Artykuł metodologiczny

Zastosowanie systemu obciążników wiszących do okluzji tętnicy wieńcowej u myszy

23.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/2526

⸱

19 kwietnia 2011

 ,  , 
1Department of Anesthesiology, University of Colorado Denver

W tym artykule

Podsumowanie

Mysi model niedokrwienia mięśnia sercowego i prekondycjonowania niedokrwiennego jest ważnym narzędziem do badania mechanizmów kardioprotekcyjnych in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ dla IP serca, wykorzystujący system obciążników wiszących do okluzji tętnicy wieńcowej.

Streszczenie

Badania nad ostrym uszkodzeniem u myszy stanowią obszar intensywnych poszukiwań, ponieważ coraz bardziej dostępne stają się myszy z nokautem różnych genów 1-38. Kardioprotekcja poprzez przedwarunkowanie niedokrwienne (IP) pozostaje dziedziną intensywnych badań. W celu dalszego wyjaśnienia jej podstaw molekularnych szczególnie istotne jest wykorzystanie badań na myszach z nokautem 7, 14, 30, 39. Pomimo faktu, że w poprzednich badaniach z powodzeniem przeprowadzano niedokrwienie i reperfuzję serca u myszy, model ten jest niezwykle trudny pod względem technicznym. W szczególności trudne technicznie jest wizualne zidentyfikowanie tętnicy wieńcowej, umieszczenie szwu wokół naczynia oraz okluzja wieńcowa poprzez zawiązanie naczynia węzłem z podparciem. Dodatkowym wyzwaniem jest ponowne rozwiązanie węzła w celu okresowej reperfuzji tętnicy wieńcowej podczas IP bez powodowania urazów chirurgicznych. Ponadto, jeśli węzeł nie zostanie zawiązany wystarczająco mocno, nieumyślna reperfuzja wynikająca z niedoskonałej okluzji tętnicy wieńcowej może wpłynąć na wyniki. W rzeczywistości może się to łatwo zdarzyć z powodu ruchów bijącego serca.

Ze względu na potencjalne problemy związane ze stosowaniem systemu podwiązywania tętnic wieńcowych, przyjęliśmy wcześniej opublikowany model przewlekłej kardiomiopatii oparty na systemie obciążników zawieszeń do przerywanego zamykania tętnicy wieńcowej podczas IP 39. W ten sposób zamknięcie tętnicy wieńcowej można osiągnąć bez konieczności wiązania jej węzłem. Ponadto reperfuzję naczynia można łatwo uzyskać poprzez podtrzymanie obciążników, które znajdują się w miejscu oddalonym od tkanek serca.

Systematycznie przetestowaliśmy ten układ, uwzględniając zmienność czasu niedokrwienia i reperfuzji, schematy prekondycjonowania, temperaturę ciała oraz tło genetyczne39. Oprócz barwienia obszaru zawału, przetestowaliśmy troponinę I serca (cTnI) jako marker zawału mięśnia sercowego w tym modelu. Rzeczywiście, poziomy cTnI w osoczu korelowały z wielkością zawałów (R2=0.8). Wreszcie, w kilku badaniach wykazaliśmy, że technika ta pozwala uzyskać wysoką powtarzalność wielkości zawałów podczas IP i zawału mięśnia sercowego u myszy6, 8, 30, 40, 41. W związku z tym technika ta może być pomocna dla badaczy analizujących mechanizmy molekularne zaangażowane w kardioprotekcję poprzez IP, stosując podejście genetyczne u myszy z ukierunkowaną delecją genu. Dalsze badania nad IP serca z wykorzystaniem myszy transgenicznych mogą uwzględnić tę technikę.

Protokół

Uwagi ogólne:

Wszystkie czynności należy przeprowadzać pod pionowym mikroskopem stereoskopowym (Olympus, SZX10 z kolumną Z-Axis Crank Post oraz statywem STU2 StandBoom Stand), używając koagulatora chirurgicznego. Wentylacja ma kluczowe znaczenie dla procedury, dlatego należy poświęcić odpowiednią ilość czasu na wybór respiratora i optymalizację techniki wentylacji. Temperatura, ciśnienie krwi oraz znieczulenie powinny pozostać stabilne przez cały czas trwania zabiegu.

