Opisano model zwierzęcy urazu in vivo. Metoda wykorzystuje podskórne położenie nerwu strzałkowego. Prędkość, czas aktywacji mięśni oraz łuk ruchu są wcześniej określone i zsynchronizowane przy użyciu komercyjnego oprogramowania. Zmiany po urazie są monitorowane in vivo za pomocą obrazowania/spektroskopii MR.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Model gryzoni in vivo w urazie wywołanym przykurczem i nieinwazyjne monitorowanie powrotu do sprawności
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Naciągnięcia mięśni są jednymi z najczęstszych dolegliwości leczonych przez lekarzy. Uraz mięśnia jest zazwyczaj diagnozowany wyłącznie na podstawie wywiadu pacjenta i badania fizykalnego, jednak obraz kliniczny może znacznie się różnić w zależności od zakresu urazu, tolerancji bólu pacjenta itp. U pacjentów z urazem lub chorobą mięśni ocena uszkodzenia mięśnia jest zazwyczaj ograniczona do objawów klinicznych, takich jak tkliwość, siła, zakres ruchu, a w ostatnim czasie również do badań obrazowych. Markery biologiczne, takie jak poziom kinazy kreatynowej w surowicy, są zazwyczaj podwyższone przy urazie mięśnia, ale ich poziomy nie zawsze korelują z utratą zdolności do generowania siły. Dotyczy to nawet wyników histologicznych u zwierząt, które stanowią „bezpośredni pomiar” uszkodzenia, ale nie wyjaśniają w pełni całkowitej utraty funkcji. Niektórzy argumentują, że najbardziej kompleksowym miernikiem ogólnego stanu zdrowia mięśnia jest siła skurczu. Ponieważ uraz mięśnia jest zdarzeniem przypadkowym, występującym w różnych warunkach biomechanicznych, jest on trudny do zbadania. W niniejszej pracy opisujemy model zwierzęcy in vivo służący do pomiaru momentu obrotowego i wywoływania wiarygodnego urazu mięśnia. Opisujemy również nasz model pomiaru siły wyizolowanego mięśnia in situ. Ponadto przedstawiamy naszą procedurę MRI dla małych zwierząt.
Protokół
1. Model urazu in vivo oraz pomiar momentu obrotowego izometrycznego.
- Te procedury można stosować u szczurów lub myszy7,17,18. Na początku zwierzę kładzie się na plecach pod narkozą inhalacyjną (~ 4-5% izofluranu do indukcji w komorze indukcyjnej, następnie ~ 2% izofluranu przez maskę nosową w celu podtrzymania znieczulenia), używając precyzyjnego waporyzatora (kat # 91103, Vet Equip, Inc, Pleasanton, CA). Do każdego oka należy nanieść sterylną maść oftalmiczną (Paralube Vet Ointment, PharmaDerm, Floham Park, NJ), aby chronić rogówki przed wysychaniem. W trakcie procedury zwierzę jest ogrzewane za pomocą lampy grzewczej umieszczonej na zewnątrz klatki, w odległości co najmniej 6 cali od zwierzęcia przez cały czas.
- Należy przygotować skórę poprzez usunięcie włosów i oczyszczenie naprzemiennie betadyną i 70% alkoholem, aby zapobiec przenikaniu bakterii skórnych do tkanek miękkich lub kości. Prawidłowe znieczulenie potwierdza się brakiem odruchu głębokich ścięgien (brak cofania łapy w odpowiedzi na uciskanie stopy). Igłę umieszcza się ręcznie przez proksymalną część kości piszczelowej, aby ustabilizować kończynę w uchwycie (25G lub 27G dla myszy). Igła nie powinna wnikać do przedniego przedziału nogi.
- Igłę blokuje się w stałej pozycji tak, aby zwierzę leżało na plecach, a palce stopy były skierowane pionowo do góry. Do zabezpieczenia igły i tym samym stabilizacji nogi służy urządzenie wykonane na zamówienie.
