Metoda cytometrii przepływowej do identyfikacji i analizy molekularnej mysich progenitorów i prekursorów erytroidalnych specyficznych dla stadium różnicowania, bezpośrednio w świeżo pobranym szpiku kostnym, śledzionie lub wątrobie płodowej myszy. Analiza opiera się na markerach powierzchniowych CD71, Ter119 oraz wielkości komórek.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Identyfikacja i analiza prekursorów erytroidalnych myszy z wykorzystaniem analizy cytometrycznej CD71/TER119
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Badania nad erytropoezą mają na celu zrozumienie procesu powstawania krwinek czerwonych z wcześniejszych progenitorów hematopoetycznych i erytroidalnych. W szczególności tempo powstawania krwinek czerwonych jest regulowane przez hormon erytropoetynę (Epo), której synteza jest wyzwalana przez hipoksję tkankową. Zagrożenie dla odpowiedniego utlenowania tkanek skutkuje gwałtownym wzrostem poziomu Epo, co napędza zwiększenie tempa erytropoezy – proces ten znany jest jako odpowiedź na stres erytropoetyczny. Wynikający z tego wzrost liczby krążących krwinek czerwonych poprawia dostarczanie tlenu do tkanek. Sprawna odpowiedź na stres erytropoetyczny jest zatem kluczowa dla przeżycia i regeneracji w warunkach fizjologicznych i patologicznych, takich jak przebywanie na dużych wysokościach, anemia, krwotok, chemioterapia czy transplantacja komórek macierzystych.
Mysz jest kluczowym modelem w badaniach nad erytropoezą i jej odpowiedzią na stres. Definitywna (typu dorosłego) erytropoeza u myszy zachodzi w wątrobie płodowej między 12,5 a 15,5 dniem embrionalnym, w śledzionie noworodka oraz w śledzionie i szpiku kostnym dorosłych osobników. Klasyczne metody identyfikacji progenitorów erytroidalnych w tkankach opierają się na zdolności tych komórek do tworzenia kolonii erytrocytów po wysianiu w półstałych mediach zawierających Epo. Ich potomstwo w postaci prekursorów erytroidalnych jest identyfikowane na podstawie kryteriów morfologicznych. Żadna z tych klasycznych metod nie umożliwia uzyskania dużej liczby komórek erytroidalnych specyficznych dla konkretnego stopnia różnicowania do badań molekularnych. Przedstawiamy tutaj metodę cytometryczną do identyfikacji i badania progenitorów i prekursorów erytroidalnych specyficznych dla stopnia różnicowania, bezpośrednio w kontekście świeżo wyizolowanej tkanki mysiej. Analiza opiera się na markerach powierzchniowych komórek CD71 i Ter119 oraz na parametrze „forward-scatter” w cytometrii przepływowej, który jest funkcją wielkości komórki. Analiza CD71/Ter119 może być wykorzystana do badania progenitorów erytroidalnych podczas ich odpowiedzi na stres erytropoetyczny in vivo, na przykład u myszy z anemią lub myszy utrzymywanych w warunkach niskiego poziomu tlenu. Może być również stosowana do badania progenitorów erytroidalnych bezpośrednio w tkankach genetycznie zmodyfikowanych dorosłych myszy lub embrionów, w celu oceny specyficznej roli zmodyfikowanej ścieżki molekularnej w erytropoezie.
Protokół
1. Pobieranie tkanek
- Przygotować probówki zawierające od 2 do 5 ml zimnego buforu do barwienia (fosforanowy bufor solny (PBS) z dodatkiem 0,2% BSA i 5mM glukozy). Przed pobraniem tkanek przechowywać probówki w lodzie.
- Uśmiercić myszy zgodnie z odpowiednim, zatwierdzonym protokołem (np. inhalacja CO2 z następującym po niej zwichnięciem kręgów szyjnych).
- Pobrać krew poprzez punkcję serca do probówek do pobierania krwi z EDTA lub heparyną w celu późniejszej analizy, np. hematokryty, liczby retikulocytów lub morfologii krwi (CBC).
