Artykuł metodologiczny

Generowanie i znakowanie nanocząsteczkami kropek kwantowych komórek dendrytycznych pochodzących z szpiku kostnego myszy na potrzeby badań śledzących

24.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/2785

⸱

2 czerwca 2011

 ,  ,  , 
1Molecular and Cell Biology Program, Ohio University, 2Department of Biomedical Sciences, College of Osteopathic Medicine, Ohio University, 3Department of Biomedical Engineering, Russ College of Engineering and Technology, Ohio University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Komórki dendrytyczne pobierają antygeny i migrują w stronę organów odpornościowych, aby zaprezentować przetworzone antygeny limfocytom T. Markowanie nanokryształami Qdot zapewnia długotrwały i stabilny sygnał fluorescencyjny. Umożliwia to śledzenie komórek dendrytycznych w różnych organach za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.

Streszczenie

Komórki dendrytyczne (DCs) są profesjonalnymi komórkami prezentującymi antygen (APCs), które występują w tkankach obwodowych oraz w narządach immunologicznych, takich jak grasica, szpik kostny, śledziona, węzły chłonne i kępki Peyera 1-3. Komórki dendrytyczne obecne w tkankach obwodowych monitorują organizm pod kątem obecności antygenów, które następnie pochłaniają, przetwarzają i prezentują na swojej powierzchni w kontekście cząsteczek głównego układu zgodności tkankowej (MHC). Następnie obciążone antygenem komórki dendrytyczne migrują do narządów immunologicznych, gdzie prezentują przetworzony antygen limfocytom T, wywołując specyficzne odpowiedzi immunologiczne. Jednym ze sposobów oceny zdolności migracyjnych komórek dendrytycznych jest ich znakowanie barwnikami fluorescencyjnymi 4.

W niniejszym opracowaniu demonstrujemy zastosowanie fluorescencyjnych nanokryształów Qdot do znakowania komórek dendrytycznych (DC) pochodzących z szpiku kostnego myszy. Zaletą takiego znakowania jest fakt, że nanokryształy Qdot charakteryzują się stabilną i trwałą fluorescencją, co czyni je idealnymi do wykrywania znakowanych komórek w odzyskanym materiale tkankowym. Aby to osiągnąć, w pierwszej kolejności komórki zostaną wyizolowane ze szpiku kostnego myszy i hodowane przez 8 dni w obecności czynnika stymulującego kolonie granulocytów i makrofagów w celu indukcji różnicowania DC. Następnie komórki te zostaną znakowane fluorescencyjnymi kropkami Qdot poprzez krótką inkubację in vitro. Zbarwione komórki można wizualizować za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. Na tym etapie komórki można wstrzyknąć zwierzętom doświadczalnym lub pozostawić do pełnego dojrzewania. in vitro inkubacja ze stymulatorami stanu zapalnego. W naszych badaniach dojrzewanie komórek DC nie determinowało utraty sygnału fluorescencyjnego, a barwienie kropkami kwantowymi (Qdot) nie wpływa na właściwości biologiczne komórek DC. Po wstrzyknięciu komórki te można zidentyfikować w organach odpornościowych za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej po zastosowaniu standardowych procedur sekcji i fiksacji.

