$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Wszystkie procedury dotyczące modeli zwierzęcych zostały sprawdzone przez lokalny instytucjonalny komitet opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.
1. Przygotowanie myszy i DSS
- Myszy z nokautem (α-gustducin-/-) i myszy C57BL/6 α C57BL/6 z dopasowanym wiekiem, płcią i masą ciała należy przechowywać indywidualnie w czystych klatkach.
nuta: Myszy z nokautem były krzyżowane wstecznie z myszami C57BL / 6 przez ponad 20 pokoleń i mają prawie 100% tła genetycznego C57BL / 6.
- Rozpuścić 30 g sproszkowanego siarczanu dekstranu (DSS) w 1 l wody w autoklawie. Mieszać, aż roztwór stanie się klarowny, aby upewnić się, że końcowe stężenie robocze wynosi 3% (w/v).
nuta: Roztwór DSS można przechowywać w temperaturze pokojowej do 1 tygodnia lub w temperaturze 4 °C do momentu użycia.
2. Indukcja i ocena zapalenia jelita grubego DSS u myszy
- Zważ i zapisz początkową masę ciała każdej myszy. Umieść myszy pojedynczo w standardowych plastikowych klatkach i oznacz klatki.
- Zastąp zwykłą wodę pitną 3% roztworem DSS na łącznie 7 dni, do których obie grupy myszy mają dostęp ad libitum.
- Zmierz masę ciała myszy, rejestruj spożycie roztworu DSS oraz zbieraj i badaj stolec każdej myszy codziennie podczas podawania DSS. Obserwuj nasilenie biegunki i krwawienia z odbytu i przelicz je na wskaźnik choroby wywołany przez DSS.
- Podczas eksperymentu oblicza się procentową utratę masy ciała w porównaniu z masą początkową oraz wskaźnik choroby w celu oceny objawów zapalenia jelita grubego.
nuta: Wskaźnik choroby jest oceniany przez połączenie obserwacji biegunki i krwawienia z odbytu i jest zdefiniowany w następujący sposób: 0 (normalny stolec, brak krwi), 1 (miękki stolec, brak krwi), 2 (miękki stolec, mała ilość krwi), 3 (bardzo miękki stolec, umiarkowane krwawienie) i 4 (wodnisty stolec, znaczne krwawienie). Indeks chorób jest analizowany codziennie dla każdej myszy.
- Pod koniec 7-dniowej kuracji DSS należy złożyć myszy w ofierze przez zwichnięcie szyjki macicy i kontynuować pozostałe eksperymenty.
3. Przygotowanie próbek tkanek
- Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach i oczyść skórę brzucha 70% etanolem. Wykonaj nacięcie linii środkowej w jamie brzusznej o długości 3 cm za pomocą małych nożyczek, aby odsłonić jamę brzuszną.
- Użyj kleszczy, aby ostrożnie oddzielić śledzionę od innych tkanek, a następnie usuń śledzionę i zmierz jej rozmiar.
- Zidentyfikuj i podnieś okrężnicę za pomocą kleszczy i oddziel ją od otaczającej krezki. Wyciągnij całą okrężnicę, aż będzie widoczne jelito ślepe i odbytnica.
- Odizoluj okrężnicę, przecinając ją na brzegu okrężnicy i głęboko w miednicy, aby uwolnić odpowiednio okrężnicę proksymalną i dystalną. Następnie zmierz i zapisz długość izolowanej okrężnicy. Należy uważać, aby nie uszkodzić tkanki okrężnicy podczas zabiegu preparowania.
- Przepłukać okrężnicę 10 ml lodowato zimnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml wyposażonej w igłębnik w celu usunięcia kału i krwi, aż eluat będzie całkowicie czysty.
- W celu identyfikacji histologicznej podziel próbki tkanek równo na trzy części: proksymalną, środkową i dystalną. Następnie utrwalić tkankę 4% paraformaldehydem (PFA) przez noc w temperaturze 4 °C.