- Stopę kończyny umieszcza się na specjalnie wykonanej płytce stopy (Rysunek 1). Oś płytki stopy jest połączona z silnikiem krokowym (model T8904, NMB Technologies, Chatsworth, CA) i czujnikiem momentu obrotowego (model QWFK-8M, Sensotec, Columbus, OH). Stopa powinna być początkowo ustawiona prostopadle do kości piszczelowej, jak pokazano na Rysunku 1.
- Do stymulacji nerwu strzałkowego w pobliżu szyjki kości strzałkowej, gdzie nerw znajduje się powierzchniowo, należy użyć elektrod przezskórnych (723742, Harvard Apparatus, Cambridge, MA) lub elektrod podskórnych (J05 Needle Electrode Needles, 36BTP, Jari Electrode Supply, Gilroy, CA). Przed unieruchomieniem stopy należy wizualnie potwierdzić izolowane zgięcie grzbietowe, wykonując serię skurczów (impuls 0,1 ms dla myszy i impuls 1 ms dla szczura). Po przymocowaniu stopy do płytki stopy za pomocą taśmy klejącej, wzrost amplitudy skurczu w odpowiedzi na zwiększenie napięcia potwierdza, że mięśnie przeciwstawne (zginacze podeszwowe) nie są stymulowane jednocześnie.
- Przed urazem oraz w wybranych punktach czasowych po urazie rejestruje się maksymalną zdolność generowania siły przez zginacze grzbietowe jako „maksymalny moment izometryczny” (moment bez zmiany długości mięśnia). Pomiary momentu obrotowego wykonuje się na tym samym uchwycie, który służy do wywoływania urazu. Przed rejestracją maksymalnego momentu izometrycznego dostosowuje się amplitudę impulsu, aby zoptymalizować napięcie skurczowe, a optymalną pozycję stawu skokowego określa się poprzez wywoływanie skurczów przy różnych długościach zginaczy grzbietowych. Po uzyskaniu krzywej momentu od kąta w celu wyznaczenia optymalnej długości zginaczy grzbietowych (długość spoczynkowa, tzw. Lo), uzyskuje się wykres częstotliwości momentu obrotowego poprzez stopniowe zwiększanie częstotliwości impulsów podczas 200 ms serii impulsów. Maksymalny zlewany skurcz tężcowy uzyskuje się zazwyczaj przy 90-100 Hz. Rejestruje się i zapisuje do dalszej analizy trzy oddzielne skurcze pojedyncze i skurcze tężcowe.
- Do synchronizacji aktywacji skurczowej, rozpoczęcia rotacji stawu skokowego i zbierania danych o momencie obrotowym należy użyć komercyjnego oprogramowania (Labview wersja 8.5, National Instruments, Austin, TX). Stymulacja mięśni zginaczy grzbietowych odbywa się w czasie, gdy sterowany komputerowo silnik jednocześnie przesuwa płytkę stopy w stronę zgięcia podeszwowego, co prowadzi do skurczu wydłużającego (zwanego również skurczem „ekscentrycznym”, który powoduje uraz mięśnia). Konkretny protokół zależy od wielkości urazu pożądanej przez badacza. Wielkość urazu, czyli uszkodzenie tkanki, można regulować poprzez manipulację takimi zmiennymi jak prędkość kątowa, czas aktywacji mięśni, zakres ruchu oraz liczba skurczów wydłużających.
- Aby wywołać uraz, należy nałożyć skurcz wydłużający na maksymalny skurcz izometryczny, zmieniając w razie potrzeby zakres ruchu, prędkość wydłużania i czas stymulacji. Na przykład, w zginaczach grzbietowych uzyskuje się maksymalny skurcz izometryczny, a po 200 ms są one wydłużane z wybraną prędkością, aby przybliżyć normalny ruch (900°/sec). Wykazaliśmy wcześniej, że aktywacja przed ruchem oraz stopień wydłużenia są istotnymi czynnikami w wywoływaniu urazu14. Większość momentu obrotowego wytwarzanego przez zginacze grzbietowe pochodzi z mięśnia TA11 i wykazaliśmy wcześniej, że ten model prowadzi do urazu tego mięśnia5,13-15. Mięsień TA jest stymulowany przez cały czas wydłużania.