Protokół

1. Disekcja kości udowych i piszczelowych myszy oraz hodowla komórek szpiku kostnego

  1. Uśmierć 2 myszy poprzez uduszenie CO2 i ostrożnie wypreparuj piszczele oraz uda, nie przecinając końców kości.
  2. Oczyść kości ze wszystkich przylegających tkanek za pomocą ręcznika papierowego. Należy uważać, aby nie złamać kości.
  3. Zesterylizuj kości poprzez zanurzenie w 70% etanolu na 10 min w szalce Petriego o średnicy 35 mm. Od tego momentu pracę należy prowadzić w komorze z laminarnym przepływem powietrza, aby uniknąć kontaminacji kultur komórkowych.
  4. Wyjmij kości z etanolu i pozostaw do wyschnięcia przez 5 min w szalce Petriego wewnątrz komory z laminarnym przepływem powietrza.
  5. Przetnij kości udowe na pół, a piszczele w ich najcieńszym miejscu. Przepłucz wnętrze kości 1 ml pożywki RPMI (bez surowicy, ale z antybiotykami), używając sterylnej strzykawki w sterylnej szalce Petriego.
  6. Zawiesinę komórkową należy zebrać i przemyć 2X w pożywce RPMI poprzez wirowanie przez 10 min w probówce wirówkowej 15 ml przy 1,100 RPM w wirówce chłodzącej (4°C) z rotorem z koszyczkami odchylanymi.
  7. Po ostatnim przemyciu resuspenduj komórki w 2 ml buforu lizującego ACK i inkubuj przez 5 min w temperaturze pokojowej w celu eliminacji erytrocytów.
  8. Dodaj 13 ml pożywki RPMI z 10% FBS, resuspenduj i przemyj 2X w tej pożywce przy użyciu tych samych parametrów, które opisano w punkcie 1.6.
  9. Policz komórki, dostosuj stężenie do 2 x 105 cells/ml za pomocą RPMI 10% FBS i dodaj rm-GM-CSF (stężenie końcowe 20 ng/ml) 5.
  10. Przenieś 10 ml tej zawiesiny do sterylnej szalki Petriego o średnicy 10 cm jakości mikrobiologicznej i inkubuj w inkubatorze CO2 (37°C, 5% CO2).
  11. Po trzech dniach dodaj kolejne 10 ml pożywki RPMI 10% FBS z 20 ng/l rmGM-CSF do każdej z przygotowanych płytek.
  12. Po kolejnych trzech dniach pobierz 10 ml zawiesiny komórkowej z każdej szalki Petriego, odwiruj zgodnie z opisem w punkcie 1.6, resuspenduj w tej samej objętości RPMI 10% FBS z rmGM-CSF i przelej z powrotem do szalki Petriego. Komórki inkubuj przez kolejne 2 dni w inkubatorze CO2.

2. Izolacja i znakowanie komórek DC

  1. Po 8 dniach hodowli słabo przylegające komórki odzyskuje się poprzez przemycie szalek Petri świeżą pożywką. Protokół ten pozwala nam uzyskać około 2-4 x108 DC. Fenotyp DC można przeanalizować za pomocą cytometrii przepływowej.
  2. Zebrane komórki znakuje się następnie przy użyciu zestawu Qtracker 655 Cell Labeling Kit, ściśle według instrukcji producenta.
  3. Otrzymaliśmy doskonałe wyniki, znakując mysie DC pochodzące z szpiku kostnego kropkami kwantowymi Qdots w stężeniu 10 nM. Aby to osiągnąć, równe objętości komponentów A i B zestawu Qtracker Cell Labeling Kit miesza się, inkubuje przez 5 min w temperaturze pokojowej, a następnie natychmiast rozcieńcza 1/100 we świeżej pożywce, mieszając w wortexie przez 30 s.
  4. Aby zbarwić 5 x 106 DC, należy zmieszać w probówce typu Eppendorf po 5 μl każdego z komponentów zestawu A i B i inkubować przez 5 min w temperaturze pokojowej. Następnie dodaje się 1 ml RPMI z 10% FBS, inkubuje i miesza w wortexie przez 30 sekund.
  5. Dodaje się 0,5 ml zawiesiny komórkowej zawierającej 5 x106 DC i inkubuje w 37°C przez 60 min.
  6. Następnie komórki przemywa się 2 razy w RPMI z 10% FBS (1 100 RPM). Komórki można resuspenderować w RPMI do dalszej hodowli lub w PBS w celu wstrzyknięcia myszom doświadczalnym.

3. Ocena oznakowanych DC

  1. Znakowanie komórek można ocenić za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. W tym celu kroplę zawiesiny komórkowej nanosi się na szkiełko przedmiotowe, przykrywa szkiełkiem nakrywką i analizuje pod mikroskopem fluorescencyjnym, przyjmując, że kropki kwantowe (Qdots) te mają odpowiednio widma emisji 565nm oraz wzbudzenia 405–525nm (Rys. 3)
  2. Na tym etapie oznakowane komórki można wykorzystać do iniekcji u zwierząt lub można indukować ich dojrzewanie poprzez inkubację przez 48 h (37°C, 5 CO2) w obecności LPS (100 ng/ml) i TNF- (20 ng/ml). Znakowanie fluorescencyjne nie jest zaburzone przez dojrzewanie komórek dendrytycznych (DC) (Rys. 4).