- Pobrać śledzionę i kości, umieszczając tkanki z każdej myszy w oddzielnej probówce przygotowanej w kroku 1. Łatwy dostęp do śledziony znajduje się po lewej stronie. W celu pobrania szpiku kostnego należy pobrać jedną lub obie kości udowe. Pobrane tkanki przechowywać w lodzie.
- W razie potrzeby zważyć śledzionę. U myszy wykazujących odpowiedź na stres erytropoetyczny prawdopodobnie wystąpi znaczny wzrost masy śledziony.
2. Przygotowanie komórek śledziony
- Używając uprzednio zwilżonego tłoka strzykawki 3 ml, delikatnie przeciśnij śledzionę lub jej fragment (idealnie 0,1 g lub mniej, co odpowiada około 108 komórek) przez sterylne sito komórkowe o oczkach 40 μm (Fisherbrand, numer katalogowy 2363547 lub inny), umieszczone na probówce stożkowej 50 ml. Podczas tej procedury trzymaj probówkę w lodzie. Przepłucz komórki przez sito, używając łącznie 2 ml buforu do barwienia.
- Delikatnie pipetuj przefiltrowaną zawiesinę komórkową, aby rozbić ewentualne małe skupiska. W razie potrzeby ponownie przefiltruj komórki.
- Przemyj komórki dwukrotnie poprzez wirowanie i resuspenduj w zimnym buforze.
- Policz komórki za pomocą hemocytometru. Typowa wydajność wynosi 1-2 x 108 komórek ze śledziony. Do analizy cytometrycznej odmierz od 1 do 2 milionów komórek na próbkę, przenosząc je do probówek do barwienia FACS (BD Falcon, polistyrenowe probówki z okrągłym dnem, 352008) lub do płytki 96-dołkowej z dnem w kształcie litery U (BD Falcon 353910). Objętość barwienia próbki wynosi 20 μl, aby uzyskać końcowe stężenie komórek od 0,5 do 1 x 107 komórek/ml lub 1-2 x 106 komórek/ 20 μl próbki.
3. Przygotowanie komórek szpiku kostnego
- Przygotować strzykawki o pojemności 1 lub 3 ml z założonymi igłami 26G, uprzednio napełnione zimnym buforem do barwienia.
- Usunąć mięśnie przyczepione do kości udowej, aby wyraźnie uwidocznić kość.
- Używając ostrych nożyczek chirurgicznych, odciąć oba końce kości udowej tak blisko końców kości, jak to możliwe. Powinno to odsłonić mały otwór na każdym z odciętych końców, prowadzący do jamistej części szpiku kostnego, która przebiega przez całą długość kości udowej.
- Używając strzykawek przygotowanych w kroku 1, wprowadzić igłę przez jeden z tych otworów i delikatnie wypłukać szpik przez otwór po drugiej stronie do probówki.
- Rozdzielić wypłukane komórki poprzez delikatne pipetowanie, a następnie przefiltrować przez sito 40 μm, analogicznie do procedury dla śledziony opisanej powyżej (patrz sekcja 2.1).
- Przemyć komórki dwukrotnie poprzez wirowanie w zimnym buforze do barwienia.
- Policzyć komórki i resuspender zgodnie z opisem w sekcji 2.4. Typowa wydajność wynosi około 107 komórek na jedną kość udową.
4. Przygotowanie komórek wątroby płodowej
- Aby przygotować samice myszy w określonej dobie ciąży, należy zestawić myszy do kojarzenia wieczorem, a następnie sprawdzić obecność czopów pochwowych następnego dnia przed godziną 10:0; dzień wykrycia czopu pochwowego uznaje się za dzień 0,5. Personel weterynaryjny może pomóc badaczom nieznajomym z tą techniką w identyfikacji ciężarnych samic. Ciążę można również określić poprzez monitorowanie masy ciała myszy.