- Po urazie zwierzę usuwa się z aparatury. Wyjmuje się pin piszczelowy, ponownie oczyszcza nogę, a następnie zwierzę przenosi się do klatki (umieszczając je na bloku grzewczym z kontrolowaną temperaturą 37°C) i monitoruje do czasu wybudzenia. Obejmuje to oczekiwanie, aż zwierzę będzie przytomne i mobilne. Zwierzęta nie wykazują obserwowalnego bólu podczas procedury i nie występują widoczne zmiany w chodzie (np. utykanie) po urazie wywołanym skurczami wydłużającymi. Niemniej jednak, następnie podaje się odpowiednie leczenie przeciwbólowe (buprenorfina 0,05 - 0,1 mg/kg co 12 godzin przez 48 h po zabiegu).
2. Pomiar napięcia całego mięśnia in situ.
- Zwierzę zostaje przygotowane, a kość piszczelowa stabilizowana zgodnie z opisem w sekcjach 1.1 do 1.3 powyżej. Wszystkie urządzenia są włączane co najmniej 30 min przed testowaniem w celu prawidłowej kalibracji i zminimalizowania dryftu termicznego przetwornika siły.
- Należy wykonać nacięcie skóry przed kostką i przeciąć ścięgno mięśnia piszczelowego przedniego (TA). Do ścięgna należy starannie przywiązać niewchłonną nić jedwabną 4.0 Ethicon, a następnie przyłączyć nić Vicryl do ogniwa pomiarowego za pomocą dostarczonego haka S (masa = 0.1g, model FT03, Grass Instruments, Warwick, RI). Alternatywnie do przyłączenia ścięgna do nici Vicryl można użyć specjalnego zacisku (masa = 0.5g) (Rycina 2).
- Ogniwo pomiarowe jest zamontowane do mikromanipulatora (Kite Manipulator, World Precision Instruments Inc, Sarasota, FL) w taki sposób, aby można było ustawić TA w długości spoczynkowej i odpowiednio go wyrównać (linia pociągu między przyczepem początkowym a końcowym powinna być prosta). Mięsień TA jest chroniony przed wychłodzeniem za pomocą lampy grzewczej oraz przed odwodnieniem za pomocą oleju mineralnego. Sygnały z ogniwa pomiarowego (kalibrowanego przed każdym testem) są przesyłane przez wzmacniacz DC (model P122, Grass Instruments, Warwick, RI) do karty A/D, gdzie są zbierane i zapisywane przez oprogramowanie akwizycyjne (PolyVIEW wersja 2.1, Grass Instruments, Warwick, RI).
- Należy przyłączyć TA do ogniwa pomiarowego i przyłożyć pojedyncze drgania (impuls prostokątny o czasie trwania 1 ms) przy różnych długościach mięśnia w celu wyznaczenia L0. Długość spoczynkowa mięśnia, mierzona za pomocą suwmiarki, jest definiowana jako odległość między guzowatością piszczeli a połączeniem mięśniowo-ścignistym. Przy tej długości należy stopniowo zwiększać amplitudę impulsu, a następnie częstotliwość impulsów, aby ustalić zależność siła-częstotliwość. Maksymalnie zlały skurcz tężcowy uzyskuje się przy około 90-100Hz (pociąg impulsów o czasie trwania 300 ms składający się z impulsów 0.1 ms lub 1 ms). Aby wywołać maksymalną aktywację skurczową (P0), należy użyć 150% maksymalnej intensywności stymulacji do aktywacji TA. Maksymalne skurcze tężcowe mogą być wykonywane wielokrotnie i wyrażane jako procent P0, co stanowi wskaźnik zmęczenia w dowolnym wybranym momencie.
3. Obrazowanie MR i/lub spektroskopia in vivo mięśni szkieletowych gryzoni.
Wszystkie badania MRI i MRS wykonano na systemie MR Bruker Biospin (Billerica, MA) o natężeniu pola 7.0 Tesla, wyposażonym w insert gradientowy 12 cm (maksymalny gradient 660 mT/m, maksymalna szybkość narastania 4570 T/m/s), z wykorzystaniem oprogramowania Paravision 5.0.