4. Reprezentatywne wyniki:

W niniejszej pracy opisano sposób preparowania komórek dendrytycznych (DC) pochodzących z szpiku kostnego myszy oraz metodę ich znakowania fluorescencyjnymi kropkami kwantowymi (Qdots). Rys. 1 podsumowuje procedurę pozyskiwania komórek, natomiast Rys. 2 przedstawia procedurę ich znakowania kropkami Qdots. Jak pokazano na Rys. 3, niemal wszystkie komórki zostają znakowane tą metodą, co nie jest zaburzone przez dojrzewanie DC pod wpływem czynników zapalnych (Rys. 4). Rys. 5 wykazuje, że DC zabarwione kropkami Qdots (Rys. 5a) zachowują się podobnie do komórek niezabarwionych po podaniu koktajlu zapalnego. Obie preparacje komórkowe w podobny sposób zwiększają ekspresję cząsteczek kostymulujących (Rys. 5b) oraz produkują podobne ilości IL-6 (Rys. 5c) i tlenku azotu (Rys. 5d) po stymulacji dojrzewania. Jest to zgodne z wcześniej opublikowanymi danymi wskazującymi, że barwienie kropkami Qdots nie wpływa na zdolność DC do przekształcania się w dojrzałe komórki zdolne do wywoływania odpowiedzi immunologicznych [6]. Tak przygotowane komórki mogą być następnie wykorzystane do iniekcji u zwierząt doświadczalnych. Jak pokazano na Rys. 6, dwa dni po dożylnym wstrzyknięciu znakowanych DC myszom, udało się wykryć komórki zabarwione kropkami Qdots w śledzionie. Jest to również zgodne z wcześniej opublikowanymi danymi wykazującymi zastosowanie nanokryształów Qdots do oceny migracji DC in vivo [6] za pomocą nieinwazyjnego obrazowania i cytometrii przepływowej.

Schemat ekstrakcji szpiku kostnego myszy; komórki szpiku hodowane z GM-CSF do badania komórek.
Rycina 1. Schemat blokowy generowania DC ze szpiku kostnego. Przedstawiono tutaj proces pozyskiwania DC pochodzących ze szpiku kostnego. Obie kości piszczelowe i udowe są preparowane i oczyszczane z otaczających tkanek. Końce kości pozostają nienaruszone, a wnętrza kości są płukane pożywką. Po usunięciu erytrocytów komórki szpiku kostnego są hodowane przez 8 dni w obecności GM-CSF w celu ich różnicowania w DC.

Schemat procesu znakowania fluorescencyjnego komórek DC z wykorzystaniem mikroskopii; przedstawia procedurę krok po kroku.
Rycina 2. Schemat procedury znakowania. Równe ilości komponentów A i B z zestawu Qtracker Cell Labeling Kit miesza się w probówce typu Eppendorf. Komórki dendrytyczne pobiera się z 8-dniowych hodowli szpiku kostnego z dodatkiem GM-CSF i miesza z barwnikiem znakującym przez 60 min w 37°C. Następnie komórki przemywa się w pożywce, aby usunąć nadmiar cząstek znakujących.

Obraz z mikroskopii fluorescencyjnej, wyróżnione struktury komórkowe, emisja czerwona, analiza mikroskopowa.
Rysunek 3. Mikrofotografia fluorescencyjna komórek DC bezpośrednio po znakowaniu. Kroplę znakowanych komórek nanieśli na szkiełko przedmiotowe i przykryli szkiełkiem nakrywkowym. Następnie próbki oceniono za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego, a obrazy zarejestrowano przy użyciu cyfrowej kolorowej kamery CCD Micropublisher 5.0 (Qimaging, Surrey, BC Kanada).

Obrazowanie komórkowe, mikroskopia fluorescencyjna, komórki barwione na czerwono i niebiesko, identyfikacja DNA, badanie mikroskopowe.
Rycina 4. Mikrofotografia fluorescencyjna komórek DC po 48 h dojrzewania in vitro. Oznakowane komórki DC hodowano przez 48 h z LPS (100 ng/ml) i TNF-α (20 ng/ml) na szkiełkach przedmiotowych w inkubatorze CO2 (37°C, 5% CO2). Następnie próbki przemyto PBS (5 min, 2X), utrwalono acetonem (15 min, 4°C) i podbarwiono DAPI. Komórki oceniono pod mikroskopem fluorescencyjnym w sposób opisany powyżej.