- Samice myszy w określonej dobie ciąży są uśmiercane między 12,5 a 14,5 dniem ciąży. Rogi macicy są usuwane do szalki Petriego zawierającej lodowatą pożywkę hodowlaną lub bufor barwiący.
- Z każdej macicy wyjmuje się zarodki i wypreparowuje wątrobę płodową. W przypadku zarodków w 12,5 dniu rozwoju (E12,5) lub młodszych wymagane jest użycie mikroskopu stereotypowego.
- Wątroby można dysocjować mechanicznie poprzez pipetowanie w buforze, a następnie przetwarzać pojedynczo w płytkach 96-dołkowych lub łączyć w pule, w zależności od wymagań eksperymentalnych.
- Wątroba płodowa w dniu E13,5 zawiera ok. 107 komórek. Komórki przemywa się dwukrotnie w buforze barwiącym i resuspendTime w objętości 20 μl, tak aby uzyskać stężenie 1-2 x 106 komórek/próbkę do analizy cytometrycznej.
5. Barwienie przeciwciałami do cytometrii przepływowej
- Przygotować mieszaninę wstępną do barwienia przeciwciałami pierwszorzędowymi, przeznaczoną dla wszystkich próbek z wyjątkiem próbek kontrolnych, zawierającą następujące składniki:
- ChromePure Rabbit IgG (Jackson, 015-00-03) do końcowego stężenia 20μg/ml. Należy sprawdzić stężenie roztworu zapasowego na butelce (może ono być zmienne). Jest on stosowany do blokowania receptorów Fc w komórkach mysich; jako alternatywa można zastosować mysie IgG lub szczurze IgG. Wybór gatunku zależy od potencjalnej obecności w protokole barwienia przeciwciał wtórnych skierowanych przeciwko pierwszorzędowym przeciwciałom szczurzym/mysim/kroliczym; w takim przypadku gatunków tych nie można stosować jako przeciwciał blokujących. Alternatywnie, zamiast oczyszczonego IgG można zastosować 5% serum królika. Kolejną alternatywą jest użycie przeciwciał monoklonalnych lub fragmentów Fab skierowanych przeciwko mysim receptorom Fc. Poniższy podstawowy protokół nie obejmuje żadnych przeciwciał wtórnych, zatem można zastosować IgG każdego z trzech wymienionych gatunków.
- CD71-FITC, rozcieńczone 1:20 (stężenie zapasowe 0.5mg/ml, BD-Biosciences, 5326)
- Ter19-PE, rozcieńczone 1:20 (stężenie zapasowe 0.2mg/ml, BD-Biosciences, 53673)
- Wszelkie dodatkowe przeciwciała skierowane przeciwko interesującym epitopom powierzchniowym, np. przeciwciała przeciwko Fas lub FasL (patrz 1,2). Delikatnie wymieszać roztwór przeciwciał, odwracając probówkę 2-3 razy.
- Dodać 20 μl mieszaniny wstępnej do każdej próbki komórek i delikatnie resuspenderć komórki.
- Przygotować kontrolne próbki komórek w następujący sposób:
- 'Nebarwione': komórki te pozostawia się w buforze do barwienia w celu określenia tła autofluorescencji komórek.
- Kontrole 'pojedynczego koloru': jedna taka kontrola jest wymagana dla każdego przeciwciała/koloru użytego w protokole. Komórki w tych kontrolach barwi się albo bezpośrednio sprzężonym przeciwciałem pierwszorzędowym, albo zarówno przeciwciałem pierwszorzędowym, jak i sprzężonym przeciwciałem wtórnym. Kontrole te służą do korekcji nakładania się widm pomiędzy kanałami.
- Kontrole 'fluorescencji minus jeden' (FMO): jedna taka kontrola jest wymagana dla każdego przeciwciała/koloru w protokole: komórki barwi się wszystkimi kolorami/przeciwciałami z protokołu z wyjątkiem koloru/przeciwciała, dla którego przygotowywana jest kontrola FMO. Kontrola FMO dla konkretnego kanału pozwala określić rzeczywiste tło dla tego kanału. Może ona zawierać niespecyficzne przeciwciało tego samego izotypu, sprzężone z tym samym znacznikiem fluorescencyjnym co przeciwciało testowe (kontrola izotypowa).