- Zwierzę jest znieczulane odparowanym izofluranem zgodnie z opisem w punkcie 1.1. Do monitorowania częstości oddechów i temperatury ciała wykorzystuje się kompatybilny z MR system monitorowania i bramkowania dla małych zwierząt (SA Instruments, Inc.). Temperaturę ciała myszy utrzymuje się na poziomie 36-37°C za pomocą cyrkulatora ciepłej wody. Specjalnie wykonany uchwyt służy do ustawienia myszy w pozycji na plecach, tak aby obie nogi od kolana do stopy były równoległe do osi magnesu. Czterokanałowa cewka powierzchniowa tylko do odbioru jest umieszczana wewnątrz 72 mm liniowego rezonatora 1H. Cewka rezonatora jest strojona i dopasowywana do próbki.
- Obrazowanie MR: Po wykonaniu skanów lokalizacyjnych przeprowadza się następujące skanowania MR: szybką akwizycję z wzmocnieniem relaksacji (RARE) ważoną T1 z następującymi parametrami: TE = 9,52 ms, TR = 1800, długość pociągu ech = 4, rozdzielczość w płaszczyźnie 100x100 μm i grubość warstwy = 750 μm. Dual-echo PD/T2 RARE: TE = 19,0/57,1 ms, TR = 5000 ms, długość pociągu ech = 4, rozdzielczość w płaszczyźnie 100x100 μm i grubość warstwy = 750 μm. Dane obrazowania tensorowego dyfuzji (DTI) metodą echa spinowego (SE) przy użyciu 12 kierunków niekolinearnych: b-value = 350 s/mm–2, TE = 26 ms, TR = 4500 ms, rozdzielczość w płaszczyźnie 150x150 μm i grubość warstwy = 750 μm. Dane mapowania parametrycznego T2 metodą wielowarstwowego wieloecha (MSME) przy użyciu 16 TEs od 11,4 ms do 182,5 ms z ΔTE = 11,4 ms, TR = 10000 ms, rozdzielczość w płaszczyźnie 150x150 μm i grubość warstwy = 750 μm.
- Przetwarzanie obrazów: Rekonstrukcja tensora dyfuzji i traktografia są wykonywane przy użyciu oprogramowania TrackVis (Martinos Center for Biomedical Imaging; Massachusetts General Hospital; Boston, MA) w celu stworzenia obrazów średniej dyfuzyjności (MD), anizotropii frakcyjnej (FA) oraz map traktograficznych. Mapowanie T2 jest przeprowadzane za pomocą autorskiego oprogramowania napisanego w MATLAB (The Mathworks; Natick, MA), wykorzystując nieliniową metodę najmniejszych kwadratów do dopasowania zmierzonych danych dla każdego piksela do kanonicznego równania sygnału T2. Pomiary w obszarach zainteresowania (ROI) są wykonywane w celu oceny wartości parametrów w obrębie mięśnia czworogłowego uda (TA).
- Spektroskopia 1H: Automatyczny shimming jest wykonywany dla voxela o wymiarach 1 x 1 x 4 mm3 w TA. Sekwencja impulsów spektroskopii punktowej (PRESS) (TR/TE=2000/18 ms) jest używana do pozyskania widm z tego samego voxela przy 1024 uśrednieniach. Akwizycja danych trwa 34 minuty dla każdej nogi. Dane spektralne są przetwarzane za pomocą pakietu LCModel16. Spektroskopia 31P: Cewka powierzchniowa z podwójnym nastrojeniem (1H, 31P) jest używana do przeprowadzania spektroskopii nielokalizowanej (przy użyciu eksperymentu z pojedynczym impulsem) lub lokalizowanej z zastosowaniem sekwencji impulsów spektroskopii wybranej obrazowo in vivo (ISIS).