1. Znieczulenie, intubacja i monitorowanie

  1. Należy użyć myszy C57BL/6 w wieku co najmniej 10 tygodni. Znieczulenie należy wprowadzić za pomocą pentobarbitalu sodu w dawce 70 mg/kg masy ciała i.p. Znieczulenie należy podtrzymywać, podając około 10 mg/kg/h pentobarbitalu sodu. Należy zachować ostrożność, aby nie przekroczyć dawki, ponieważ może to znacząco obniżyć ciśnienie krwi. Ponowne podanie pentobarbitalu – nawet po kilku godzinach – może prowadzić do gwałtownego wzrostu stężenia w osoczu. W oparciu o silne dowody wskazujące na działanie kardioprotekcyjne izofluranu, zalecamy stosowanie „obojętnego” i dobrze sprawdzonego pentobarbitalu w modelu niedokrwienia mięśnia sercowego46-56.
  2. Myszy należy umieścić na stole grzewczym z kontrolą temperatury (RT, Effenberg, Monachium, Niemcy) z sondą termometru rektalnego podłączoną do kontrolera sprzężenia zwrotnego, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37°C.
  3. Po wprowadzeniu znieczulenia myszy należy unieruchomić w pozycji na plecach, przytwierdzając kończyny górne i dolne do stołu za pomocą taśmy oraz szwu zamocowanego na kostkach. To samo należy zrobić z głową, wykorzystując zęby. Odpowiednia stabilizacja jest kluczowa dla pomyślnej intubacji i precyzyjnej kontroli przebiegu operacji. Przed rozpoczęciem zabiegu mysz należy pokryć olejem mineralnym, aby zmniejszyć ryzyko wystąpienia alergii na sierść myszy.
  4. Należy chirurgicznie odsłonić tchawicę i przeprowadzić intubację tchawiczą przy użyciu tępych kaniul polietylenowych (Insyte 22g, Beckton Dickinson, USA). Igłę należy stępić, aby móc jej użyć jako kaniuli prowadzącej.
  5. Za pomocą pęsety należy wysunąć język, a następnie delikatnie pchnąć go pod kątem 15 stopni w stronę ciała. Nawet po odsłonięciu tchawicy i przy użyciu mikroskopu czynność ta może wymagać pewnej wprawy. Należy pamiętać, że niewielkie uszkodzenie tchawicy może uniemożliwić wentylację zwierzęcia podczas szycia. W przypadku wystąpienia problemów z drogami oddowymi należy sprawdzić, czy w tchawicy nie ma małych otworów.
  6. Prawidłowe umieszczenie rurki należy potwierdzić poprzez bezpośrednią wizualizację kaniuli w uprzednio odsłoniętej tchawicy powyżej karyny.
  7. Rurkę należy podłączyć do respiratora. Zalecamy technikę wentylacji sterowanej ciśnieniowo przy użyciu urządzenia Servo 900 C firmy Siemens (DRE Veterinary, USA). Zwierzęta będą wentylowane z maksymalnym ciśnieniem wdechowym 10 mbar, częstotliwością 110 oddechów/min oraz dodatnim ciśnieniem końcowowydechowym 3-5 mbar przy FiO2 = 0,4. Ustawienia mogą wymagać korekty, którą najłatwiej przeprowadzić, obserwując płuca podczas operacji w otwartej klatce piersiowej. Należy upewnić się, że płuca nie są zapadnięte ani nadmiernie rozciągnięte. Pomimo faktu, że Servo 900 C został zaprojektowany jako respirator dla ludzi, jego zastosowanie w trybie sterowania ciśnieniowego sprawdza się doskonale w wentylacji myszy.
  8. Po 4 do 6 godzinach wentylacji należy przeprowadzić analizę gazometrii krwi za pomocą systemu i-STAT (Abbott, USA), aby potwierdzić prawidłową wymianę gazową (cząstkowe ciśnienie tlenu, paO2 , wynoszące 115±15 mmHg i cząstkowe ciśnienie dwutlenku węgla, paCO2, wynoszące 38 ±6 mmHg).
  9. Tętno należy monitorować za pomocą EKG (np. Hewlett Packard, Böblingen, Niemcy). Należy dopilnować, aby tętno nie spadło poniżej 450. Jeśli u myszy rozwinie się bradykardia, należy sprawdzić temperaturę oraz dawkę/stężenie środka znieczulającego. Znieczulenie ksylazyną/ketaminą indukuje tętno rzędu 250/min i dlatego nie jest zalecane.
  10. Należy zastosować odpowiednią płynoterapię. Przed wystąpieniem niedokrwienia należy przeprowadzić infuzję z soli fizjologicznej w tempie 0,1 ml/godzinę poprzez cewnik tętniczy lub żylny. Przed operacją można również podać dawkę bolusa 500 μl soli fizjologicznej i.p. Torakotomia może wywołać spadek ciśnienia krwi i wymagać dodatkowych bolusów soli fizjologicznej. Po niedokrwieniu może być konieczne zwiększenie tempa infuzji do 1 ml/godzinę, aby utrzymać średnie ciśnienie tętnicze powyżej 60 mmHg i zagwarantować wystarczającą reperfuzję, która jest krytyczna dla barwienia zawału metodą TTC.
  11. W tętnicy szyjnej należy umieścić cewnik (PE10, Tip O.D. (mm/"), Tapered>.024 mm/.011") do ciągłego pomiaru ciśnienia krwi. Tętnicę szyjną odsłania się poprzez tępe rozdzielenie mięśni przytchawiczych. Po dalszym odsłonięciu i przy uważnym unikaniu jakichkolwiek urazów tkanek (szczególnie nerwu błędnego), cewnik wprowadza się do naczynia przy użyciu dwóch szwów i małego zacisku. Przed rozpoczęciem preparowania tętnicy należy przytwierdzić łapę do ciała, co pozwoli odsłonić dłuższy odcinek naczynia. Należy zawiązać koniec proksymalnej części tętnicy szyjnej. Na końcu szwu należy zamocować większy zacisk, aby uzyskać napięcie. Wokół tętnicy należy założyć drugi szew i preparować tętnicę aż do jej najbardziej dystalnego końca, gdzie należy założyć mały zacisk. Za pomocą mikronozycyc należy wykonać małe skośne nacięcie w tętnicy. Otwór należy przytrzymać cienką pęsetą (Dumont, WPI) i wprowadzić cewnik o odpowiedniej średnicy ręcznie lub za pomocą pęsety. Należy zawiązać drugi szew i zabezpieczyć tętnicę. Następnie należy poluzować zacisk i przesunąć cewnik dalej. Cewnik należy zabezpieczyć kilkoma węzłami i taśmą.