- Inkubować próbki i odpowiednie kontrole w barwniku z przeciwciałami pierwszorzędowymi na lodzie przez 45 min do 1 godziny w ciemności (przykryć wiadro z lodem folią aluminiową).
- Po zakończeniu inkubacji wypłukać komórki, dodając 3ml buforu do barwienia do każdej probówki z próbką i wirując przez 3 min do 5 min przy około 40 x g w temperaturze 4°C. W przypadku użycia płytek 96-dołkowych, wypłukać komórki trzykrotnie w objętości 20 μl.
- Jeśli dotyczy, zastosować barwienie przeciwciałami wtórnymi. Procedurę aplikacji i płukania przeprowadzić analogicznie jak w przypadku barwienia pierwszymi przeciwciałami.
- Jeśli dotyczy, na koniec inkubacji zastosować barwienie Aneksyną V, używając buforu HEPS zgodnie z instrukcją producenta. Barwienie to przeprowadza się przez 15 minut w temperaturze pokojowej lub przez 1 godzinę na lodzie.
- Komórki resuspenderć do analizy cytometrycznej w roztworze do barwienia zawierającym nieprzenikający do wnętrza komórek barwnik DNA, aby wykluczyć martwe komórki. Dostępnych jest kilka barwników DNA, w tym jodek propidyny, 7-amino-aktynomycyna D (7AAD) lub DAPI. Wybór zależy od dostępnych kanałów, uwzględniając kanały zajęte przez specyficzne barwienie przeciwciałami oraz kanały dostępne w cytometrze przepływowym. 7AAD pozyskuje się z BD-Biosciences (5925) i stosuje zgodnie z instrukcją producenta. Dla barwienia DAPI przygotować roztwór zapasowy o stężeniu 1mg/ml w dimetyloformamidzie (DMF) z proszku (Roche, nr kat. 236276), przechowywać w -20°C i rozcieńczać 1:10 0 do 1:15 00 w buforze do barwienia.
6. Sortowanie przepływowe
- Komórki znakuje się przeciwciałami przeciwko CD71, Ter19, markerami linii komórkowych oraz barwnikiem żywotności, zgodnie z opisem dla analizy cytometrycznej (sekcja 5). Stężenie komórek podczas znakowania może zostać zwiększone do 5 x 107/ml.
- Aby przygotować główną mieszaninę markerów linii (lineage master mix), wymieszać równe objętości każdego z następujących przeciwciał:
- FITC Rat Anti-Mouse CD41 MWReg30, BD Pharmingen 53848
- FITC Rat Anti-Mouse CD45R/B20 RA3-6B2, BD Pharmingen 53087
- FITC Hamster Anti-Mouse CD3e 145-2C1, BD Pharmingen 53061
- FITC Rat Anti-Mouse CD1b/Mac-1 M1/70, BD Pharmingen 57396
- FITC Rat Anti-Mouse Ly-6G and Ly-6C (Gr-1) RB6-8C5, BD Pharmingen 53126
- Stosować główną mieszaninę w rozcieńczeniu 1:80 (co odpowiada rozcieńczeniu 1:40 dla każdego z poszczególnych roztworów przeciwciał o stężeniu 0,5 mg/ml).
- Stosować warunki sortowania przy niskim ciśnieniu i szerokie dysze. W przypadku urządzenia Aria (BD Biosciences) stosujemy dyszę 10 μ i ciśnienie 20 psi.
- Bufor do zbierania: PBS z dodatkiem 20% płodowej surowicy bydlęcej (Fetal Bovine Serum).
- Aby sprawdzić czystość posortowanych populacji, należy ponownie przeanalizować niewielką alikwot z każdej próbki w buforze zawierającym barwnik żywotności (7AAD lub podobny).