4. Pobieranie i przechowywanie mięśni.
TAs są pobierane po zakończeniu eksperymentów, ważone, gwałtownie zamrażane w ciekłym azocie, a następnie przechowywane w temperaturze -80°C. Można to przeprowadzić w dowolnym momencie po zakończeniu eksperymentów in vivo. Mięśnie są pobierane natychmiast po eksperymentach in situ, ponieważ jest to procedura kończąca życie zwierzęcia. W celu przeprowadzenia szczegółowych badań morfologicznych zwierzę jest utrwalane 4% paraformaldehydem poprzez perfuzję przez lewą komorę serca.
5. Reprezentatywne wyniki.
Rysunek 3 przedstawia reprezentatywne dane uzyskane od szczura w in vivo aparatura The in vivo aparatura ta służy do pomiaru maksymalnego momentu obrotowego generowanego przez mięśnie zginacze grzbietowe; jest ona również wykorzystywana do indukowania urazów tych samych mięśni. Ze względu na zależność między długością a napięciem mięśnia, maksymalny moment obrotowy izometryczny występuje zazwyczaj, gdy staw skokowy znajduje się w pozycji około 20° zgięcia podeszwowego (przyjmując stopę w pozycji prostopadłej do kości piszczelowej 0°). Po uzyskaniu maksymalnego momentu obrotowego w skurczu izometrycznym stopę można ustawić w dowolnej pozycji, aby rozpocząć protokół urazowy. Rysunek 3 przedstawia protokół urazowy obejmujący 30 powtórzeń z łukiem ruchu od 0° - 70°Zwróć uwagę na stały spadek momentu obrotowego generowanego w fazie izometrycznej (zamalowana strzałka) oraz w fazie wydłużania (pusta strzałka) podczas protokołu uszkodzenia indukowanego skurczem. Moment obrotowy zapisano w jednostkach Nmm, jednak wartość bezwzględna zależy od rozmiaru zwierzęcia i jego stanu (np. mięsień uszkodzony, zmęczony lub mięsień pozbawiony określonego białka w wyniku rekombinacji homologicznej).
Rysunek 4 przedstawia reprezentatywne dane uzyskane od szczura w aparacie in situ. Nasz aparat in situ nie obejmuje skurczów wydłużających; zamiast tego pozwala on na izolację, prawidłowe ustawienie i pomiar maksymalnego napięcia generowanego przez poszczególny mięsień przy znanej długości. Rysunek 4 obrazuje stopniowy spadek siły, który występuje podczas testu zmęczeniowego w mięśniu piszczelowym przednim szczura. W tym konkretnym przykładzie skurcze tężcowe były wykonywane raz na sekundę przez 5 minut. Napięcie (siła) jest zazwyczaj zapisywane w niutonach (lub gramach), ale podobnie jak w przypadku momentu obrotowego, wartość bezwzględna zależy od wielkości i stanu zwierzęcia. Ponieważ masę mięśnia wyznacza się bezpośrednio po tej procedurze, siłę można znormalizować (tzw. „siła specyficzna”) do pola przekroju poprzecznego mięśnia.
Rysunek 5 przedstawia reprezentatywne dane z obrazowania in vivo myszy, takie jak mapowanie parametryczne T1-weighted i T2 (A), traktografię 3D z obrazowania tensora dyfuzji (B), spektroskopię 1H (C) oraz spektroskopię 31P. Szczegóły znajdują się w legendzie do rysunku.
Rysunek 1: Aparatura in vivo.* W celu wywołania urazu kość piszczelowa zostaje ustabilizowana, a stopa przymocowana do płyty napędzanej silnikiem. Mięśnie zginacze grzbietowe stawu skokowego są stymulowane poprzez nerw strzałkowy, podczas gdy płyta stopowa wymusza zgięcie podeszwowe stopy (przerywana strzałka).
* Lovering & De Deyne, J Biomechanics 2005, użyto za zgodą.