2. Technika zamknięcia tętnicy wieńcowej

  1. Przeprowadź rozcięcie skóry i odsłoń lewą ścianę klatki piersiowej, stosując technikę rozwarstwiania tępego.
  2. Przetnij mięśnie piersiowe większy i mniejszy za pomocą kauteryzatora, aby odsłonić ścianę klatki piersiowej. Poprzez odciągnięcie mięśnia piersiowego większego płuco opada, co umożliwia wprowadzenie pęsety z jednostki elektrochirurgicznej i koagulację poziomej linii przecinającej żebra w odległości 1-3 mm powyżej płuca.
  3. Używając tępych nożyczek, przetnij ścianę klatki piersiowej. Następnie użyj zmodyfikowanych zapinek bezpieczeństwa (z usuniętą blaszką blokującą i zagiętym tępym końcem), aby utrzymać klatkę piersiową w pozycji otwartej.
  4. Aby ułatwić końcowe nałożenie szwu, przeprowadź koagulację i przetnij ścianę klatki piersiowej wzdłuż przepony w kierunku dolnej lewej strony klatki piersiowej.
  5. Odsłoń serce, rozcinając osierdzie. Aby uniknąć ruchów przepony, usuń i przetnij nerw przeponowy.
  6. Używając pęsety z małym, zwilżonym patyczkiem bawełnianym, odchyl serce w prawą stronę. Zidentyfikuj lewą tętnicę wieńcową (LCA) i upewnij się, że płuca nie są zbyt nadmuchane. Zoptymalizuj otwarcie klatki piersiowej, aby zapewnić pewny uchwyt serca podczas nakładania szwu. Jeśli ciśnienie krwi jest zbyt niskie, identyfikacja może być utrudniona. Dodatkowe bolusy soli fizjologicznej mogą ułatwić identyfikację LCA. LCA jest jaskrawoczerwonym naczyniem przebiegającym poziomo przez serce (w przeciwieństwie do żył odprowadzających). Czasami LCA najlepiej widać bez użycia mikroskopu. Nie stosuj zbyt silnego oświetlenia, ponieważ może to prowadzić do silnych odblasków uniemożliwiających wizualizację.
  7. Po wizualnej identyfikacji LCA, załóż szew nylonowy 8.0 (Prolene, Ethicon, Notiefies, USA) wokół LCA. W celu okresowego zamykania LCA zastosowaliśmy przewlekły model kardiomiopatii 42 z wykorzystaniem systemu obciążeń wiszących.
  8. Przewlecz szew przez mały kawałek plastikowej rurki (rurka PE-10) o tępych krawędziach i przymocuj dwa małe obciążniki (1 g, np. probówki Eppendorf wypełnione wodą) do każdego końca. Przy obciążnikach swobodnie zwisających z pręta, LCA powinna zostać natychmiast zamknięta. Ponadto, po zdjęciu obciążnika, okluzja LCA zostaje natychmiast przerwana. Prawidłowe zamknięcie LCA należy potwierdzić poprzez natychmiastową zmianę koloru naczynia z jasnoczerwonego na ciemnofioletowy, zmianę koloru mięśnia sercowego zaopatrywanego przez to naczynie (z jasnoczerwonego na biały) oraz wystąpienie uniesień odcinka ST w EKG. Podczas reperfuzji zmiany koloru natychmiast ustępują. Przez cały czas utrzymuj serce w wilgotnym stanie, przykrywając je nasączonym solą fizjologiczną kawałkiem waty w temperaturze 37°C (patrz również Rycina 1).
  9. Wybierz czas niedokrwienia zgodnie z głównym celem badania. W przypadku badań nad efektami kardioprotekcyjnymi IP idealnie byłoby zastosować czas niedokrwienia związany z wielkością zawału wynoszącą około 30 do 40% AAR. Umożliwiłoby to wykazanie zmian w obu kierunkach, np. mniejszej wielkości zawału przy IP serca lub większej wielkości zawału przy zastosowaniu eksperymentalnej terapii lub specyficznej delecji genu. Ponadto myszy z wielkością zawału mniejszą niż 50% zazwyczaj przeżywają eksperyment, podczas gdy zawały o wielkości 60 do 80% często kończą się zgonem zwierząt przed zakończeniem czasu reperfuzji. W naszym modelu 10 minut niedokrwienia mięśnia sercowego, a następnie 2 godziny reperfuzji, skutkuje wielkością zawału na poziomie 3,5 ±1,3% AAR. W przeciwieństwie do tego, czas niedokrwienia wynoszący 60 minut skutkuje średnią wielkością zawału 42±5,2% AAR (p<0,01)39. Dlatego uznajemy 60 minut niedokrwienia za czas idealny do badania zmian w obu kierunkach. Niemniej jednak, w przypadku myszy z celowaną delecją genu o ciężkim fenotypie, czas niedokrwienia może wymagać dostosowania.
  10. Wybierz odpowiedni czas reperfuzji. Czas reperfuzji jest krytycznie ważny dla barwienia TTC. Bezkolorowy barwnik jest redukowany do ceglastoczerwonego osadu przez dehydrogenazy w obecności koenzymu NADH. Obumierające komórki tracą zdolność do zatrzymywania NADH i w związku z tym są widoczne jako blade obszary w obrębie czerwonego, żywego mięśnia sercowego. Wyznaczenie wielkości zawału za pomocą TTC wymaga całkowitego wypłukania NADH z obszaru nekrotycznego. Jeśli jednak reperfuzja nie jest wystarczająco długa, wyznaczenie wielkości zawału metodą barwienia TTC może prowadzić do niedoszacowania rzeczywistej wielkości zawału 43. W naszych badaniach, po 60 min niedokrwienia, pomiar wielkości zawału wzrósł z 11,5 ± 4,5% po 30 minutach do 42,2 ± 5,1% po 120 minutach. Przy dłuższych czasach reperfuzji (240 minut) nie stwierdzono dalszego wzrostu wielkości zawału39. Z tego powodu zalecamy 2-godzinny okres reperfuzji, co wydaje się również uzasadnione w kontekście oznaczania enzymów sercowych. Jeśli planujesz zastosowanie prekondycjonowania niedokrwiennego, zalecamy 4 cykle IP (5 min niedokrwienia, 5 min reperfuzji), a następnie 60 min niedokrwienia i 2 godziny reperfuzji. W tych warunkach IP wiązało się z 3,2-krotną redukcją wielkości zawału z 42,2 ±5,1% do 13,3 ±3,3% AAR39. Jednak dzięki systemowi obciążeń wiszących można łatwo zastosować różne schematy prekondycjonowania.

