Artykuł metodologiczny

Wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

22.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/2525

⸱

5 maja 2011

 ,  , 
1Department of Anesthesiology, University of Colorado

W tym artykule

Podsumowanie

Mysi model uszkodzenia płuc indukowanego przez respirator jest ważnym narzędziem do badania ostrego uszkodzenia płuc in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ ostrego uszkodzenia płuc, w którym do wywołania ostrej niewydolności płuc wykorzystano mechaniczną wentylację wysokociśnieniową.

Streszczenie

Modele mysie są szeroko wykorzystywane do badania ostrych obrażeń różnych układów narządowych (1-34). Ostry uszkodzenie płuc (ALI), występujące przy przedłużonej wentylacji mechanicznej, przyczynia się do zachorowalności i śmiertelności w przebiegu stanów krytycznych, a badania nad nowymi celami genetycznymi lub farmakologicznymi stanowią obszar intensywnych poszukiwań (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI definiuje się jako nagły początek choroby, który prowadzi do niekardiogennego obrzęku płuc i następującego po nim upośledzenia wymiany gazowej w płucach (36). Opracowaliśmy mysi model ALI, wykorzystując wentylację sterowaną ciśnieniem do wywołania uszkodzenia płuc indukowanego respiratorem (2). W tym celu myszy C57BL/6 poddaje się znieczuleniu, wykonuje tracheotomię, a następnie indukuje ALI poprzez wentylację mechaniczną. Myszy są wentylowane w trybie sterowania ciśnieniem z maksymalnym ciśnieniem wdechowym 45 mbar przez okres od 1 do 3 godzin. Jako parametry końcowe ocenia się obrzęk płuc (stosunek masy mokrej do suchej), zawartość albuminy w płynie bronchoalveolarnym, zawartość mieloperoksydazy w płynie bronchoalveolarnym i tkance płucnej oraz wymianę gazową w płucach (2). Wykorzystując tę technikę, wykazaliśmy, że w stopniu wystarczającym indukuje ona ostry stan zapalny płuc i pozwala na rozróżnienie między różnymi grupami leczonymi lub genotypami (1-3, 5). W związku z tym technika ta może być pomocna dla badaczy analizujących mechanizmy molekularne zaangażowane w ALI, stosujących podejście genetyczne u myszy z celowaną delecją genów.

Protokół

Uwagi ogólne:

Wszystkie czynności należy przeprowadzać pod pionowym mikroskopem stereoskopowym (Olympus, SZX10 z kolumną z korbą osi Z i statywem STU2 Stand Boom Stand), korzystając z koagulatora chirurgicznego (11). Grupy eksperymentalne powinny być w jak największym stopniu dopasowane pod względem wieku i masy ciała, aby zapewnić porównywalność wyników. Temperatura, ciśnienie krwi, znieczulenie oraz podawanie płynów powinny pozostać stabilne przez cały czas trwania procedury.

1. Znieczulenie i przygotowanie tchawicy

  1. Użyć myszy C57BL/6 w wieku co najmniej 10 tygodni o masie ciała 22-25 g. Indukować znieczulenie za pomocą pentobarbitalu sodowego w dawce 70 mg/kg masy ciała i.p. (6). Utrzymywać znieczulenie, podając około 10 mg/kg/h pentobarbitalu sodowego. Należy zachować ostrożność, aby nie przekroczyć dawki, ponieważ może to znacząco obniżyć ciśnienie krwi. Ponowne podanie pentobarbitalu – nawet po kilku godzinach – może prowadzić do gwałtownego wzrostu stężeń w osoczu.
  2. Po indukcji znieczulenia unieruchomić myszy w pozycji grzbietnej, przytwierdzając kończyny górne i dolne do stołu za pomocą taśmy oraz szwu zamocowanego do kostek. Postąpić analogicznie z głową, mocując ją za pomocą zębów. Odpowiednie unieruchomienie jest kluczowe dla udanej intubacji i dobrze kontrolowanego przebiegu operacji. Przed zabiegiem pokryć mysz olejem mineralnym, aby zmniejszyć ryzyko wystąpienia alergii na sierść myszy. W celu zapewnienia stabilnej temperatury ciała przykryć myszy dostępną w handlu folią spożywczą.
  3. Umieścić myszy na stole grzewczym z kontrolą temperatury (RT, Effenberg, Monachium, Niemcy) z sondą termometru rektalnego podłączoną do kontrolera sprzężenia termicznego w celu utrzymania temperatury ciała na poziomie 37°C.
  4. Chirurgicznie odsłonić tchawicę. Oddzielić tkankę łączną z bocznych i grzbietowych stron tchawicy i umieścić pod nią dwa jedwabne szwy chirurgiczne 3.0 (Harvard apparatus, USA) o długości 10 cm każdy. Szwy powinny znajdować się w odstępach około 1 cm.
  5. Ostrożnie naciąć tchawicę 3–4 mm poniżej krtani, pomiędzy dwiema chrząstkami pierścieniowatymi, używając nożyczek McPhersona-Vannasa (8 cm, ostrze proste; World Precision Instruments, USA). Należy upewnić się, że nie doszło do krwawienia, ponieważ mogłoby to zakłócić parametry końcowe.
  6. Wykonać intubację tchawicy za pomocą tępej kaniuli polietylenowej (Insyte 22g, Beckton Dickinson, USA). Wprowadzić końcówkę kaniuli polietylenowej do tchawicy pod kątem 85 stopni. Następnie przechylić kaniulę tak, aby była w jednej linii z światłem tchawicy. Powoli przesuwać rurkę dalej w dół tchawicy, aż końcówka kaniuli zniknie w otworze klatki piersiowej. Utrwalić rurkę w tej pozycji za pomocą dwóch jedwabnych szwów chirurgicznych umieszczonych grzbietowo względem tchawicy (patrz 1.4).

