Artykuł metodologiczny

Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego

94.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/2423

⸱

6 stycznia 2011

 ,  ,  , 
1Department for Experimental Neurology, Center for Stroke Research Berlin, Charité Universitätsmedizin

W tym artykule

Podsumowanie

Włóknista okluzja tętnicy środkowej mózgu jest powszechnie stosowanym modelem badania udaru niedokrwiennego u myszy.

Streszczenie

Udar mózgu jest jedną z najczęstszych przyczyn zgonów i niepełnosprawności dorosłych, szczególnie w krajach wysoko rozwiniętych. Dotychczasowe możliwości leczenia są jednak bardzo ograniczone. Aby sprostać potrzebie opracowania nowych podejść terapeutycznych, w eksperymentalnych badaniach nad udarem często wykorzystuje się modele ogniskowego niedokrwienia mózgu u gryzoni. Większość badaczy stosuje trwałe lub przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu (MCA) u myszy lub szczurów.

Proksymalna okluzja tętnicy środkowej mózgu (MCA) za pomocą techniki szwu wewnątrzaszpielowego (tzw. modelu filamentu lub szwu) jest prawdopodobnie najczęściej stosowanym modelem w eksperymentalnych badaniach nad udarem. Wewnątrzaszpielowy model MCAO daje zaletę indukowania powtarzalnego przejściowego lub permanentnego niedokrwienia obszaru MCA w sposób stosunkowo nieinwazyjny. Podejścia wewnątrzaszpielowe przerywają przepływ krwi w całym obszarze tej tętnicy. Okluzja filamentem zatrzymuje zatem przepływ proksymalnie względem tętnic soczewkowatych prążkowiastych, które zaopatrują jądra podstawy. Okluzja MCA filamentem prowadzi do powtarzalnych uszkodzeń w korze i prążkowiu i może mieć charakter permanentny lub przejściowy. W przeciwieństwie do nich, modele indukujące okluzję MCA dystalnie (względem odgałęzienia tętnic soczewkowatych prążkowiastych) zazwyczaj oszczędzają prążkowie i obejmują przede wszystkim neocortex. Dodatkowo modele te wymagają kraniektomii. W modelu zaprezentowanym w niniejszym artykule, filament powlekany silikonem jest wprowadzany do wspólnej tętnicy szyjnej i przesuwany wzdłuż wewnętrznej tętnicy szyjnej do kręgu Willisa, gdzie blokuje on ujście tętnicy środkowej mózgu. U pacjentów okluzje tętnicy środkowej mózgu należą do najczęstszych przyczyn udaru niedokrwiennego. Ponieważ w tym modelu można swobodnie wybierać różne interwały niedokrwienia, zależnie od momentu reperfuzji, można uzyskać zmiany niedokrwienne o różnym stopniu nasilenia. Reperfuzja poprzez usunięcie okluzyjnego filamentu w przynajmniej częściowej mierze modeluje przywrócenie przepływu krwi po spontanicznej lub terapeutycznej (tPA) lizie skrzepu zakrzepowo-zatorowego u ludzi.

W tym filmie przedstawimy podstawową technikę, a także główne pułapki i czynniki zakłócające, które mogą ograniczyć wartość prognostyczną tego modelu.

Protokół

Aby zagwarantować wysoką jakość i powtarzalność, zalecamy stosowanie Standardowych Procedur Operacyjnych (SOP). W niniejszym filmie zastosowano opublikowane SOP opracowane i wykorzystywane w naszym laboratorium. 1