3. Wyznaczanie obszaru zagrożonego (AAR) oraz wielkości zawału mięśnia sercowego

Po indukcji zawału mięśnia sercowego (z IP lub bez), obszar ten jest ukrwiany przez LCA (obszar zagrożony, AAR), a wielkość samego zawału zostanie określona za pomocą techniki barwienia. Następnie wielkość zawału zostanie obliczona jako procent zawału mięśnia sercowego w stosunku do AAR. W tym celu stosuje się wcześniej opisaną technikę podwójnego barwienia błękitem Evansa i chlorkiem trifenylotetrazoliom (TTC) 44.

  1. Wyznacz obszar zagrożony (AAR) poprzez wtryskiwanie wsteczne 1% barwnika błękitu Evansa do aorty przy zamkniętej lewej tętnicy wieńcowej (LCA). Alternatywnie, jeśli założony został cewnik tętnicy szyjnej, należy wykorzystać tę drogę do podania błękitu Evansa. Błękit Evansa zabarwi na niebiesko całą tkankę mięśnia sercowego z wyjątkiem AAR. W tym kroku krytyczne jest uniknięcie pęcherzyków powietrza w cewniku, ponieważ zostałyby one wstrzyknięte do krążenia wieńcowego i uniemożliwiłyby barwienie błękitem Evansa. Przed barwieniem błękitem Evansa można pobrać krew do pomiaru enzymów sercowych. Ponadto zaleca się usunięcie krwi poprzez wstrzyknięcie 5 ml soli fizjologicznej przez cewnik aorty lub tętnicy szyjnej.
  2. Wyciąć serce i wypłukać w lodowatej 0,9% soli fizjologicznej
  3. Zatopić w 2% agarozie. Nie należy używać gorącej agarozy, ponieważ uniemożliwi to prawidłowe barwienie.
  4. Po 30 minutach w +4°C (lub 15 minutach w -20°C), pociąć serce na plastry o grubości 1 mm przy użyciu matrycy do serca lub mikrotomu. Jeśli serce jest umieszczane w zamrażarce, należy unikać wysychania podczas mrożenia, co mogłoby prowadzić do braku zabarwienia serc.
  5. Inkubować plastry z 1% TTC w 37°C przez 10 min w 15 ml probówce z niebieską zakrętką w łaźni wodnej. Pozwoli to na wyznaczenie obszaru zawału jako strefy białej, podczas gdy tkanka żywa zabarwi się na czerwono.
  6. Utrwalić zabarwione plastry w 10% formaldehydzie przez noc. Dzięki temu obszar zawału jest lepiej skontrastowany, co poprawia jakość zdjęć.
  7. Wyznaczyć obszar zagrożony (AAR) oraz wielkość zawału za pomocą planimetrii, korzystając z oprogramowania NIH Image 1.045.
  8. Obliczyć procent zawału mięśnia sercowego w stosunku do obszaru zagrożonego.