2. Technika wywoływania uszkodzenia płuc indukowanego respiratorem

  1. Podłącz rurkę do respiratora. W celu wywołania uszkodzenia płuc stosujemy technikę wentylacji sterowanej ciśnieniem przy użyciu urządzenia Servo 900 C firmy Siemens (DRE Veterinary, USA). Zwierzęta będą wentylowane przy szczytowym ciśnieniu wdechowym 45 mbar, częstotliwości 80 oddechów/min oraz dodatnim ciśnieniu końcowowydechowym 0-3 mbar przy FiO2 = 1.0. Stosunek wdechu do wydechu powinien wynosić 1:1. Pomimo faktu, że Servo 900 C został zaprojektowany jako respirator dla ludzi, jego zastosowanie w ustawieniach wentylacji sterowanej ciśnieniem sprawdza się znakomicie w wentylacji myszy.
  2. Monitoruj częstość akcji serca za pomocą EKG (np. Hewlett Packard, B blingen, Niemcy). Upewnij się, że częstość akcji serca nie spadnie poniżej 400. Po wprowadzeniu wentylacji mechanicznej powinno być widoczne przesunięcie osi serca w prawo, co jest oznaką zwiększenia ciśnienia w tętnicy płucnej w następstwie wzrostu ciśnienia wewnątrzklatkowego. Jeśli u myszy rozwinie się bradykardia, sprawdź temperaturę oraz dawkę/stężenie środka znieczulającego. Znieczulenie ksylazyną/ketaminą indukuje częstość akcji serca na poziomie 250/min i dlatego nie jest zalecane.
  3. Zastosuj odpowiednią płynoterapię. Przed rozpoczęciem wentylacji należy przeprowadzić infuzję z soli fizjologicznej w tempie 0,1 ml/godzinę poprzez cewnik tętniczy lub żylny, aby zapewnić wystarczające napełnienie żylne. Ze względu na wysokie ciśnienia wentylacyjne powrót żylny do serca jest upośledzony, co może prowadzić do krytycznego spadku średniego ciśnienia tętniczego. Przed operacją można również podać dootrzewnowo bolus soli fizjologicznej w ilości 500 μl.
  4. Wprowadź cewnik do tętnicy szyjnej w celu ciągłego pomiaru ciśnienia tętniczego (27). Przed przystąpieniem do preparowania tętnicy przymocuj kończynę do ciała. Tętnica szyjna jest odsłaniana poprzez tępe rozczepianie mięśni przytchawiczych. Po dalszej ekspozycji i przy starannym unikaniu urazów tkanek (w szczególności nerwu błędnego), cewnik jest wprowadzany do naczynia przy użyciu dwóch szwów i małego zacisku (37). Pozwoli to na odsłonięcie dłuższego odcinka tętnicy. Załóż ligaturę na samym końcu tętnicy szyjnej. Przymocuj większy zacisk do końca nici, aby uzyskać napięcie, lub przymocuj nić do stołu za pomocą taśmy. Załóż kolejny szew wokół tętnicy i preparuj tętnicę aż do jej najbardziej dystalnego końca. W tym miejscu załóż mały zacisk. Używając mikronożyczek, wykonaj małe skośne nacięcie w tętnicy. Przytrzymaj otwór za pomocą precyzyjnej pęsety (Dumont, WPI) i wprowadź cewnik o odpowiedniej średnicy ręcznie lub za pomocą pęsety. Zawiąż węzeł drugim szwem i zabezpiecz tętnicę. Poluzuj zacisk i wprowadź cewnik dalej. Zabezpiecz cewnik kilkoma węzłami i taśmą. Alternatywnie, cewnik do tętnicy szyjnej można wprowadzić pod koniec eksperymentu w celu pobrania próbek krwi tętniczej do analizy gazometrii.