1. Zamknięcie tętnicy środkowej mózgu

  1. Myszy zostają znieczulone odpowiednim środkiem anestetycznym schemat po konsultacji z personelem weterynaryjnym (np. indukcja przy użyciu 1,5–2% izofluranu i utrzymanie znieczulenia przy użyciu 1,0–1,5% izofluranu w mieszaninie 2/3 N2O i 1/3 O2 z wykorzystaniem waporyzatora).
    1. Temperaturę ciała myszy utrzymuje się na poziomie 36.5°C ± 0.5°C podczas operacji z użyciem płyty grzewczej. Wysoce zalecane jest stosowanie podkładki grzewczej z systemem sprzężenia zwrotnego, która ogrzewa zwierzę w zależności od temperatury odbytniczej myszy.
    2. Zdezynfekuj skórę i otaczającą ją sierść odpowiednim środkiem (np. 70% alkoholem etylowym), a następnie osusz to miejsce.
  2. Wykonuje się cięcie w linii pośrodkowej szyi, a następnie rozsuwa się tkanki miękkie.
  3. Lewą wspólną tętnicę szyjną (LCCA) ostrożnie uwalnia się z otaczających ją nerwów (unikając uszkodzenia nerwu błędnego), a następnie wykonuje się podwiązkę za pomocą nici o rozmiarze 6.0/7.0. Można również użyć nici o rozmiarze 5.0.
  4. Następnie wyizolowuje się lewą tętnicę szyjną zewnętrzną (LECA) i zawiązuje drugi węzeł.
  5. Następnie izoluje się lewą tętnicę szyjną wewnętrzną (LICA) i przygotowuje węzeł z filamentu 6.0.
  6. Po uzyskaniu dobrego obrazu lewej tętnicy szyjnej wewnętrznej (LICA) oraz lewej tętnicy skrzydłowopodniebiennej (LPA), obie tętnice zostają zamknięte za pomocą klipsa mikronaczyniowego.
  7. W LCCA, przed jej rozgałęzieniem na LECA i LICA, wykonuje się niewielki otwór. Następnie do LICA wprowadza się monofilament wykonany z nylonu 8.0, pokryty mieszaniną utwardzacza silikonowego (patrz poniżej), aż do momentu zatrzymania go na klipsie. Należy uważać, aby nie wprowadzić go do tętnicy potylicznej (Rysunek 1).
  8. Zaciśnięte tętnice są otwierane, podczas gdy filament jest wprowadzany do LICA w celu zamknięcia ujścia LMCA w kręgu Willisa.
  9. Trzeci węzeł na LICA zostaje zaciśnięty, aby unieruchomić filament w wyznaczonej pozycji.
  10. Myszy otrzymują 0,5 ml soli fizjologicznej podskórnie w celu uzupełnienia objętości płynów. W celu uśmierzenia bólu w ranę aplikuje się miejscowo żel z lidokainą.
  11. W przypadku planowanej reperfuzji myszy pozostają w ogrzewanej klatce przez 30–90 min podczas okluzji, a ranę można zamknąć małym klipsem chirurgicznym. Następnie przeprowadza się ponarną anestezyję, chwilowo rozluźnia trzeci węzeł na tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i usuwa filament.
  12. Pozostałe szwy zostają skrócone, a skórę adaptuje się za pomocą szwu chirurgicznego.
  13. Wszystkie zwierzęta otrzymują drugą dawkę uzupełniającą objętości, zgodnie z powyższym opisem.
  14. Zwierzęta umieszcza się w ogrzewanej klatce na dwie godziny w celu ujednolicenia temperatury ciała.
    1. Zwierzęta należy codziennie badać po operacji pod kątem objawów dyskomfortu. U myszy może wystąpić pooperacyjna utrata masy ciała. W celu zachęcenia do jedzenia podaje się im rozgniecioną karmę w szalce Petriego umieszczonej na dnie klatki. Karmę wymienia się codziennie przez siedem dni.

2. Operacja pozorowana

  1. W przypadku operacji pozorowanych filament zostaje wprowadzony w celu zamknięcia LMCA, a następnie natychmiast wycofany, aby umożliwić natychmiastową reperfuzję (1.8). Kolejna procedura jest identyczna z tą przeprowadzaną u zwierząt poddawanych niedokrwieniu mózgu (1.9 - 1.14), wliczając w to ponowną anestezyję.

3. Przygotowanie włókna

  1. Należy wziąć pod uwagę sterylność włókna. Warunkiem koniecznym dla sterylnego przebiegu operacji jest stosowanie wysterylizowanego sprzętu oraz odpowiednia obsługa włókna po sterylizacji. Dezynfekcja włókna jest trudna, ponieważ wiele powszechnych metod sterylizacji może pogorszyć jego jakość. Możliwe do zastosowania są jednak metody takie jak napromieniowanie, np. światłem UV lub promieniami γ, bądź sterylizacja chemiczna, np. za pomocą gazów o wysokiej reaktywności, takich jak tlenek etylenu.
  2. Włókno nylonowe 8.0 jest cięte pod mikroskopem na odcinki o długości 11 mm
  3. Końcówka włókna musi zostać całkowicie i równomiernie pokryta na długości 8 mm mieszaniną utwardzacza Xantopren M Mucosa i Activator NF Optosil