Analiza cytometrii przepływowej: histogramy CD40, CD86; stężenie IL-6, poziomy azotanów na wykresach słupkowych.
Rycina 5. Aktywność biologiczna dojrzałych komórek DC znakowanych kropkami kwantowymi (Qdot). Oznakowane komórki DC dojrzewające in vitro zgodnie z powyższym protokołem analizowano za pomocą cytometrii przepływowej (A) oraz (B). (A) Komórki znakowane Qdot dają silny sygnał w kanale FL3 (PercP). Histogram zacieniowany: kontrola nieznakowana. (B) Komórki DC znakowane Qdot oraz nieznakowane barwiono dodatkowo swoistymi przeciwciałami przeciwko markerom dojrzewania CD86 i CD40, a także kontrolami izotypowymi. Następnie komórki analizowano w cytometrze przepływowym FACSort (Becton Dickinson, San Jose, CA). Dodatkowo oznaczono poziom IL-6 (C) oraz tlenku azotu (NO) w naddatkach dojrzałych komórek DC znakowanych Qdot i w kontrolach. Poziomy IL-6 i tlenku azotu określono za pomocą analizy ELISA i testu Griessa, zgodnie z naszymi wcześniejszymi opisami 7, 8. Wszystkie dane przedstawione na tej rycinie są reprezentatywne dla dwóch lub trzech niezależnych eksperymentów, które dały podobne wyniki. Dane analizowano metodą ANOVA przy użyciu oprogramowania GraphPad.

Obrazy z mikroskopii fluorescencyjnej, lokalizacja białek, jądra komórkowe barwione na niebiesko, czerwone plamki sygnału.
Rycina 6. Wykrywanie znakowanych komórek DC w wypreparowanych tkankach. Znakowane dojrzałe komórki DC (1x106 komórek) wstrzyknięto dożylnie myszom C57BL/6. (A) Po dwóch dniach myszy uśmiercono, a śledziony pobrano, zamrożono gwałtownie, zatopiono w OCT i przygotowano przekroje o grubości 8 μM przy użyciu kriotomu. Następnie próbki utrwalono acetonem (15 min, 4°C) i przeciwbarwiono DAPI. Komórki oceniano pod mikroskopem fluorescencyjnym w sposób opisany powyżej. Ryc. 6a: powiększenie 40X, Ryc. 6b: powiększenie 100X, Ryc. 6C: powiększenie 400X.

Dyskusja

Mysie komórki dendrytyczne (DCs) linii mieloidalnej były szeroko wykorzystywane w celu określenia skuteczności i ulepszenia szczepionek opartych na DCs, badania oddziaływań między DCs a limfocytami T lub rozwoju DCs, a także określenia ich roli w różnych chorobach 9-11. W niniejszym materiale pokazujemy, jak generować DCs z prekursorów odzyskanych z szpiku kostnego piszczeli i kości udowych. Odzyskujemy kości bez odcinania końców, co pozwala nam na ich sterylizację poprzez zanurzenie w 70% etanolu, zmniejszając tym samym prawdopodobieństwo kontaminacji. Aby zróżnicować DCs z komórek szpiku kostnego, stosujemy wyłącznie GM-CSF, zgodnie z wcześniejszym opisem 5. Chociaż niektóre protokoły wykorzystują również IL-4, zgłaszano, że cytokina ta nie jest konieczna przy pracy z wysokimi stężeniami GM-CSF 12. Rzeczywiście, wykazaliśmy wcześniej, że DCs te są zdolne do indukowania odpowiedzi immunologicznych 13. Należy również pamiętać, aby z 8-dniowych kultur odzyskiwać wyłącznie słabo przylegające komórki, przepłukując szalki Petriego medium, ponieważ komórki przytwierdzone wykazują fenotyp bardziej zbliżony do monocytów. Przedstawiamy tutaj znakowanie DCs fluorescencyjnymi cząsteczkami Qdot. Znakowanie to posiada pewne zalety w stosunku do innych metod. Po pierwsze, cząsteczki Qdot są łatwo wbudowywane do komórek. Po drugie, sygnał fluorescencyjny jest bardzo silny i nie ulega zmianie podczas dojrzewania DCs. Po trzecie, fluorescencja nie zanika, gdy komórki lub tkanki są utrwalane rozpuszczalnikami takimi jak aceton, w przeciwieństwie do sytuacji, gdy do znakowania DCs używa się GFP 14, co daje większą elastyczność przy wyborze protokołów barwienia. Wreszcie, silny sygnał fluorescencyjny generowany przez te cząsteczki umożliwia wizualizację komórek mimo autofluorescencji tkanek. Jak opisano wcześniej 6, barwienie Qdot nie wpłynęło na zdolność tych komórek do dojrzewania. Wykazujemy tutaj, że DCs zabarwione Qdot zachowują się podobnie jak DCs niezabarwione, zwiększając ekspresję cząsteczek kostymulujących oraz produkując IL-6 i tlenek azotu w odpowiedzi na bodźce zapalne. Choć DCs są komórkami wyspecjalizowanymi w inicjowaniu odpowiedzi immunologicznych, wykazano, że biorą one udział w stanach patologicznych, takich jak nowotwory i miażdżyca 4, 15, 16. Twierdzono również, że uczestniczą one w procesie angiogenezy 17, 18, a nawet sugerowano ich strukturalny udział w tworzeniu nowych naczyń 19, 20. Zatem metody pozwalające na śledzenie DCs in vivo i określanie ich lokalizacji geograficznej w różnych tkankach 4, 21, 22 są bardzo cenne.