3. Odzyskiwanie próbek tkanek

Po 3 godzinach wentylacji mechanicznej pobiera się próbki w celu oceny stopnia uszkodzenia płuc. Zaleca się pobranie płynu z przemywania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL), krwi tętniczej oraz tkanki płucnej.

  1. Pobrać płyn z przemywania oskrzeli i pęcherzyków płucnych (BAL) na koniec eksperymentu. Po pogłębieniu anestezji przepłukać rurkę tchawiczą 1 ml soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS). Płyn powinien pozostać w tchawicy/płucach przez trzy sekundy przed odzyskaniem go za pomocą podłączonej strzykawki. Próbkę BAL należy gwałtownie zamrozić w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80°C do dalszych analiz. Należy pamiętać, że odzyskana objętość może być znacznie mniejsza niż 1 ml.
  2. Przeprowadzić analizę gazometryczną krwi na koniec eksperymentu. W tym celu należy wykonać nacięcie bezpośrednio poniżej mostka. Przytrzymać mostek kleszczykami i rozszerzyć nacięcie wzdłuż klatki piersiowej. Następnie naciąć przeponę na krawędziach i wyciąć ją z żeber. W ten sposób uzyskano otwarty widok na dolny otwór klatki piersiowej. Podnieść mostek kleszczykami i otworzyć klatkę piersiową, wykonując długie nacięcia po prawej i lewej stronie (jak najdalej bocznie), tak aby cała przednia ściana klatki piersiowej była odchylona do góry. Należy to zrobić, gdy zwierzę doświadczalne jest wciąż wentylowane mechanicznie. Lewą komorę nakłuć igłą 27 ½G i przeprowadzić analizę krwi tętniczej za pomocą systemu i-STAT (Abbott, USA). Jeśli przeprowadzana jest analiza gazometryczna krwi tętniczej, nie można pobrać próbki BAL, ponieważ stanowiłoby to istotny czynnik zakłócający wyniki.
  3. Alternatywnie do powyższej metody, próbki krwi tętniczej można pobrać za pomocą cewnika tętnicy szyjnej. Należy jednak zrobić to przed pobraniem BAL.
  4. Wyciąć płuca en-bloc, podciągając serce i przecinając tchawicę. Przygotować kawałek materiału chłonnego do usuwania krwi, aby miejsce operacyjne było widoczne. Odciągnąć serce w stronę brzucha i ostrożnie przeciąć wzdłuż kręgosłupa, aby zmobilizować wszystkie organy klatki piersiowej. Przeciąć aortę, usunąć organy klatki piersiowej i ułożyć je na czystym stole operacyjnym.
  5. Odciąć serce i główne naczynia z próbki tkankowej. Upewnić się, że do płuc nie jest już przytwierdzona tkanka grasicy. Rozdzielić płuca nożyczkami, umieścić w oddzielnych probówkach i gwałtownie zamrozić. Przechowywać w temperaturze -80°C do dalszych analiz.

4. Pomiar uszkodzenia płuc

Zalecamy zastosowanie następujących parametrów oceny w celu określenia zakresu uszkodzenia płuc: należy wykonać test ELISA dla albuminy (Bethyl Laboratories, USA) oraz test ELISA dla mieloperoksydazy (MPO) (Hycult Biotechnology, USA), aby ocenić stopień dysfunkcji bariery oraz liczbę komórek zapalnych w płycie BAL. Test ELISA dla MPO należy wykonać również z tkanki płucnej. W przypadku pomiaru stosunku masy mokrej do suchej nie pobiera się płynu BAL i nie przepłukuje krążenia płucnego (patrz 3.3). Należy zmierzyć masę płuc po wycięciu. Następnie płuca liofilizuje się przez 48 h i ponownie waży tkankę płucną. Stosunek masy mokrej do suchej oblicza się jako mg wody na mg suchej tkanki (5).