Rysunek 2: Aparatura in situ Ogniwo obciążnikowe jest zamontowane do mikromanipulatora w taki sposób, aby można było dostosować mięsień TA do długości spoczynkowej i odpowiednio wyrównać go w kierunkach X, Y i Z. Dystalne ścięgno TA jest przytwierdzone do ogniwa obciążnikowego, a pojedyncze skurcze są wywoływane przy różnych długościach mięśnia w celu wyznaczenia L0. Wywołuje się maksymalny skurcz tężcowy, aby określić maksymalną aktywację skurczową (P0). Maksymalne napięcie tężcowe może być mierzone wielokrotnie i wyrażane jako procent P0, co stanowi wskaźnik zmęczenia w określonym momencie w czasie.
Rysunek 3: Dane dotyczące momentu obrotowego z aparatury in vivo Reprezentatywne zapisy przebiegów momentu obrotowego podczas skurczów ekscentrycznych u szczura. W tym konkretnym przykładzie mięśnie były stymulowane przez 200 ms w celu wywołania szczytowego skurczu izometrycznego (pełna strzałka) przed wydłużeniem (pusta strzałka) za pomocą płytki stopowej w łuku ruchu o kącie 70° przy prędkości kątowej 900°/s.
Rycina 4: Dane dotyczące napięcia z aparatury in situ Reprezentatywne dane pokazujące spadek maksymalnego izometrycznego napięcia tetanicznego podczas powtarzanej stymulacji mięśnia piszczelowego przedniego (TA) u szczura. W tym przykładzie mięsień TA został wyizolowany, ustawiony w optymalnej długości (L0), a następnie stymulowany skurczem tetanicznym o czasie trwania 200 ms raz na sekundę przez 5 minut.
Rycina 5: obrazowanie in vivo A: Obrazy przedstawiają przekroje poprzeczne (osiowe) mapowania parametrycznego T1-zależnego i T2 mięśnia piszczelowego przedniego (TA). Czerwona przerywana ramka otacza TA, wskazując zwiększone wartości T2 w mięśniu uszkodzonym (lewa strona) w porównaniu z nieuszkodzonym (prawa strona). B: Reprezentatywna traktografia 3D z obrazowania tensora dyfuzji (DTI). C: Widmo 1H TA myszy wykazuje kilka wykrywalnych rezonansów lipidowych; za pomocą tej metody uzyskano rozróżnienie między piki lipidów wewnątrzkomórkowych (IMCL) a zewnątrzkomórkowych (EMCL). D: Widmo MR 31P TA szczura wykazuje obecność fosfokreatyny (PCr), fosforanu nieorganicznego (Pi) oraz trzech rezonansów (α, β, γ) adenozynotrifosforanu (ATP).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
„Uszkodzenie mięśni” było definiowane i mierzone na wiele sposobów. Uszkodzenia strukturalne są widoczne w badaniach histologicznych6,9, jednak problemem z wieloma markerami biologicznymi stosowanymi do oceny urazów mięśni, w tym tymi wykorzystywanymi w badaniach na zwierzętach, jest fakt, że zazwyczaj nie korelują one z utratą siły. Uszkodzenie mięśni jest często definiowane w kontekście zastosowanego testu i żadne pojedyncze znalezisko nie może w pełni wyjaśnić zmian w kurczliwości po urazie. Ponieważ pełna ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować dr. Robertowi Blochowi za hojne udostępnienie przestrzeni i zaplecza laboratoryjnego, a także dr. Rao Gullapalliemu i Da Shi z Core for Translational Imaging at Maryland (C-TRIM) oraz Magnetic Resonance Research Center (MRRC) za wsparcie techniczne. Praca ta była finansowana z grantów przyznanych RML przez National Institutes of Health (K01AR053235 i 1R01AR059179) oraz Muscular Dystrophy Association (#4278), a także z grantu przyznanego JAR przez Jain Foundation.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Wszystkie urządzenia są takie same dla myszy i szczurów z wyjątkiem płytki stopowej | |||
| Szafka BUD Value Line | Newark Inc | 06M4718 | |
| Wielofunkcyjny moduł I/O USB-6221M | National Instruments | 779808-01 | |
| Sterownik silnika krokowego | Newark Inc | 16M4189 | |
| Silnik krokowy | Newark Inc | 16M4198 | |
| Wzmacniacz tensometryczny | Honeywell | DV-05 | |
| Czujnik momentu obrotowego | Honeywell | QWLC-8M | |
| Płytka stopowa i urządzenie stabilizujące (wykonane na zamówienie, w trakcie patentowania) |
Bibliografia
- Aldridge, R. Muscle pain after exercise is linked with an inorganic phosphate increase as shown by 31P. NMR. Biosci. Rep. 6, 663-663 (1986).