7. Reprezentatywne wyniki:
Barwienie CD71/Ter119 szpiku kostnego lub śledziony osobników dorosłych pozwala zidentyfikować sekwencję rozwojową czterech podgrup, oznaczonych jako ProE, EryA, EryB i EryC (Rysunek 1) 1. Morfologicznie odpowiadają one coraz bardziej dojrzałym erytroblastom. Rysunek 1 przedstawia sekwencję bramkowania na etapie analizy danych, która pozwala wykluczyć bardzo małe zdarzenia (w tym jądra komórkowe, erytrocyty), komórki zagregowane oraz komórki martwe.
Ekspresję białek powierzchniowych komórek dla każdej z tych podgrup można mierzyć jednocześnie, dodając odpowiednie przeciwciała w tym samym czasie, co barwienie na Ter19 i CD71. Rysunek 1 przedstawia przykład ekspresji powierzchniowej receptora śmierci Fas 1. Pomiar ten przeprowadzono u myszy wstrzykniętych Epo oraz u myszy kontrolnych, którym wstrzyknięto sól fizjologiczną. Wyraźnie widać, że Epo hamuje ekspresję Fas w populacji EryA in vivo 1.
Można również zmierzyć ekspresję białek wewnątrzkomórkowych lub status cyklu komórkowego dla komórek w każdej podgrupie. Rysunek 2 przedstawia reprezentatywną analizę cyklu komórkowego świeżo pobranych komórek szpiku kostnego. Pomiary te wymagają, oprócz barwienia powierzchni komórek przeciwciałami CD71 i Ter19, utrwalenia i permeabilizacji komórek w celu znakowania wewnątrzkomórkowego (patrz sekcja Dyskusja).
W wątrobie płodowej komórki nieerytroidalne są najpierw wykluczane poprzez bramkowanie (gating) na komórki „Lin-”, które są negatywne pod względem CD41, Mac-1, Gr-1, B20 i CD3 (Rysunek 3). Pozostałe komórki są podzielone na 6 podgrup, od S0 do S5. Dokładny wzorzec komórek w wątrobie płodowej zależy od wieku embrionalnego (patrz sekcja Dyskusja). Przedstawiono reprezentacyjną analizę cyklu komórkowego dla podgrupy S3 w wątrobie płodowej w stadium E13,5 (Rysunek 4).
Rycina 1. Podzbiory erytroidalne CD71/Ter19 w śledzionie myszy. A. Strategia bramkowania: Komórki śledziony zostały przetworzone i znakowane przeciwciałami skierowanymi przeciwko CD71, Ter19 i Fas. Niniejszy rysunek przedstawia strategię analizy po etapie akwizycji danych. Histogram I pokazuje wszystkie zarejestrowane zdarzenia. Brama diagonalna reprezentuje zdarzenia, które prawdopodobnie są pojedynczymi komórkami, z wyłączeniem dubletów lub większych agregatów. Komórki w tej bramie są dalej analizowane w histogramie II. Tutaj wykluczone zostają zdarzenia bardzo małe, prawdopodobnie jądra komórkowe lub debris. Wyselekcjonowane komórki przedstawiono w histogramie III, w którym komórki DAPI-dodatnie, będące prawdopodobnie apoptycznymi komórkami z przepuszczalną błoną, zostają wykluczone z dalszej analizy. Histogram IV przedstawia wynikową populację żywych komórek śledziony. Brama ProE zawiera CD71wysokiTer19pośredni komórki. Ter19wysoki komórki są dalej analizowane na histogramie V. Tutaj CD71wysoki komórki dzielą się na mniej dojrzałe, duże erytroblasty „EryA” (CD71wysokiTer19wysokiFSCwysoki) oraz mniejszych, bardziej dojrzałych erytroblastów „EryB” (CD71wysokiTer19wysokiFSCniski). Najbardziej dojrzałym podtypem erytroblastów jest EryC (CD71niskiTer19wysokiFSCniski). Histogram VI przedstawia ekspresję Fas na powierzchni komórek, konkretnie w podgrupie EryA, u myszy w stanie podstawowym (wstrzykiwanych solą fizjologiczną) oraz u myszy, którym wstrzyknięto pojedynczą dawkę Epo. Barwienie przeciwciałem Fas przeprowadzono jednocześnie z barwieniem CD71/Ter19. B. Preparaty cytospinowe komórek wyselekcjonowanych z każdej z wskazanych subpopulacji. Komórki barwiono giemsą oraz diaminobenzydyną; ta druga generuje brązowe zabarwienie w obecności hemoglobiny. Dane z cytospinu zostały pierwotnie opublikowane w pracy Liu. i wsp.., Blood. 206 Jul 1;108(1):123-3. Epub 206 Mar 9.