Wykres słupkowy zmian zawartości białek w zależności od czasu wentylacji, wskazujący istotne różnice.
Rycina 1. Zawartość białek w BAL w odpowiedzi na VILI. Myszy znieczulono pentobarbitalem, następnie wdrożono wentylację mechaniczną z zastosowaniem ustawień sterowanych ciśnieniem (ciśnienie inspiracyjne 45 mbar, dodatnie ciśnienie końcowowydechowe 3 mbar, stężenie tlenu w mieszaninie wdechowej 100%). Po 0, 1, 2 i 3 godzinach wentylacji pobrano BAL i określono zawartość białek za pomocą testu kwasu bicinchoninowego (test BCA). Przedstawiono względną zmianę zawartości białek znormalizowaną względem 0 godzin wentylacji (n=4 na grupę, * oznacza p < 0,05 w porównaniu z kontrolą, średnia ±SEM)

Dyskusja

Niniejsze badanie opisuje technikę wywoływania respiratorowego uszkodzenia płuc u myszy. Model ten wykazuje wysoką powtarzalność uszkodzeń wynikających z wentylacji wysokociśnieniowej. Model ten może być przydatny dla badaczy planujących analizę ostrego uszkodzenia płuc u myszy.

Oświadczenia

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

Niniejsze badania są finansowane z grantów National Heart, Lung, and Blood Institute R01-HL0921, R01-DK083385 oraz R01HL098294 przyznanych H. K. Eltzschig, grantu 1K08HL102267-01 przyznanego T. Eckle, grantów Foundation for Anesthesia Education and Research przyznanych T. Eckle i H. K. Eltzschig, grantu American Heart Association przyznanego T. Eckle i H. K. Eltzschig oraz stypendium badawczego Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) dla M. Koeppen.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pentobarbital sodowy (Fatal Plus)Vortech Pharmaceutical Ls, LtdV.P.L. 93724mg/mL w soli fizjologicznej
Insyte 22 GBD Biosciencesn/a
Sznur jedwabny 4.0Harvard Apparatus517698
Sznur Prolene 8.0Ethicon Inc.M8739wielorazowy
Siemens 900°CDRE Veterinary# 336odnowiony
mikroskop sekcyjny (SZX10 )Olympus Corporationn/anależy uwzględnić odpowiednią odległość roboczą
Stół grzewczyRt, Effenberger, Niemcyn/ajedyny i wyłączny dostawca
Urządzenie do pomiaru ciśnienia krwiCyber Sense, IncBPM02
I STATAbbott Laboratoriesn/a