4. Reprezentatywne wyniki

W zależności od czasu trwania ograniczenia przepływu krwi występują różne deficyty motoryczne i behawioralne. Zarówno po 30, jak i 60 min niedokrwienia mózgu u zwierząt w większości przypadków stwierdza się zmniejszoną odporność na pchnięcie boczne oraz krążenie wynikające z zaburzeń lokomocji. Łagodniejsze uszkodzenia objawiają się pozycją zgięciową kończyn przednich. Te łatwo obserwowalne objawy mogą służyć jako podstawowa skala oceny powodzenia operacji.2

Pod względem morfologicznym zmianę można ocenić za pomocą histologii lub obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI). Sześćdziesięciominutowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu powoduje pannekrozę tkanki w obszarze obejmującym zarówno prążkowie, jak i neocortex, podczas gdy 30 minut niedokrwienia powoduje głównie śmierć komórek neuronalnych ograniczoną do prążkowia. 3 (Rysunek 2) W odniesieniu do objętości zawału oczekujemy odchylenia standardowego niższego niż 30% w serii operacji. Śmiertelność zależy od czasu zamknięcia naczynia i wynosi około 5% po 30 min niedokrwienia oraz 10 - 20% po 60 min.

Inną mało inwazyjną możliwością jest zastosowanie laserowej dopplerometrii przepływów (LDF) w trakcie operacji, co pozwala na bezpośrednią kontrolę sukcesu zabiegu. U poszczególnych zwierząt redukcja do 10 - 20 % wartości sprzed okluzji jednoznacznie wskazuje na skuteczne wywołanie ogniskowego niedokrwienia mózgu. 4 Jednak LDF nie może być stosowana jako metoda porównań międzyosobniczych, ponieważ pozwala ona jedynie na pomiar ilościowych zmian (wyrażonych w procentach) przepływu krwi w małej i ograniczonej objętości próbki tkanki. Nie dostarcza ona informacji o przestrzennym zasięgu redukcji przepływu krwi. 5

Istnieje kilka testów służących do oceny aspektów behawioralnych po udarze, w tym analiza chodu 6,7, test Rotarod 8, test słupka (Pole test) 9,10, test usuwania substancji klejącej 11,12, test schodowy 13,14, test szczebli drabiny 15,16 oraz wodny labirynt Morrisa 17. We wszystkich tych testach myszy poddane MCAo osiągają gorsze wyniki niż zwierzęta kontrolne.

Schemat kręgu Willisa; oznaczone tętnice mózgowe: MCA, ICA, PPA, ECA, CCA; anatomia naczyniowa.
Rycina 1. Schemat architektury naczyń doprowadzających krew do mózgu (przedstawionego w tle) u myszy. Różne szczepy mogą wykazywać zmienność, na przykład tętnica potyliczna czasami odgałęzia się od tętnicy szyjnej wewnętrznej.

Schemat eksperymentu MCAo, wykres przepływu krwi w mózgu, reperfuzja w 30. i 60. minucie, niedokrwienie mózgu.
Rycina 2. Schematyczne przedstawienie typowych rozmiarów zmian po różnych punktach czasowych reperfuzji w modelu proksymalnego MCAo. W części środkowej przedstawiono typowy przebieg aktywności funkcjonalnej i przepływu krwi w mózgu po MCAo. (MCAo: zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej, LDF: pomiar przepływu metodą laserowego Dopplera)

Dyskusja

Przedstawiony tutaj model przejściowego, proksymalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCA)18,19 naśladuje jeden z najczęstszych typów udaru niedokrwiennego u pacjentów.20 W zależności od czasu reperfuzji model ten pozwala na uzyskanie różnego stopnia uszkodzeń, od przejściowego ataku niedokrwiennego (TIA) po rozległe zawały obejmujące znaczną część niedokrwionej półkuli. Umożliwia to badaczowi analizę różnych mechanizmów patofizjologicznych po udarze. 20,21

