Ksenograf guza torebki nerkowej: technika generowania eksperymentalnego modelu zwierzęcego do oceny kancerogenezy prostaty

Wszystkie procedury dotyczące modeli zwierzęcych zostały sprawdzone przez lokalny instytucjonalny komitet opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Zabieg chirurgiczny: Ksenograf kapsułki nerkowej

1. Przed indukcją znieczulenia obserwuj mysz, aby zapewnić zdrowie i dobre samopoczucie.
2. Umieść mysz w komorze w celu indukcji znieczulenia izofluranem w tempie 3-5%. Gdy zwierzę przestanie się poruszać, a częstość oddechów zmniejszy się, przenieś się na stożek nosowy w pozycji leżącej i utrzymuj znieczulenie na poziomie 1-3%.
3. W razie potrzeby użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić tył myszy. Nie jest to konieczne w przypadku korzystania z myszy atymicznych nude (nu/nu).
4. Mocno dociśnij taśmę wyprostowanej tylnej części stopy, aby ocenić adekwatność znieczulenia. Jeśli mysz reaguje na nacisk, potrzeba więcej czasu, aby znieczulenie zadziałało. W razie potrzeby nieznacznie dostosuj przepływ znieczulenia, aby uzyskać odpowiednie znieczulenie.
5. Gdy mysz jest odpowiednio znieczulona, zdezynfekuj miejsce operowane roztworem jodu chirurgicznego (Betadine), a następnie 70% alkoholem.
6. Załóż sterylne rękawiczki i fartuchy, nałóż sterylne obłożenia na miejsce operacji. Podnieś tylną skórę za pomocą kleszczy zębatych i za pomocą grubych nożyczek wykonaj 2-3 cm nacięcie w grzbietowej linii środkowej.
7. Za pomocą nożyczek lub sondy oddziel leżącą pod spodem skórę właściwą od ściany ciała (po obu stronach nacięcia w przypadku przeszczepu obustronnego lub po jednej stronie w przypadku przeszczepu jednostronnego).
8. Ustaw mysz w pozycji bocznej i zidentyfikuj lokalizację nerki, patrząc na profil nerkowy przez ścianę mięśniową. Delikatne ręczne naciskanie kciukiem i palcem wskazującym na brzuch może pomóc w wizualizacji narządów wewnętrznych.
9. Używając cienkich nożyczek do tęczówki i uważając, aby uniknąć głównych naczyń krwionośnych i nerwów rdzeniowych, wykonaj 1 cm nacięcie w ścianie ciała równolegle do kręgosłupa. Poszerz to nacięcie do 1,5-2,0 cm (nieco dłuższe niż długa oś nerki), delikatnie otwierając nożyczki szerzej po umieszczeniu ich w początkowym nacięciu.
10. Zewnętrzizuj nerkę, wywierając delikatny nacisk na zewnątrz ściany mięśniowej po obu stronach nerki za pomocą palca wskazującego i kciuka. Wsuń krawędzie skóry poniżej zewnętrznej nerki, która będzie spoczywać na ścianie ciała. Podczas gdy nerka jest eksterioryjna, utrzymuj nawodnienie torebki nerkowej, stosując sterylną sól fizjologiczną.
11. Za pomocą cienkich kleszczyków #5 delikatnie wyjmij torebkę nerkową z miąższu nerki i za pomocą cienkiego skalpela wykonaj 2-4 mm nacięcie w torebce. Wielkość nacięcia zależy od wielkości przeszczepu, ale należy go zminimalizować, aby zachować integralność torebki.
12. Manipulować szklaną pipetą Pasteura, która została narysowana cienka i wypolerowana ogniowo, z zaokrąglonym, zamkniętym końcem pod kapsułką styczną, do powierzchni nerki. Delikatnie otwórz małą kieszeń na kapsułkę na przeszczepy, zachowując szczególną ostrożność, aby nie uszkodzić miąższu nerki.
13. Przecięta krawędź torebki nerkowej jest podnoszona za pomocą cienkich kleszczyków, a przeszczep jest wprowadzany do kieszeni pod kapsułką za pomocą pipety ze szkła polerowanego ogniowo. Kilka przeszczepów można umieścić pod torebką nerkową i równomiernie rozmieścić na powierzchni nerki.
14. Jeśli w trakcie szczepienia kapsułka ulegnie odwodnieniu, należy ją zwilżyć poprzez zastosowanie sterylnej soli fizjologicznej.
15. Po zakończeniu przeszczepu delikatnie unieś boki nacięcia ściany mięśniowej, aby umieścić nerkę z powrotem w jamie ciała. Zwróć uwagę, aby przeszczepy nie wyślizgiwały się spod kapsułki.
16. Zamknij ścianę mięśniową pojedynczym szwem (4-0, szew vicryl FS-2). Zabieg chirurgiczny można powtórzyć na przeciwległej nerce poprzez zmianę położenia myszy.
17. Za pomocą kleszczy zębatych wyrównaj krawędzie nacięcia skóry i przyłóż 2-3 klipsy chirurgiczne, aby zamknąć nacięcie. Podaj środek przeciwbólowy (używamy 5-10 mg/kg karprofenu za pomocą iniekcji podskórnej) i umieść mysz w bocznej pozycji leżącej w klatce rekonwalescencji. Zapewnij utrzymanie temperatury ciała za pomocą ciepła z lampy lub poduszki grzewczej. Obserwuj, czy mysz w pełni się regeneruje, co powinno nastąpić w czasie krótszym niż 15 minut.
18. Myszy należy obserwować przez następne 24 godziny pod kątem oznak bólu pooperacyjnego, krwawienia i/lub innych powikłań. Regularnie sprawdzaj nacięcia chirurgiczne pod kątem oznak infekcji.
19. Usuń klipsy do ran za pomocą chirurgicznego klipsa do usuwania ran 7-14 dni po zabiegu.