- Argov, Z., Lofberg, M., Arnold, D. L. Insights into muscle diseases gained by phosphorus magnetic resonance spectroscopy. Muscle Nerve. 23, 1316-1316 (2000).
- Brooks, S. V., Zerba, E., Faulkner, J. A. Injury to muscle fibres after single stretches of passive and maximally stimulated muscles in mice. J. Physiol. 488, 459-459 (1995).
- Burkholder, T. J. Relationship between muscle fiber types and sizes and muscle architectural properties in the mouse hindlimb. J. Morphol. 221, 177-177 (1994).
- Hakim, M. Dexamethasone and Recovery of Contractile Tension after a Muscle Injury. Clin. Orthop. Relat Res. 439, 235-235 (2005).
- Hamer, P. W. Evans Blue Dye as an in vivo marker of myofibre damage: optimising parameters for detecting initial myofibre membrane permeability. J. Anat. 200, 69-69 (2002).
- Hammond, J. W. Use of Autologous Platelet-rich Plasma to Treat Muscle Strain Injuries. Am. J. Sports Med. , (2009).
- Heemskerk, A. M. Determination of mouse skeletal muscle architecture using three-dimensional diffusion tensor imaging. Magn Reson. Med. 53, 1333-1333 (2005).
- Ho, K. W. Skeletal muscle fiber splitting with weight-lifting exercise in rats. Am. J. Anat. 157, 433-433 (1980).
- Huijing, P. A., Baan, G. C. Myofascial force transmission causes interaction between adjacent muscles and connective tissue: effects of blunt dissection and compartmental fasciotomy on length force characteristics of rat extensor digitorum longus muscle. Arch. Physiol Biochem. 109, 97-97 (2001).
- Ingalls, C. P. Dihydropyridine and ryanodine receptor binding after eccentric contractions in mouse skeletal muscle. J. Appl. Physiol. 96, 1619-1619 (2004).
- Lee, D., Marcinek, D. Noninvasive in vivo small animal MRI and MRS: basic experimental procedures. J. Vis. Exp. , (2009).
- Lovering, R. M., Deyne, P. G. D. e Contractile function, sarcolemma integrity, and the loss of dystrophin after skeletal muscle eccentric contraction-induced injury. Am. J. Physiol Cell Physiol. 286, C230-C238 (2004).
- Lovering, R. M. The contribution of contractile pre-activation to loss of function after a single lengthening contraction. J. Biomech. 38, 1501-1501 (2005).
- Lovering, R. M. Recovery of function in skeletal muscle following 2 different contraction-induced injuries. Arch. Phys. Med. Rehabil. 88, 617-617 (2007).
- Provencher, S. W. Automatic quantitation of localized in vivo 1H spectra with LCModel. NMR Biomed. 14, 260-260 (2001).
- Roche, J. A., Lovering, R. M., Bloch, R. J. Impaired recovery of dysferlin-null skeletal muscle after contraction-induced injury in vivo. Neuroreport. 19, 1579-1579 (2008).
- Stone, M. R. Absence of keratin 19 in mice causes skeletal myopathy with mitochondrial and sarcolemmal reorganization. J. Cell Sci. 120, 3999-3999 (2007).
- Van Donkelaar, C. C. Diffusion tensor imaging in biomechanical studies of skeletal muscle function. J. Anat. 194, 79-79 (1999).
- Vogl, T. J. The value of in-vivo 31-phosphorus spectroscopy in the diagnosis of generalized muscular diseases. The clinical results and the differential diagnostic aspects. Rofo. 162, 455-455 (1995).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