Operację można przeprowadzić w krótkim czasie, co pozwala na uzyskanie wysoce powtarzalnych zmian. Wymaga to jednak dokładnej kontroli czynników zakłócających.22 Niewielkie różnice w technice operacyjnej mogą prowadzić do odmiennych efektów w obrębie obszaru zawału.23,24 Co więcej, ze względu na różnice w anatomii naczyń mózgowych, różne szczepy myszy wykazują odmienne wyniki.25,26 Temperatura ciała wpływa na uszkodzenia neurologiczne, przy czym hipotermia prowadzi do powstania mniejszych zmian27, a hipertermia do poważniejszych deficytów.28 W związku z tym kontrola i utrzymywanie temperatury są niezwykle istotne w tym modelu.29 Ponadto ciśnienie krwi oraz gazy krwi są ważnymi czynnikami zakłócającymi wynik i wymagają monitorowania.30,31 Zaleca się stosowanie szybkich i minimalnie inwazyjnych metod (nieinwazyjny pomiar ciśnienia tętniczego, odpowiednie i łatwo dostępne miejsca poboru krwi). Wybór środka anestetycznego jest również bardzo ważny, ponieważ niektóre z nich mogą działać neuroprotekcyjnie i/lub rozszerzać naczynia krwionośne, jak na przykład izofluran.32 W konsekwencji czas ekspozycji na anestezję powinien być jak najkrótszy i znormalizowany. Wykluczamy zwierzęta, u których operacja trwała dłużej niż 15 min.

Golenie miejsca operacyjnego powoduje powstawanie mikrościernięć i stan zapalny oraz uwalnia fragmenty włosów. Może to dodatkowo nasilić stan zapalny i sprzyjać miejscowej infekcji, co może wpłynąć na patofizjologię udaru. Warunki utrzymania zwierząt, zwłaszcza stosowanie wzbogaceń środowiskowych, mogą wpływać na wynik udaru i powinny być standaryzowane oraz opisane w raportach z badań. 6,33,34 Stosowanie wzbogaceń środowiskowych i ich wpływ na powtarzalność są przedmiotem dyskusji.35 Innym istotnym czynnikiem zakłócającym jest wywołane udarem ryzyko infekcji, szczególnie po dłuższym czasie niedokrwienia36, co prowadzi do dodatkowej zachorowalności i zwiększonej śmiertelności. 37,38 Ponieważ infekcje stają się objawowe około 3. do 5. dnia, ma to istotne konsekwencje dla długoterminowej obserwacji w takich modelach.

Aby uzyskać wyniki istotne dla opracowania nowych strategii leczenia udaru, standaryzacja i kontrola jakości są niezwykle ważne w przedklinicznych badaniach translacyjnych nad udarem. 39 Zasady „Dobrej Praktyki Laboratoryjnej” 40,41 nakazują:

  1. odpowiedni i szczegółowy opis wykorzystanych zwierząt;
  2. obliczenie wielkości próby oraz raportowanie oczekiwanej wielkości efektu;
  3. kryteria włączenia i wykluczenia, ustalone przed rozpoczęciem badania;
  4. randomizacja przydziału do grup;
  5. maskowanie przydziału przed badaczami;
  6. raportowanie zwierząt wykluczonych z analizy;
  7. ślepa ocena wyników;
  8. raportowanie potencjalnych konfliktów interesów oraz finansowania badania.

Oświadczenia

Doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i przepisami ustalonymi przez Landesamt fuer Gesundheit und Soziales w Berlinie w Niemczech.

Podziękowania

Niniejsza praca została sfinansowana ze środków Siódmego Programu Ramowego Wspólnoty Europejskiej (FP7/2007-2013) na podstawie umowy o dofinansowanie nr° 201024 oraz n° 202213 (European Stroke Network). Dodatkowe środki zostały przekazane przez Bundesministerium für Bildung und Forschung (Center for Stroke Research Berlin) oraz Deutsche Forschungsgemeinschaft (Exzellenzcluster NEUROCURE).