Rysunek 2. Analiza cyklu komórkowego CD71wysokiTer19wysoki erytroblasty w szpiku kostnym myszy. Myszy otrzymywały dożylnie BrdU, a śledzionę lub szpik kostny pobierano od 30 do 60 minut później. Komórki utrwalono i permeabilizowano, a następnie, oprócz barwienia na CD71 i Ter119, poddano barwieniu na wbudowanie BrdU w replikujący się DNA z użyciem przeciwciała monoklonalnego skierowanego przeciwko BrdU (protokół utrwalania, permeabilizacji i barwienia na BrdU przebiegał zgodnie z instrukcją producenta). Komórki BrdU-dodatnie znajdują się w fazie S cyklu. Komórki w interfazie są BrdU-ujemne i mogą zostać rozróżnione na fazy G1 lub G2/M przy użyciu barwnika DNA 7AAD.
Rycina 3. Subpopulacje erytroidalne CD71/Ter19 w wątrobie płodowej myszy. A. Strategia bramkowania: Komórki wątroby płodowej znakowano przeciwciałami przeciwko CD71, Ter19 oraz koktajlem przeciwciał znakowanych FITC skierowanych przeciwko markerom linii nieerytroidalnych („Lin”). Analizowano ekspresję Lin w komórkach żywych (negatywnych dla 7AAD), a następnie komórki Lin- podzielono na podgrupy erytroidalne od S0 do S5. Młodsza wątroba płodowa (E13) składa się z mniej dojrzałych erytroblastów, co objawia się brakiem komórek w dojrzałych podgrupach S4/S5. B. Preparaty cytospinowe komórek wyizolowanych z każdej z indicated podgrup. Komórki barwiono giemsą oraz diaminobenzydyną; ta druga generuje brunatne zabarwienie w obecności hemoglobiny. Dane z cytospinu zostały pierwotnie opublikowane w Pop i wsp.., PLoS Biol 8(9): e10484. doi:10.1371/journal.pbio.10484 .
Rycina 4. Analiza cyklu komórkowego subpopulacji erytroidalnych wątroby płodowej. Wstrzyknięto BrdU ciężarnym myszom, a po 30–60 minutach pobrano wątroby płodów, utrwalono je, poddano permeabilizacji i barwiono przeciwciałami przeciwko CD71, Ter19 i BrdU. Przedstawiono stan cyklu komórkowego komórek S3.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Metodologia cytometrii przepływowej umożliwia jednoczesne badanie dowolnej funkcji komórkowej, którą można wykryć za pomocą specyficznego przeciwciała lub liganda sprzężonego z fluorescencją, w tym markerów powierzchni komórki, ekspresji białek, przeżywalności komórek, sygnalizacji komórkowej z użyciem przeciwciał fosfospecyficznych 3 oraz stanu cyklu komórkowego. Pomiary te mogą być wykonywane w każdej z kilku podgrup specyficznych dla etapu różnicowania w kontekście świeżo wyizolowanej tkanki erytropoetyczne...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi i przepisami ustanowionymi przez komisję IACUC University of Massachusetts Medical School.