4. Pomiar enzymów sercowych

Ze względu na ograniczenia związane z barwieniem TTC, jako dodatkowy wskaźnik nasilenia zawału mięśnia sercowego zalecamy oznaczenie poziomu troponiny I serca (cTnI) w surowicy myszy. Krew pobiera się z żyły wrotnej, a następnie poziom cTnI w surowicy określa się za pomocą ilościowego szybkiego testu cTnI (Life Diagnostics, Inc., West Chester, PA, USA).

5. Reprezentatywne wyniki:

Schemat eksperymentu na sercu myszy przedstawiający układ do ligacji lewej tętnicy zstępującej oraz widoki chirurgiczne.
Rycina 1. (A) Model IP serca z wykorzystaniem systemu obciążników wiszących do okluzji wieńcowej. Technika ta nie wymaga wiązania węzła w celu uzyskania okluzji tętnicy wieńcowej. (B, C) Układ chirurgiczny. (D) Obraz serca myszy z lewą tętnicą wieńcową (LCA, strzałki) po okluzji. Wizualna identyfikacja LCA jest niezbędna do ligacji i przedkondycjonowania niedokrwiennego u myszy. Szew nylonowy 8.0 jest umieszczany wokół LCA 1-2 mm poniżej lewego przedsionka. Szew jest przeciągnięty przez małą plastikową rurkę (*). Koniec każdego szwu jest przymocowany do małego obciążnika (1g), a szew jest ułożony na prętach po obu stronach. (E) Wyznaczenie AAR po okluzji LCA i retrograde'owym wstrzyknięciu barwnika błękitu Evansa do aorty. AAR pozostaje niezafarbowana, podczas gdy reszta mięśnia sercowego jest niebieska. Po inkubacji tkanki AAR z TTC obszar zawału zabarwił się na biało, natomiast tkanka żywa na czerwono.

Dyskusja

Niniejsze badanie opisuje nową technikę przeprowadzania IP w nienaruszonym modelu mysim z wykorzystaniem systemu obciążnika wiszącego, co pozwala uniknąć okluzji tętnicy wieńcowej za pomocą węzła. W rzeczywistości badanie to wykazuje wysoką powtarzalność wielkości obszaru zawału oraz ochronę serca poprzez IP, co minimalizuje zmienność związaną z modelami okluzji wieńcowej opartymi na wiązaniu węzła. Badacze rozważający badanie kardioprotekcji poprzez IP u myszy mogą odnieść korzyść z zastosowania tego modelu.

Oświadczenia

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Niniejsze badania są wspierane przez granty National Heart, Lung, and Blood Institute R01-HL0921, R01-DK083385 oraz R01-HL098294 przyznane H. K. Eltzschig, grant 1K08HL102267-01 przyznany T. Eckle, granty Foundation for Anesthesia Education and Research przyznane T. Eckle i H. K. Eltzschig, grant American Heart Association przyznany T. Eckle i H. K. Eltzschig oraz stypendium badawcze Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) przyznane M. Koeppen. Dziękujemy Shelley Eltzschig za przygotowanie ilustracji.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pentobarbital sodowy (Fatal Plus)Vortech Pharmaceutical Ls, LtdV.P.L. 93724mg/mL w soli fizjologicznej
TTCSigma-Aldrich17779 Fluka1.5 % w PBS
Błękit EvansaSigma-AldrichE212910g w 1 L PBS
Insyte 22 GBD Biosciencesn/a
Nici chirurgiczne, jedwab 4.0Harvard Apparatus517698
Nici chirurgiczne, Prolene 8.0Ethicon Inc.M8739wielorazowe
Matryca do sercaZivic Instruments# HSMS001
Siemens 900 CDRE Veterinary# 336odnowiony
mikroskop sekcyjny (SZX10 )Olympus Corporationn/anależy zapewnić odpowiednią odległość roboczą
Stół grzewczyRt, Effenberger, Germanyn/ajedyny dostawca
Urządzenie do pomiaru ciśnienia tętniczegoCyber Sense, IncBPM02
I STATAbbott Laboratoriesn/a

