Zakażenie dróg moczowych związane z cewnikami w modelu mysim

Streszczenie

Źródło: Conover, M. S. i in., J. Ustanowienie i charakterystyka ZUM i CAUTI w modelu myszym. J. Vis. Exp. (2015)

Ten film pokazuje procedurę montażu i wszczepienia cewnika transurethralnego u samicy myszy, po czym następuje szczepienie bakteryjne w celu wywołania zakażenia dróg moczowych związanych z cewnikami oraz badania interakcji gospodarza z patogenem wygenerowanym przez biofilm.

Protokół

Wszystkie procedury dotyczące modeli zwierzęcych zostały przeanalizowane przez lokalny instytucjonalny komitet ds. opieki nad zwierzętami oraz komisję weterynaryjną JoVE.

1. Modelowy protokół CAUTI (zakażenie dróg moczowych związanych z cewnikiem), Przygotowanie igły cewnika do modelu CAUTI

1. Zdejmij nakrętkę z igły 30 G. Wytnij 7 mm rurki PE10 (polietylen10) oraz 5 mm rurki silikonowej, np. RenaSIL. Przełóż drtę rurką PE10, aż rurka dotknie podstawy igły.
2. Następnie włożę kawałek 5 mm na igłę zawierającą PE10. UV (ultrafioletowe) sterylizuje zespoły igieł przez noc.
   UWAGA: Podczas ładowania silikonowej rurki pozostawij około 1 mm rurki wychodzącą poza końcówkę igły.

2. Przygotowanie szczepionki bakteryjnej E. faecalis OG1RF

1. Przygotuj szczepionkę OG1RF na 48 godzin przed dniem szczepienia. Nałóż OG1RF na płytkę BHI (infuzja mózgu serca) z mrożonego bulionu.
2. Zbierz kolonię i zaszczep ją w 10 ml BHI i uprawiaj statycznie przez 18 godzin w 37 °C. Wywiruj hodowlę i przemyj granulat (3 razy) w 1 ml objętości sterylnego 1x PBS.
3. Ponownie zawiesij granulki bakteryjne w 1x PBS (fosforanowa buforowana sól fizjologiczna). Zmierz gęstość optyczną bakterii i dostosuj stężenie do pożądanego rozmiaru inokulum. Standardowe stężenie inokulum to 10⁷; Jednak może się to różnić w zależności od konstrukcji badania

3. Wszczepienie cewnika

1. Oczyść stanowisko pracy 70% etanolem i przykryj obszar chłonną osłoną (lub użyj okapu sterylnego).
2. Podłącz igłę cewnika do pustej strzykawki 1 ml (TB lub tuberkulinowej). Wytnij kawałek parafilmu o powierzchni 1 cala kwadratowego i nałóż na niego odrobinę chirurgicznego lubrykantu (mniej więcej wielkości dziesięciocentówki).
   UWAGA: Do nakładania cewnika i inokulum stosuje się dwie różne igły, aby zminimalizować przypadkowe inokulacje ze względu na mechaniczną manipulację niezbędną do wszczepienia cewnika. Pozwala to również na wygodę przygotowania mniejszej liczby igieł do szczepień.
3. Znieczulaj myszy C57BL/6, wkładając je do szklanego słoika o pojemności 32 uncji zawierającego kulkę do herbaty z watą namoczoną w 3 ml izofluranu lub w komorze waporyzatora (zgodnie z protokołem producenta) aż do utraty przytomności, ale nadal normalnie oddychającej (1 oddech/sekundę).
4. Następnie połóż mysz na plecach na ręczniku papierowym i rozstaw jej nogi. Przykryj nos myszy stożkiem lub stożkową rurką o pojemności 50 ml z wacikami zawierającymi niewielką ilość (około 1-2 ml) izofluranu.
   UWAGA: Izofluran to środek doziewnościowy. Stosuj w dobrze wentylowanym miejscu i minimalizuj wdychanie przez badacz.
5. Delikatnie palpituj pęcherz, aby wywołać oddawanie moczu i upewnić się, że pęcherz jest opróżniony. Wytrzyj okolicę cewki moczowej chusteczką 100% etanolową.
6. Dezynfekuj obszar okołowomoczowy roztworem 10% povidonu jodu za pomocą aplikatora typu wata. Włóż igłę do szczepienia/strzykawkę, najpierw czubkiem, w chirurgiczny lubrykant.
   UWAGA: Do wszczepiania cewników stosuje się jod povidonowy, który jest silniejszym roztworem aseptycznym niż alkohol. Wszczepienie cewnika wymaga większej mechanicznej manipulacji, co zwiększa ryzyko zanieczyszczenia.
7. Włóż cewnik do otworu cewki moczowej. Po wejściu użyj pęsety, aby przesunąć długi kawałek (7 mm PE10) w stronę pęcherza, co w konsekwencji wpycha mały cewnik (silikonowy 5 mm) i wnosi go do pęcherza. Natychmiast usuń igłę, z rurką o szerokości 7 mm nadal przymocowaną.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Materiał do przygotowania cewnika i igły:
Druty 30 G	BD Precision Glide	305106	30 G x 1/2 (0,3 mm x 13 mm)
Rurki z polietylenu PE10	BD	427400	Średnica wewnętrzna -0,011 cala (0,28 mm); Średnica zewnętrzna – 0,024 cala (0,61 mm)
Silikonowe rurki RenaSIL 025 utwardzane platyną	Braintree Scientific, Inc	SIL 025	średnica wewnętrzna – 0,012 x średnica zewnętrzna 0,025, cewka 25 stóp
Materiał na infekcje:
Izofluoran – izotezja	Butler Schein	29405	250 ml
Przezroczysty szklany słoik o prostych bokach	Kimble Chase	5413289V 21
Infuzer do herbaty ze stali nierdzewnej	Schefs-Amazon		Premium Sypany Herbata Infuser od Schefs - Stal nierdzewna - Duża pojemność -
Niesterylne waciki	Fisherbrand	22-456-880
Rurki Falcon 50 ml	VWR	89039-660
Isotec 3 - waporyzator	Ohmeda	1224478
Uderzenie w uszy	Fisher Scientific	13-812-201	(gdy zajdzie taka potrzeba)
Roztwór betadyny	Roztwór betadyny		10% miejscowy roztwór jodowy Povidie
Patyczki higieniczne	Fisher Scientific	22-037-924	6 cali
Pieluchy do ławki	Fisherbrand	14206 63	Chłonne podkładki (maty 20"X36")
Chirurgiczny lubrykant	Surgilube	0281-0205-36
Nożyczki do rozcinania	Narzędzia nauk ścisłych, INC	14084-08
Kleszcze Micro-Adson	Narzędzia nauk ścisłych, INC	11018-12
1 ml strzykawki	BD	309659	Tuberkulinowy końcówka ślizgowa
Parafilm	Bemis	PM996	4 cale x 125 stóp
Regał Eppendorf	Fisherbrand	05-541-1
Lampy Eppendorfa	MIDSCI	AVX-T-17-C
Pobieranie cewników, pęcherzy i nerek:
Homogenizator	PRO Scientific INC	Bio-Gen Pro 200
5 ml polipropylenowy rurka z okrągłym dnem	BD	352063	dla homogenizacji narządów
Ręcznik papierowy	Georgia-Pacific
Etanol	Pharmco-AAPER	11100020S	200 proof
Płytki Costar™ Clear Polystyren 96-well-Plate	Corning	3788
1x sól fizjologiczna fosforanowa sodu	Sigma-Aldrich	P3813
Ultradźwiękowa czyszczka BRANSONIC 1210	Branson Ultrasonics Corporation	1210