Oświadczenia

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Praca ta została częściowo sfinansowana przez NIH w ramach grantu R15 CA137499-01 (F.B.) oraz z funduszy startowych Ohio University (F.B.).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy C57BL/6Jackson LaboratorySamice, wiek 6-8 tygodni
RPMIInvitrogen11875-119
Płodowa surowica bydlęca, kwalifikowanaInvitrogen10437-028
Antybiotyk-antymykotykInvitrogen15240-096
PBSInvitrogen10010-049
Bufor do lizy ACKLonza Inc.10-548E
Rekombinowany mysi GM-CSFPeproTech Inc315-03
Zestaw do znakowania komórek Qtracker 655InvitrogenQ25021MP
LipopolisacharydInvitrogentlrl-eblps
Rekombinowany mysi TNF alphaPeproTech Inc315-01A
Przeciwciało CD86BD Biosciences553691
Przeciwciało CD40BD Biosciences553791
System odczynników GriessaPromega Corp.G2930
Przeciwciało wychwytujące IL-6eBioscience13-7061-81
Przeciwciało detekcyjne IL-6eBioscience13-7062-81

Bibliografia

  1. Banchereau, J., Briere, F., Caux, C., Davoust, J., Lebecque, S., Liu, Y. J., Pulendran, B., Palucka, K. Immunobiology of dendritic cells. Annu Rev Immunol. 18, 767-811 (2000).
  2. Bonasio, R., von Andrian, U. H. Generation, migration and function of circulating dendritic cells. Curr Opin Immunol. 18, 503-511 (2006).
  3. Lanzavecchia, A., Sallusto, F. The instructive role of dendritic cells on T cell responses: lineages, plasticity and kinetics. Curr Opin Immunol. 13, 291-298 (2001).
  4. Conejo-Garcia, J. R., Benencia, F., Courreges, M. C., Kang, E., Mohamed-Hadley, A., Buckanovich, R. J., Holtz, D. O., Jenkins, A., Na, H., Zhang, L. Tumor-infiltrating dendritic cell precursors recruited by a beta-defensin contribute to vasculogenesis under the influence of Vegf-A. Nat Med. 10, 950-958 (2004).
  5. Lutz, M. B., Kukutsch, N., Ogilvie, A. L., Rossner, S., Koch, F., Romani, N., Schuler, G. An advanced culture method for generating large quantities of highly pure dendritic cells from mouse bone marrow. J Immunol Methods. 223, 77-92 (1999).
  6. Noh, Y. W., Lim, Y. T., Chung, B. H. Noninvasive imaging of dendritic cell migration into lymph nodes using near-infrared fluorescent semiconductor nanocrystals. Faseb J. 22, 3908-3918 (2008).
  7. Benencia, F., Courreges, M. C., Conejo-Garcia, J. R., Mohamed-Hadley, A., Zhang, L., Buckanovich, R. J., Carroll, R., Fraser, N., Coukos, G., Franco, L. G. HSV oncolytic therapy upregulates interferon-inducible chemokines and recruits immune effector cells in ovarian cancer. Mol Ther. 12, 789-802 (2005).
  8. Gilboa, E., Vieweg, J. Cancer immunotherapy with mRNA-transfected dendritic cells. Immunol Rev. 199, 251-263 (2004).
  9. Grolleau-Julius, A., Abernathy, L., Harning, E., Yung, R. L. Mechanisms of murine dendritic cell antitumor dysfunction in aging. Cancer Immunol Immunother. 58, 1935-1939 (2009).
  10. Yrlid, U., Svensson, M., Johansson, C., Wick, M. J. Salmonella infection of bone marrow-derived macrophages and dendritic cells: influence on antigen presentation and initiating an immune response. FEMS Immunol Med Microbiol. 27, 313-320 (2000).
