronalnych u Drosophila. Przepuszczalność synaps elektrycznych dla barwników śledzących o niskiej masie cząsteczkowej umożliwia wizualizację neuronów sprzężonych elektrycznie, a kilka dostępnych linii GAL4 pozwala na manipulowanie poziomami ekspresji genów w podzbiorze komórek lub grup komórek (Jacobs et al., 2000; Allen et al., 2006). Oprócz wyżej wymienionych zalet, zarówno komponenty doprowadzające, jak i torakalne tego obwodu wykazują takie właściwości jak habituacja, spontaniczny powrót oraz dyshabituacja, co czyni GFS u Drosophila wygodnym systemem modelowym do badania plastyczności neuronalnej (Engel and Wu, 1996).
Oświadczenia
Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Praca ta była wspierana przez grant Wellcome Trust przyznany L.P.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Stymulator impulsów prostokątnych S48 Square Pulse Stimulator | Grass Technologies | ||
| Jednostka stymulująca | Grass Technologies | ||
| Izolator transformatorowy RF SIU5 RF Transformer Isolation Unit | Grass Technologies | ||
| DwuKanałowy wzmacniacz mikro–elektrod wewnątrzkomórkowych 5A | Getting Instruments, Inc. | ||
| System akwizycji danych Digidata 1440A | Molecular Devices | ||
| Przetwornik analogowo-cyfrowy Digidata 1320 oraz oprogramowanie Axoscope 9.0 | Molecular Devices | ||
| Platforma rejestracyjna z manualnymi mikromanipulatorami | Narishige International | ||
| Źródło światła | Fostec | ||
| Stereomikroskop Wild M5 | Wild Heerbrugg | ||
| Stół wibroizolacyjny | TMC | ||
| Rurki borokrzemianowe do mikro–elektrod | Sutter Instrument Co. | ||
| Wytwornica mikropipet P-95 | Sutter Instrument Co. | ||
| Microfil 34 gauge, 67 mm (wypełniacz elektrod) | World Precision Instruments, Inc. | MF34G-5 | |
| Narzędzia do mikrodissekcji (pincety,…) | Fine Science Tools | ||
| Mikroskop do dyssekcji (stereo) | Leica Microsystems | ||
| Klatka Faradaya | Nieznany | ||
| Inne: plastikowe strzykawki, wolframowy przewód uziemiający i elektrody wolframowe ostrzone w NaOH, KCl, platforma woskowa, komputer z monitorem... |
Bibliografia
- Allen, M. J., Godenschwege, T. Electrophysiological Recordings from the Drosophila Giant Fiber System. Drosophila Neurobiology: A Laboratory Manual. Zhang, B., Freeman, M. R., Wadde, S. , 1st Lab ed, Cold Spring Harbor Press. (2010).
- Allen, M. J., Godenschwege, T. A. Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system. Semin Cell Dev Biol. 17, 31-41 (2006).
- Allen, M. J., Murphey, R. K. The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter. Eur J Neurosci. 26, 439-445 (2007).
- Banerjee, S., Lee, J. Loss of flight and associated neuronal rhythmicity in inositol 1,4,5-trisphosphate receptor mutants of Drosophila. J Neurosci. 24, 7869-7878 (2004).
- Engel, J. E., Wu, C. F. Interactions of membrane excitability mutations affecting potassium and sodium currents in the flight and giant fiber escape systems of Drosophila. J Comp Physiol A. 171, 93-104 (1992).
- Gorczyca, M., Hall, J. C. Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis. J Neurogenet. 1, 289-313 (1984).
- Hummon, M. R., Costello, W. J. Giant fiber activation of flight muscles in Drosophila: asynchrony in latency of wing depressor fibers. J Neurobiol. 20, 593-602 (1989).
- Jacobs, K., Todman, M. G. Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target. Development. 127, 5203-5212 (2000).
- King, D. G., Wyman, R. J. Anatomy of the giant fibre pathway in Drosophila. I. Three thoracic components of the pathway. J Neurocytol. 9, 753-770 (1980).
- Martinez, V. G., Javadi, C. S. Age-related changes in climbing behavior and neural circuit physiology in Drosophila. Dev Neurobiol. 67, 778-791 (2007).
- Miller, A. The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster. Biology of Drosophila. Demerec, M. , 2nd, Hafner. New York. 502-503 (1965).
- Phelan, P., Goulding, L. A. Molecular mechanism of rectification at identified electrical synapses in the Drosophila giant fiber system. Curr Biol. 18, 1955-1960 (2008).
- Power, M. E. The thoracico-abdominal nervous system of an adult insect, Drosophila melanogaster. J Comp Neurol. 88, 347-409 (1948).
- Tanouye, M. A., Wyman, R. J. Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila. J Neurophysiol. 44, 405-421 (1980).
- Thomas, J. B., Wyman, R. J. Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila. J Neurosci. 4, 530-538 (1984).
Przedruki i uprawnienia