Bibliografia

  1. Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Laucher, S., Thompson, L. F., Eltzschig, H. K. A2B adenosine receptor dampens hypoxia-induced vascular leak. Blood. 111, 2024-2035 (2008).
  2. Eckle, T., Fullbier, L. G. renz, A,, Eltzschig, H. K. Usefulness of pressure-controlled ventilation at high inspiratory pressures to induce acute lung injury in mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295, 718-724 (2008).
  3. Eckle, T., Fullbier, L., Wehrmann, M., Khoury, J., Mittelbronn, M., Ibla, J., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. Identification of ectonucleotidases CD39 and CD73 in innate protection during acute lung injury. J Immunol. 178, 8127-8137 (2007).
  4. Eckle, T., Grenz, A., Kohler, D., Redel, A., Falk, M., Rolauffs, B., Osswald, H., Kehl, F., Eltzschig, H. K. Systematic evaluation of a novel model for cardiac ischemic preconditioning in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 2533-2540 (2006).
  5. Eckle, T., Grenz, A., Laucher, S., Eltzschig, H. K. A2B adenosine receptor signaling attenuates acute lung injury by enhancing alveolar fluid clearance in mice. J Clin Invest. 118, 3301-3315 (2008).
  6. Eckle, T., Krahn, T., Grenz, A., Kohler, D., Mittelbronn, M., Ledent, C., Jacobson, M. A., Osswald, H., Thompson, L. F., Unertl, K., Eltzschig, H. K. Cardioprotection by ecto-5'-nucleotidase (CD73) and A2B adenosine receptors. Circulation. 115, 1581-1590 (2007).
  7. Eltzschig, H. K. Adenosine: an old drug newly discovered. Anesthesiology. 111, 904-915 (2009).
  8. Eltzschig, H. K., Eckle, T., Mager, A., Kuper, N., Karcher, C., Weissmuller, T., Boengler, K., Schulz, R., Robson, S. C., Colgan, S. P. ATP release from activated neutrophils occurs via connexin 43 and modulates adenosine-dependent endothelial cell function. Circ Res. 99, 1100-1108 (2006).
  9. Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Furuta, G. T., Leonard, M. O., Jacobson, K. A., Enjyoji, K., Robson, S. C., Colgan, S. P. Coordinated adenine nucleotide phosphohydrolysis and nucleoside signaling in posthypoxic endothelium: role of ectonucleotidases and adenosine A2B receptors. J Exp Med. 198, 783-796 (2003).
  10. Eltzschig, H. K., Kohler, D., Eckle, T., Kong, T., Robson, S. C., Colgan, S. P. Central role of Sp1-regulated CD39 in hypoxia/ischemia protection. Blood. 113, 224-232 (2009).
  11. Frick, J. S., MacManus, C. F., Scully, M., Glover, L. E., Eltzschig, H. K., Colgan, S. P. Contribution of adenosine A2B receptors to inflammatory parameters of experimental colitis. J Immunol. 182, 4957-4964 (2009).
  12. Grenz, A., Eckle, T., Zhang, H., Huang, D. Y., Wehrmann, M., Kohle, C., Unertl, K., Osswald, H., Eltzschig, H. K. Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion during ischemic preconditioning in mice. Am J Physiol Renal Physiol. 292, 475-485 (2007).
  13. Grenz, A., Osswald, H., Eckle, T., Yang, D., Zhang, H., Tran, Z. V., Klingel, K., Ravid, K., Eltzschig, H. K. The Reno-Vascular A2B Adenosine Receptor Protects the Kidney from Ischemia. PLoS Medicine. 5, e137-e137 (2008).
  14. Grenz, A., Zhang, H., Eckle, T., Mittelbronn, M., Wehrmann, M., Kohle, C., Kloor, D., Thompson, L. F., Osswald, H., Eltzschig, H. K. Protective role of ecto-5'-nucleotidase (CD73) in renal ischemia. J Am Soc Nephrol. 18, 833-845 (2007).
  15. Grenz, A., Zhang, H., Hermes, M., Eckle, T., Klingel, K., Huang, D. Y., Muller, C. E., Robson, S. C., Osswald, H., Eltzschig, H. K. Contribution of E-NTPDase1 (CD39) to renal protection from ischemia-reperfusion injury. FASEB J. 21, 2863-2873 (2007).
  16. Grenz, A., Zhang, H., Weingart, J., von Wietersheim, S., Eckle, T., Schnermann, J. B., Kohle, C., Kloor, D., Gleiter, C. H., Vallon, V., Eltzschig, H. K., Osswald, H. Lack of effect of extracellular adenosine generation and signalling on renal erythropoietin secretion during hypoxia. Am J Physiol Renal Physiol. , (2007).
  17. Haeberle, H. A., Durrstein, C., Rosenberger, P., Hosakote, Y. M., Kuhlicke, J., Kempf, V. A., Garofalo, R. P., Eltzschig, H. K. Oxygen-independent stabilization of hypoxia inducible factor (HIF)-1 during RSV infection. PLoS ONE. 3, e3352-e3352 (2008).
  18. Hart, M. L., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Robson, S. C., Eltzschig, H. K. SP1-dependent induction of CD39 facilitates hepatic ischemic preconditioning. J Immunol. 184, 4017-4024 (2010).
  19. Hart, M. L., Henn, M., Kohler, D., Kloor, D., Mittelbronn, M., Gorzolla, I. C., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. Role of extracellular nucleotide phosphohydrolysis in intestinal ischemia-reperfusion injury. FASEB J. 22, 2784-2797 (2008).