Autorzy chcieliby podziękować Mareike Thielke (Zakład Neurologii Eksperymentalnej, Charité Berlin) za wsparcie podczas operacji oraz Elke Ludwig (Charité Video Services) za przygotowanie animacji.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nożyczki chirurgiczne (do nacięcia skóry)Fine Science Tools14028-10
2 pincety Dumont (medyczne, prosta końcówka nr 5)Fine Science Tools11253-20
Nożyczki sprężynowe (typu Vannas)Fine Science Tools15000-00
Stosowanie pęset do mikroklipsówFine Science Tools00072-14
Klampy mikronaczyniowe (np. S&G B1-V)Fine Science Tools00396-01Możliwe jest również zastosowanie Serrefine.
2 kleszczyki hemostatyczne wg HartmannaFine Science Tools13002-10
Portapigła (typu Olsen-Hegar lub inny)Fine Science Tools12002-14
Standardowe pęsety anatomiczne (do zamykania ran)Fine Science Tools11000-12
szwy 5/0 Supramado podwiązań naczyniowych
szwy 6/0 Supramado szycia skóry można również zastosować nici 5/0
Lidokaina (np. żel Xylocain 2%)AstraZenecalub inny miejscowy środek przeciwbólowy
Mikroskop stereoskopowy, powiększenie od 6x do maks. 40xLeica ZeissMZ6 Stemi2000C
Zimne źródło światłaLeica MicrosystemsKL1500
System podgrzewania z podkładką grzewczą sterowany sprzężeniem zwrotnym temperaturyFine Science Tools21052-00Z podkładką pod mysz i małą sondą
System anestezjologiczny do izofluranu
IzofluranAbbott
Komora wybudzeniowa dla zwierzątUsługi PecoV1200Klatka grzewcza
filament nylonowy 8,0SupramaTEL181005do powlekania
SkalpelDo przecinania filamentu na kawałki
LinijkaAby odciąć filament o odpowiedniej długości
Xantopren M MucosaHeraeus Instruments
Activator Universal PlusHeraeus InstrumentsOptosil - Xantopren
2 pęsety Dumont (medyczne, prosta końcówka nr 5)Fine Science Tools11253-20
Miękka podkładka do przechowywania i chwytania niepowlekanych włókiennp. wymazy, piana, …
Pojemnik na nowe filamenty do drukunp. szalka Petriego, elastyczna pianka,…