Bibliografia

  1. Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Laucher, S., Thompson, L. F., Eltzschig, H. K. A2B adenosine receptor dampens hypoxia-induced vascular leak. Blood. 111, 2024-2035 (2008).
  2. Eckle, T., Fullbier, L., Grenz, A., Eltzschig, H. K. Usefulness of pressure-controlled ventilation at high inspiratory pressures to induce acute lung injury in mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295, L718-L724 (2008).
  3. Eckle, T., Fullbier, L., Wehrmann, M., Khoury, J., Mittelbronn, M., Ibla, J., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. Identification of ectonucleotidases CD39 and CD73 in innate protection during acute lung injury. J Immunol. 178, 8127-8137 (2007).
  4. Eckle, T., Grenz, A., Laucher, S., Eltzschig, H. K. A2B adenosine receptor signaling attenuates acute lung injury by enhancing alveolar fluid clearance in mice. J Clin Invest. 118, 3301-3315 (2008).
  5. Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. K. Role of extracellular adenosine in acute lung injury. Physiology (Bethesda). 24, 298-306 (2009).
  6. Eckle, T., Kohler, D., Lehmann, R., Kasmi, K. E. l, Eltzschig, H. K. Hypoxia-inducible factor-1 is central to cardioprotection: a new paradigm for ischemic preconditioning. Circulation. 118, 166-175 (2008).
  7. Eckle, T., Kohler, D., Lehmann, R., El Kasmi, K. C., Eltzschig, H. K. Hypoxia-Inducible Factor-1 Is Central to Cardioprotection: A New Paradigm for Ischemic Preconditioning. Circulation. 118, 166-175 (2008).
  8. Eckle, T., Krahn, T., Grenz, A., Kohler, D., Mittelbronn, M., Ledent, C., Jacobson, M. A., Osswald, H., Thompson, L. F., Unertl, K., Eltzschig, H. K. Cardioprotection by ecto-5'-nucleotidase (CD73) and A2B adenosine receptors. Circulation. 115, 1581-1590 (2007).
  9. Eltzschig, H. K. Adenosine: an old drug newly discovered. Anesthesiology. 111, 904-915 (2009).
  10. Eltzschig, H. K., Abdulla, P., Hoffman, E., Hamilton, K. E., Daniels, D., Schonfeld, C., Loffler, M., Reyes, G., Duszenko, M., Karhausen, J. HIF-1-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter (ENT) in hypoxia. J. Exp. Med. 202, 1493-1505 (2005).
  11. Eltzschig, H. K., Eckle, T., Mager, A., Kuper, N., Karcher, C., Weissmuller, T., Boengler, K., Schulz, R., Robson, S. C., Colgan, S. P. ATP release from activated neutrophils occurs via connexin 43 and modulates adenosine-dependent endothelial cell function. Circ Res. 99, 1100-1108 (2006).
  12. Eltzschig, H. K., Faigle, M., Knapp, S., Karhausen, J., Ibla, J., Rosenberger, P., Odegard, K. C., Laussen, P. C., Thompson, L. F., Colgan, S. P. Endothelial catabolism of extracellular adenosine during hypoxia: the role of surface adenosine deaminase and CD26. Blood. 108, 1602-1610 (2006).
  13. Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Furuta, G. T., Leonard, M. O., Jacobson, K. A., Enjyoji, K., Robson, S. C., Colgan, S. P. Coordinated adenine nucleotide phosphohydrolysis and nucleoside signaling in posthypoxic endothelium: role of ectonucleotidases and adenosine A2B receptors. J Exp Med. 198, 783-796 (2003).
  14. Eltzschig, H. K., Kohler, D., Eckle, T., Kong, T., Robson, S. C., Colgan, S. P. Central role of Sp1-regulated CD39 in hypoxia/ischemia protection. Blood. 113, 224-232 (2009).
  15. Eltzschig, H. K., Macmanus, C. F., Colgan, S. P. Neutrophils as Sources of Extracellular Nucleotides: Functional Consequences at the Vascular Interface. Trends Cardiovasc Med. 18, 103-107 (2008).
  16. Eltzschig, H. K., Rivera-Nieves, J., Colgan, S. P. Targeting the A2B adenosine receptor during gastrointestinal ischemia and inflammation. Expert Opin Ther Targets. 13, 1267-1277 (2009).
  17. Eltzschig, H. K., Thompson, L. F., Karhausen, J., Cotta, R. J., Ibla, J. C., Robson, S. C., Colgan, S. P. Endogenous adenosine produced during hypoxia attenuates neutrophil accumulation: coordination by extracellular nucleotide metabolism. Blood. 104, 3986-3992 (2004).
  18. Eltzschig, H. K., Weissmuller, T., Mager, A., Eckle, T. Nucleotide metabolism and cell-cell interactions. Methods Mol Biol. 341, 73-87 (2006).
  19. Frick, J. S., MacManus, C. F., Scully, M., Glover, L. E., Eltzschig, H. K., Colgan, S. P. Contribution of adenosine A2B receptors to inflammatory parameters of experimental colitis. J Immunol. 182, 4957-4964 (2009).