  11. Lutz, M. B., Schnare, M., Menges, M., Rossner, S., Rollinghoff, M., Schuler, G., Gessner, A. Differential functions of IL-4 receptor types I and II for dendritic cell maturation and IL-12 production and their dependency on GM-CSF. J Immunol. 169, 3574-3580 (2002).
  12. Benencia, F., Courreges, M. C., Coukos, G. Whole tumor antigen vaccination using dendritic cells: comparison of RNA electroporation and pulsing with UV-irradiated tumor cells. J Transl Med. 6, 21-21 (2008).
  13. Probst, H. C., Tschannen, K., Odermatt, B., Schwendener, R., Zinkernagel, R. M., Van Den Broek, M. Histological analysis of CD11c-DTR/GFP mice after in vivo depletion of dendritic cells. Clin Exp Immunol. 141, 398-404 (2005).
  14. Fainaru, O., Adini, A., Benny, O., Adini, I., Short, S., Bazinet, L., Nakai, K., Pravda, E., Hornstein, M. D., D'Amato, R. J., Folkman, J. Dendritic cells support angiogenesis and promote lesion growth in a murine model of endometriosis. Faseb J. 22, 522-529 (2008).
  15. Bobryshev, Y. V., Lord, R. S., Rainer, S., Jamal, O. S., Munro, V. F. Vascular dendritic cells and atherosclerosis. Pathol Res Pract. 192, 462-467 (1996).
  16. Nakai, K., Fainaru, O., Bazinet, L., Pakneshan, P., Benny, O., Pravda, E., Folkman, J., D'Amato, R. J. Dendritic cells augment choroidal neovascularization. Invest Ophthalmol Vis Sci. 49, 3666-3670 (2008).
  17. Huarte, E., Cubillos-Ruiz, J. R., Nesbeth, Y. C., Scarlett, U. K., Martinez, D. G., Buckanovich, R. J., Benencia, F., Stan, R. V., Keler, T., Sarobe, P. Depletion of dendritic cells delays ovarian cancer progression by boosting antitumor immunity. Cancer Res. 68, 7684-7691 (2008).
  18. Fernandez Pujol, B., Lucibello, F. C., Zuzarte, M., Lutjens, P., Muller, R., Havemann, K. Dendritic cells derived from peripheral monocytes express endothelial markers and in the presence of angiogenic growth factors differentiate into endothelial-like cells. Eur J Cell Biol. 80, 99-110 (2001).
  19. Gottfried, E., Kreutz, M., Haffner, S., Holler, E., Iacobelli, M., Andreesen, R., Eissner, G. Differentiation of human tumour-associated dendritic cells into endothelial-like cells: an alternative pathway of tumour angiogenesis. Scand J Immunol. 65, 329-335 (2007).
  20. Bobryshev, Y. V., Lord, R. S. Mapping of vascular dendritic cells in atherosclerotic arteries suggests their involvement in local immune-inflammatory reactions. Cardiovasc Res. 37, 799-810 (1998).
  21. Bobryshev, Y. V., Lord, R. S. Co-accumulation of dendritic cells and natural killer T cells within rupture-prone regions in human atherosclerotic plaques. J Histochem Cytochem. 53, 781-785 (2005).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

kom rki dendrytyczne szpiku kostnegoznakowanie nanokryszta ami Qdotmikroskopia fluorescencyjnacytometria przep ywowar nicowanie indukowane GM CSFizolacja kom reksekcja tkanekprezentacja antygenumigracja kom rekledzenie fluorescencyjne
Generowanie i znakowanie nanocząsteczkami kropek kwantowych komórek dendrytycznych pochodzących z szpiku kostnego myszy na potrzeby badań śledzących
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.