Bibliografia

  1. Dirnagl, U. Members of the MCAO-SOP Group. Standard operating procedures (SOP) in experimental stroke research: SOP for middle cerebral artery occlusion in the mouse. Nature Precedings. , (2010).
  2. Bederson, J. B. Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke. 17, 472-476 (1986).
  3. Katchanov, J. Selective neuronal vulnerability following mild focal brain ischemia in the mouse. Brain Pathol. 13, 452-464 (2003).
  4. Dirnagl, U. Complexities, Confounders, and Challenges in Experimental Stroke Research: A checklist for researchers and reviewers in Rodent models of stroke. Dirnagl, U. , Springer. New York Dordrecht Heidelberg London. 267-267 (2010).
  5. Dirnagl, U., Kaplan, B., Jacewicz, M., Pulsinelli, W. Continuous measurement of cerebral cortical blood flow by laser-Doppler flowmetry in a rat stroke model. J Cereb Blood Flow Metab. 9, 589-596 (1989).
  6. Wang, Y. A comprehensive analysis of gait impairment after experimental stroke and the therapeutic effect of environmental enrichment in rats. J Cereb Blood Flow Metab. 28, 1936-1950 (2008).
  7. Lubjuhn, J. Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods. 184, 95-103 (2009).
  8. Jones, B. J., Roberts, D. J. The quantiative measurement of motor inco-ordination in naive mice using an acelerating rotarod. J Pharm Pharmacol. 20, 302-304 (1968).
  9. Matsuura, K., Kabuto, H., Makino, H., Ogawa, N. Pole test is a useful method for evaluating the mouse movement disorder caused by striatal dopamine depletion. J Neurosci Methods. 73, 45-48 (1997).
  10. Bouet, V. Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol. 203, 555-567 (2007).
  11. Freret, T. Delayed administration of deferoxamine reduces brain damage and promotes functional recovery after transient focal cerebral ischemia in the rat. Eur J Neurosci. 23, 1757-1765 (2006).
  12. Modo, M. Neurological sequelae and long-term behavioural assessment of rats with transient middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 104, 99-109 (2000).
  13. Montoya, C. P., Campbell-Hope, L. J., Pemberton, K. D., Dunnett, S. B. The "staircase test": a measure of independent forelimb reaching and grasping abilities in rats. J Neurosci Methods. 36, 2-3 (1991).
  14. Baird, A. L., Meldrum, A., Dunnett, S. B. The staircase test of skilled reaching in mice. Brain Res Bull. 54, 243-250 (2001).
  15. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. J Neurosci Methods. 115, 169-179 (2002).
  16. Farr, T. D., Liu, L., Colwell, K. L., Whishaw, I. Q., Metz, G. A. Bilateral alteration in stepping pattern after unilateral motor cortex injury: a new test strategy for analysis of skilled limb movements in neurological mouse models. J Neurosci Methods. 153, 104-113 (2006).
  17. Morris, R. Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods. 11, 47-60 (1984).
  18. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema. I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. 8, 1-8 (1986).
  19. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20, 84-91 (1989).
  20. Endres, M., Dirnagl, U. Neuroprotective Strategies in Animal and in vitro-Models of Neuronal Damage: Ischemia and Stroke. Molecular and Cellular Biology of Neuroprotection in the CNS. Alzheimer, C. , Kluver Academic and Landes Bioscience. New York. Vol. 513 455-474 (2003).
  21. Dirnagl, U., Iadecola, C., Moskowitz, M. A. Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view. Trends Neurosci. 22, 391-397 (1999).
  22. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent Stroke Model Guidelines for Preclinical Stroke Trials (1st Edition). J Exp Stroke Transl Med. 2, 2-27 (2009).
  23. Chen, Y., Ito, A., Takai, K., Saito, N. Blocking pterygopalatine arterial blood flow decreases infarct volume variability in a mouse model of intraluminal suture middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 174, 18-24 (2008).
  24. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Res. 970, 1-2 (2003).
  25. Beckmann, N. High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med. 44, 252-258 (2000).
  26. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13, 683-692 (1993).
  27. Florian, B. Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia. Neurosci Lett. 438, 180-185 (2008).
  28. Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349, 130-132 (2003).
  29. Barber, P. A., Hoyte, L., Colbourne, F., Buchan, A. M. Temperature-regulated model of focal ischemia in the mouse: a study with histopathological and behavioral outcomes. Stroke. 35, 1720-1725 (2004).
  30. Shin, H. K. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39, 1548-1555 (2008).
  31. Bottiger, B. W. Global cerebral ischemia due to cardiocirculatory arrest in mice causes neuronal degeneration and early induction of transcription factor genes in the hippocampus. Brain Res Mol Brain Res. 65, 135-142 (1999).
  32. Kapinya, K. J., Prass, K., Dirnagl, U. Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism. Neuroreport. 13, 1431-1435 (2002).
  33. Endres, M. Mechanisms of stroke protection by physical activity. Ann Neurol. 54, 582-590 (2003).
  34. Gertz, K. Physical activity improves long-term stroke outcome via endothelial nitric oxide synthase-dependent augmentation of neovascularization and cerebral blood flow. Circ Res. 99, 1132-1140 (2006).
  35. Richter, S. H., Garner, J. P., Wurbel, H. Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments. Nat Methods. 6, 257-261 (2009).
  36. Liesz, A. The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia: immunodepression versus immunomodulation. Stroke. 40, 2849-2858 (2009).
  37. Meisel, C., Schwab, J. M., Prass, K., Meisel, A., Dirnagl, U. Central nervous system injury-induced immune deficiency syndrome. Nat Rev Neurosci. 6, 775-786 (2005).
  38. Engel, O., Meisel, A. Models of Infection Before and After Stroke: Investigating New Targets. Infect Disord Drug Targets. 9, (2010).
  39. Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab. 26, 1465-1478 (2006).
  40. Macleod, M. R. Good laboratory practice: preventing introduction of bias at the bench. Stroke. 40, 50-52 (2009).
  41. Group, S. T. A. I. R. Recommendations for standards regarding preclinical neuroprotective and restorative drug development. Stroke. 30, 2752-2758 (1999).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model udaru u myszytechnika szwu wewn trznaczyniowegoniedokrwienie m zguuszkodzenie reperfuzyjnedeficyty neurologiczneocena histologicznaobrazowanie metod rezonansu magnetycznegostandardowe procedury operacyjne
Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.