  20. Grenz, A., Osswald, H., Eckle, T., Yang, D., Zhang, H., Tran, Z. V., Klingel, K., Ravid, K., Eltzschig, H. K. The Reno-Vascular A2B Adenosine Receptor Protects the Kidney from Ischemia. PLoS Medicine. 5, e137-e137 (2008).
  21. Grenz, A., Zhang, H., Eckle, T., Mittelbronn, M., Wehrmann, M., Kohle, C., Kloor, D., Thompson, L. F., Osswald, H., Eltzschig, H. K. Protective role of ecto-5'-nucleotidase (CD73) in renal ischemia. J Am Soc Nephrol. 18, 833-845 (2007).
  22. Grenz, A., Zhang, H., Hermes, M., Eckle, T., Klingel, K., Huang, D. Y., Muller, C. E., Robson, S. C., Osswald, H., Eltzschig, H. K. Contribution of E-NTPDase1 (CD39) to renal protection from ischemia-reperfusion injury. FASEB. J21, 2863-2873 (2007).
  23. Grenz, A., Zhang, H., Weingart, J., von Wietersheim, S., Eckle, T., Schnermann, J. B., Kohle, C., Kloor, D., Gleiter, C. H., Vallon, V., Eltzschig, H. K., Osswald, H. Lack of effect of extracellular adenosine generation and signalling on renal erythropoietin secretion during hypoxia. Am J Physiol Renal Physiol. , (2007).
  24. Hart, M. L., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Robson, S. C., Eltzschig, H. K. SP1-dependent induction of CD39 facilitates hepatic ischemic preconditioning. J Immunol. 184, 4017-4024 (2010).
  25. Hart, M. L., Henn, M., Kohler, D., Kloor, D., Mittelbronn, M., Gorzolla, I. C., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. Role of extracellular nucleotide phosphohydrolysis in intestinal ischemia-reperfusion injury. FASEB. J22, 2784-2797 (2008).
  26. Hart, M. L., Jacobi, B., Schittenhelm, J., Henn, M., Eltzschig, H. K. Cutting Edge: A2B Adenosine receptor signaling provides potent protection during intestinal ischemia/reperfusion injury. J Immunol. 182, 3965-3968 (2009).
  27. Hart, M. L., Kohler, D., Eckle, T., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. Direct treatment of mouse or human blood with soluble 5'-nucleotidase inhibits platelet aggregation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28, 1477-1483 (2008).
  28. Hart, M. L., Much, C., Gorzolla, I. C., Schittenhelm, J., Kloor, D., Stahl, G. L., Eltzschig, H. K. Extracellular adenosine production by ecto-5'-nucleotidase protects during murine hepatic ischemic preconditioning. Gastroenterology. 135, 1739-1750 (2008).
  29. Koeppen, M., Eckle, T., Eltzschig, H. K. Selective deletion of the A1 adenosine receptor abolishes heart-rate slowing effects of intravascular adenosine in vivo. PLoS One. 4, e6784-e6784 (2009).
  30. Kohler, D., Eckle, T., Faigle, M., Grenz, A., Mittelbronn, M., Laucher, S., Hart, M. L., Robson, S. C., Muller, C. E., Eltzschig, H. K. CD39/ectonucleoside triphosphate diphosphohydrolase 1 provides myocardial protection during cardiac ischemia/reperfusion injury. Circulation. 116, 1784-1794 (2007).
  31. Kong, T., Westerman, K. A., Faigle, M., Eltzschig, H. K., Colgan, S. P. HIF-dependent induction of adenosine A2B receptor in hypoxia. Faseb J. 20, 2242-2250 (2006).
  32. Loffler, M., Morote-Garcia, J. C., Eltzschig, S. A., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. Physiological roles of vascular nucleoside transporters. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 27, 1004-1013 (2007).
  33. Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Kuhlicke, J., Eltzschig, H. K. HIF-1-dependent repression of adenosine kinase attenuates hypoxia-induced vascular leak. Blood. 111, 5571-5580 (2008).
  34. Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Nivillac, N. M., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. Hypoxia-inducible factor-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter 2 attenuates mucosal inflammation during intestinal hypoxia. Gastroenterology. 136, 607-618 (2009).
  35. Reutershan, J., Vollmer, I., Stark, S., Wagner, R., Ngamsri, K. C., Eltzschig, H. K. Adenosine and inflammation: CD39 and CD73 are critical mediators in LPS-induced PMN trafficking into the lungs. FASEB J. 23, 473-482 (2009).
  36. Schingnitz, U., Hartmann, K., Macmanus, C. F., Eckle, T., Zug, S., Colgan, S. P., Eltzschig, H. K. Signaling through the A2B adenosine receptor dampens endotoxin-induced acute lung injury. J Immunol. 184, 5271-5279 (2010).