  20. Hart, M. L., Jacobi, B., Schittenhelm, J., Henn, M., Eltzschig, H. K. Cutting Edge: A2B Adenosine receptor signaling provides potent protection during intestinal ischemia/reperfusion injury. J Immunol. 182, 3965-3968 (2009).
  21. Hart, M. L., Kohler, D., Eckle, T., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. Direct treatment of mouse or human blood with soluble 5'-nucleotidase inhibits platelet aggregation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28, 1477-1483 (2008).
  22. Hart, M. L., Much, C., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. Extracellular adenosine production by ecto-5'-nucleotidase protects during murine hepatic ischemic preconditioning. Gastroenterology. 135, 1739-1750 (2008).
  23. Hart, M. L., Much, C., Kohler, D., Schittenhelm, J., Gorzolla, I. C., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. Use of a hanging-weight system for liver ischemic preconditioning in mice. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 294, 1431-1440 (2008).
  24. Hartmann, H., Eltzschig, H. K., Wurz, H., Hantke, K., Rakin, A., Yazdi, A. S., Matteoli, G., Bohn, E., Autenrieth, I. B., Karhausen, J., Neumann, D., Colgan, S. P., Kempf, V. A. Hypoxia-independent activation of HIF-1 by enterobacteriaceae and their siderophores. Gastroenterology. 134, 756-767 (2008).
  25. Heinzelmann, F., Jendrossek, V., Lauber, K., Nowak, K., Eldh, T., Boras, R., Handrick, R., Henkel, M., Martin, C., Uhlig, S., Kohler, D., Eltzschig, H. K., Wehrmann, M., Budach, W., Belka, C. Irradiation-induced pneumonitis mediated by the CD95/CD95-ligand system. J Natl Cancer Inst. 98, 1248-1251 (2006).
  26. Koeppen, M., Eckle, T., Eltzschig, H. K. Selective deletion of the A1 adenosine receptor abolishes heart-rate slowing effects of intravascular adenosine in vivo. PLoS One. 4, e6784-e6784 (2009).
  27. Kohler, D., Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Mittelbronn, M., Laucher, S., Hart, M. L., Robson, S. C., Muller, C. E., Eltzschig, H. K. CD39/ectonucleoside triphosphate diphosphohydrolase 1 provides myocardial protection during cardiac ischemia/reperfusion injury. Circulation. 116, 1784-1794 (2007).
  28. Kuhlicke, J., Frick, J. S., Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. Hypoxia Inducible Factor (HIF)-1 Coordinates Induction of Toll-Like Receptors TLR2 and TLR6 during Hypoxia. PLoS ONE. 2, e1364-e1364 (2007).
  29. Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Kuhlicke, J., Eltzschig, H. K. HIF-1-dependent repression of adenosine kinase attenuates hypoxia-induced vascular leak. Blood. 111, 5571-5580 (2008).
  30. Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Nivillac, N. M., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. Hypoxia-inducible factor-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter 2 attenuates mucosal inflammation during intestinal hypoxia. Gastroenterology. 136, 607-618 (2009).
  31. Reutershan, J., Vollmer, I., Stark, S., Wagner, R., Ngamsri, K. C., Eltzschig, H. K. Adenosine and inflammation: CD39 and CD73 are critical mediators in LPS-induced PMN trafficking into the lungs. FASEB J. 23, 473-482 (2009).
  32. Schingnitz, U., Hartmann, K., Macmanus, C. F., Eckle, T., Zug, S., Colgan, S. P., Eltzschig, H. K. Signaling through the A2B adenosine receptor dampens endotoxin-induced acute lung injury. J Immunol. 184, 5271-5279 (2010).
  33. Thompson, L. F., Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Van De Wiele, C. J., Resta, R., Morote-Garcia, J. C., Colgan, S. P. Crucial role for ecto-5'-nucleotidase (CD73) in vascular leakage during hypoxia. J. Exp. Med. 200, 1395-1405 (2004).
  34. Aherne, C. M., Kewley, E. M., Eltzschig, H. K. The resurgence of A2B adenosine receptor signaling. Biochim Biophys Acta. , (2010).
  35. Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. K. Role of extracellular adenosine in acute lung injury. Physiology (Bethesda). 24, 298-306 (2009).
  36. Koeppen, M., Feil, R., Siegl, D., Feil, S., Hofmann, F., Pohl, U., de Wit, C. cGMP-dependent protein kinase mediates NO- but not acetylcholine-induced dilations in resistance vessels in vivo. Hypertension. 44, 952-955 (2004).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model mysiprocedura tracheotomiiwentylacja mechanicznapłukanie oskrzelowo-pęcherzykowekaniulacja tętnicy szyjnejpobieranie tkanki płucnejocena obrzęku płucczas trwania wentylacji mechanicznej
Wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.