Podziękowania
Dziękujemy centrum cytometrii przepływowej UMass: Richardowi Konzowi, Tedowi Giehlowi, Barbarze Gosselin, Yuehua Gu i Tammy Krupoch. Praca ta była finansowana przez NIH/NHLBI RO1 HL084168 (M.S.) oraz NIH CA T32-130807 (J.R.S.). Wykorzystano również zasoby wspierane przez grant Diabetes Endocrinology Research Center DK32520.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Fas-biotyna | BD Biosciences | 554256 | |
| Streptawidyna-APC | Molecular Probes, Life Technologies | S868 | |
| Sterylne sitko do komórek 40 μm | Fisher Scientific | 22363547 | |
| Polistyrenowe probówki z okrągłym dnem do barwienia FACS | BD Biosciences | 352008 | |
| Płytka 96-dołkowa z dnem w kształcie litery U | BD Biosciences | 353910 | |
| ChromePure Rabbit IgG | Jackson ImmunoResearch | 015-000-003 | |
| CD71-FITC (stężenie zapasowe 0.5mg/ml) | BD Biosciences | 553266 | |
| Ter119-PE (stężenie zapasowe 0.2mg/ml) | BD Biosciences | 553673 | |
| 7AAD | BD Biosciences | 559925 | |
| Proszek DAPI | Roche Group | 236276 | |
| FITC szczurze przeciwmysie CD41 MWReg30 | BD Biosciences | 553848 | |
| FITC szczurze przeciwmysie CD45R/B220 RA3-6B2 | BD Biosciences | 553087 | |
| FITC szczurze przeciwmysie CD411b/Mac-1 M1/70 | BD Biosciences | 557396 | |
| FITC szczurze przeciwmysie Ly-6G i Ly-6C (Gr-1) RB6-8C5 | BD Biosciences | 553126 | |
| FITC chomikowe przeciwmysie CD3e 145-2C11 | BD Biosciences | 553061 | |
| Zestaw APC BrdU Flow | BD Biosciences | 557892 | |
| Aneksyna V-biotyna | BD Biosciences | 556418 |
Bibliografia
- Liu, Y. Suppression of Fas-FasL coexpression by erythropoietin mediates erythroblast expansion during the erythropoietic stress response in. 108, 123-133 (2006).
- Socolovsky, M. Negative Autoregulation by FAS Mediates Robust Fetal Erythropoiesis. PLoS Biol. 5, e252-e252 (2007).
- Krutzik, P. O., Hale, M. B., Nolan, G. P. Characterization of the murine immunological signaling network with phosphospecific flow cytometry. J Immunol. 175, 2366-2373 (2005).
- Socolovsky, M. Ineffective erythropoiesis in Stat5a(-/-)5b(-/-) mice due to decreased survival of early erythroblasts. Blood. 98, 3261-3273 (2001).
- Guihard, S. The MAPK ERK1 is a negative regulator of the adult steady-state splenic erythropoiesis. Blood. 115, 3686-3694 (2010).
- Yu, X. An erythroid chaperone that facilitates folding of alpha-globin subunits for hemoglobin synthesis. J Clin Invest. 117, 1856-1865 (2007).
- Chen, M. L. Erythroid dysplasia, megaloblastic anemia, and impaired lymphopoiesis arising from mitochondrial dysfunction. Blood. 114, 4045-4053 (2009).
- Chen, K. Resolving the distinct stages in erythroid differentiation based on dynamic changes in membrane protein expression during erythropoiesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 17413-17418 (2009).
- McGrath, K. E., Bushnell, T. P., Palis, J. Multispectral imaging of hematopoietic cells: where flow meets morphology. J Immunol Methods. 336, 91-97 (2008).
- Pop, R. A key commitment step in erythropoiesis is synchronized with the cell cycle clock through mutual inhibition between PU.1 and S-phase progression. PLoS Biol. 8, (2010).
- Borsook, H., Lingrel, J. B., Scaro, J. L., Millette, R. L. Synthesis of haemoglobin in relation to the maturation of erythroid cells. Nature. 196, 347-350 (1962).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