  37. Synnestvedt, K., Furuta, G. T., Comerford, K. M., Louis, N., Karhausen, J., Eltzschig, H. K., Hansen, K. R., Thompson, L. F., Colgan, S. P. Ecto-5'-nucleotidase (CD73) regulation by hypoxia-inducible factor-1 mediates permeability changes in intestinal epithelia. J Clin Invest. 110, 993-1002 (2002).
  38. Thompson, L. F., Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Van De Wiele, C. J., Resta, R., Morote-Garcia, J. C., Colgan, S. P. Crucial role for ecto-5'-nucleotidase (CD73) in vascular leakage during hypoxia. J. Exp. Med. 200, 1395-1405 (2004).
  39. Eckle, T., Grenz, A., Kohler, D., Redel, A., Falk, M., Rolauffs, B., Osswald, H., Kehl, F. Systematic evaluation of a novel model for cardiac ischemic preconditioning in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 2533-2540 (2006).
  40. Redel, A., Jazbutyte, V., Smul, T. M., Lange, M., Eckle, T., Eltzschig, H., Roewer, N., Kehl, F. Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo. Exp Biol Med (Maywood). 233, 84-93 (2008).
  41. Warth, A., Eckle, T., Kohler, D., Faigle, M., Zug, S., Klingel, K., Eltzschig, H. K., Wolburg, H. Upregulation of the water channel aquaporin-4 as a potential cause of postischemic cell swelling in a murine model of myocardial infarction. Cardiology. 107, 402-410 (2007).
  42. Dewald, O., Frangogiannis, N. G., Zoerlein, M. P., Duerr, G. D., Taffet, G., Michael, L. H., Welz, A., Entman, M. L. A murine model of ischemic cardiomyopathy induced by repetitive ischemia and reperfusion. Thorac Cardiovasc Surg. 52, 305-311 (2004).
  43. Ito, W. D., Schaarschmidt, S., Klask, R., Hansen, S., Schafer, H. J., Mathey, D., Bhakdi, S. Infarct size measurement by triphenyltetrazolium chloride staining versus in vivo injection of propidium iodide. J Mol Cell Cardiol. 29, 2169-2175 (1997).
  44. Schwanke, U., Konietzka, I., Duschin, A., Li, X., Schulz, R., &, G. H. eusch No ischemic preconditioning in heterozygous connexin43-deficient mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283, 1740-1742 (2002).
  45. Fisher, S. G., Marber, M. S. An in vivo model of ischaemia-reperfusion injury and ischaemic preconditioning in the mouse heart. J Pharmacol Toxicol Methods. 48, 161-169 (2002).
  46. Bickler, P. E., Zhan, X., Fahlman, C. S. Isoflurane preconditions hippocampal neurons against oxygen-glucose deprivation: role of intracellular Ca2+ and mitogen-activated protein kinase signaling. Anesthesiology. 103, 532-539 (2005).
  47. Chiari, P., Piriou, V., Hadour, G., Rodriguez, C., Loufouat, J. Preservation of ischemia and isoflurane-induced preconditioning after brain death in rabbit hearts. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283, 1769-1774 (2002).
  48. Ebel, D., Mullenheim, J., Sudkamp, H., Bohlen, T., Ferrari, J. Role of tyrosine kinase in desflurane- Induced preconditioning. Anesthesiology. 100, 555-561 (2004).
  49. Hanouz, J. L., Yvon, A., Massetti, M., Lepage, O., Babatasi, G. Mechanisms of desflurane-induced preconditioning in isolated human right atria in vitro. Anesthesiology. 97, 33-41 (2002).
  50. Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase. Anesthesiology. 87, 361-370 (1997).
  51. Mullenheim, J., Ebel, D., Frassdorf, J., Preckel, B., Thamer, V. Isoflurane preconditions myocardium against infarction via release of free radicals. Anesthesiology. 96, 934-940 (2002).
  52. Redel, A., Stumpner, J., Tischer-Zeitz, T., Lange, M., Smul, T. M. Comparison of isoflurane-, sevoflurane-, and desflurane-induced pre- and postconditioning against myocardial infarction in mice in vivo. Exp Biol Med (Maywood). 234, 1186-1191 (2009).
  53. Toller, W. G., Kersten, J. R., Gross, E. R., Pagel, P. S., Warltier, D. C. Isoflurane preconditions myocardium against infarction via activation of inhibitory guanine nucleotide binding proteins. Anesthesiology. 92, 1400-1407 (2000).
  54. Weber, N. C., Toma, O., Awan, S., Frassdorf, J., Preckel, B. Effects of nitrous oxide on the rat heart in vivo: another inhalational anesthetic that preconditions the heart? Anesthesiology. 103, 1174-1182 (2005).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Warunkowanie niedokrwienneboczna torakotomiabarwnik błękit Evansabarwienie TTCzawał mięśnia sercowegogenetyczne modele mysietroponina I sercaznieczulenie i wentylacja
Zastosowanie systemu obciążników wiszących do okluzji tętnicy wieńcowej u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.