Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Kontrolowany wlew przeciwciał swoistych dla peptydu Aβ i oligomerów Aβ do hipokampa szczura

827 wyświetleń

8 lipca 2025

W tym artykule

Streszczenie

Źródło: Sajadi, A., et al. Neurodegeneracja w zwierzęcym modelu przewlekłego nalewu oligomerów beta-amyloidu jest przeciwdziałana przez leczenie przeciwciałami z pompami osmotycznymi. J. Vis. Exp. (2016).

Ten film demonstruje technikę ciągłego wlewu przeciwciał specyficznych dla peptydu beta-amyloidu (Aβ) do hipokampa szczura. W badaniu zastosowano implantację obustronnego systemu kaniuli w celu kontrolowanego wlewu przeciwciał specyficznych dla peptydu Aβ w połączeniu z infuzją rozpuszczalnych oligomerów Aβ (Aβo) do hipokampa szczura w celu zbadania interakcji między oligomerami a przeciwciałami.

Protokół

Wszystkie procedury dotyczące modeli zwierzęcych zostały sprawdzone przez lokalny instytucjonalny komitet opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Przygotowanie cewnika przed operacją stereotaktyczną

  1. Wytnij cewniki PE50 (o długości 6 cm), które będą używane do łączenia kaniuli z pompami osmotycznymi (patrz rysunek 1). Napełnij cewniki PE50 sztucznym płynem mózgowo-rdzeniowym (aCSF) i uszczelnij oba końce cewników. Cewnik należy utrzymywać w temperaturze 4°C do czasu użycia.

2. Implantacja kaniuli metodą stereotaksji

  1. Operację należy wykonać w sterylnych warunkach. Wysterylizuj wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne przez autoklawowanie. Dokładnie wyczyść aparat stereotaktyczny i obszar roboczy i zdezynfekuj 70% roztworem etanolu. Noś maskę chirurgiczną, czepek do włosów i sterylne rękawiczki.
  2. Znieczulenie szczurów należy poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe (i.p.) roztworu ketaminy i ksylazyny (odpowiednio 100 mg/kg i 10 mg/kg). Potwierdź znieczulenie, sprawdzając ruch po delikatnym uszczypnięciu palca
  3. .
  4. Niesteroidowy lek przeciwzapalny (meloksykam; 1 mg/kg) należy wstrzyknąć podskórnie (s.c.) znieczulonemu zwierzęciu co najmniej 30 minut przed zabiegiem.
  5. Ogolić głowę zwierzęcia za pomocą maszynki do strzyżenia i trzykrotnie zdezynfekować skórę roztworem glukonianu chlorheksydyny 2% i alkoholu izopropylowego 2%. Nałóż weterynaryjną maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  6. Umieść zwierzę na ramie stereotaktycznej z nausznikami. Zamocuj jedną kaniulę na ramieniu uchwytu ramy stereotaktycznej. Wstrzyknąć (podskórnie) środek znieczulający miejscowo (bupiwakaina (1,5 mg/kg) i lidokaina (1,5 mg/kg) w czubek głowy. Znieczulenie jest utrzymywane podczas całego zabiegu poprzez założenie stożka nosowego dostarczającego 3% izofluranu. Całe pole operacyjne powinno być zasłonięte, ale nie zrobiono tego tutaj, aby lepiej zademonstrować technikę.
  7. Wykonaj nacięcie o długości 3 cm na czubku głowy za pomocą skalpela. Zamontuj 4 zaciski wokół nacięcia, aby czaszka była czysta. Za pomocą nożyczek z okrągłą końcówką zrób kieszeń (2 x 2 cm2) pod skórą między łopatkami zwierzęcia.
  8. Zeskrob okostną czaszki ostrzem. Przyłóż gazik do czaszki, jeśli krwawi.
  9. Sprawdź, czy czaszka jest płaska i dobrze wyrównana na ramie stereotaktycznej. Aby upewnić się, że czaszka jest płaska, sprawdź współrzędne wysokości na bregmie i lambdzie. Weź współrzędne bregma, które będą używane jako punkt odniesienia.
  10. Zaczynając od bregmy, oblicz współrzędne dwóch kaniul prowadzących, które zostaną wszczepione obustronnie w hipokampie (przednio-tylna: - 0,42 cm; przyśrodkowo-boczna: ± 0,30 cm; grzbietowo-brzuszna: - 0,28 cm zgodnie z atlasem mózgu szczura Paxinosa i Watsona). Wskaż położenie kaniuli za pomocą markera.
  11. Wywierć otwór (0,5 mm) w czaszce w miejscu implantacji obu kaniul. Wywierć dwa inne otwory około 5 mm powyżej i poniżej tych punktów, aby włożyć, które zestalą kaniulę podczas nakładania cementu dentystycznego.
  12. Odetnij skalpelem jeden koniec cewnika wypełnionego wcześniej płynem mózgowo-rdzeniowym i włóż go w ramię kątowe kaniuli. Zamocuj pierwszą kaniulę za pomocą cementu dentystycznego. Unikaj umieszczania cementu dentystycznego wokół pozycji na drugiej kaniuli.
  13. Pozostaw cement dentystyczny do wyschnięcia na 2-3 minuty, a następnie zdejmij ramię uchwytu z pierwszej kaniuli i zamocuj w niej drugą kaniulę. Powtórz kroki 2.11 i 2.12. Umieść atrapę kaniuli na obu kaniulach prowadzących. Upewnij się, że manekin i kaniula prowadząca mają tę samą długość, aby zapobiec infiltracji tkanek i zablokowaniu kaniuli.
  14. Włożyć wolny koniec obu cewników do kieszeni utworzonej wcześniej między łopatkami zwierzęcia. Zdejmij zaciski i zszyj skórę nicią do szwów 4-0,
    nuta: Górna kaniula prowadząca musi być dostępna dla nadchodzących infuzji Aβo.
  15. Wyjmij zwierzę z ramy stereotaktycznej i umieść je z powrotem w klatce. Podczas rekonwalescencji pooperacyjnej umieść klatkę na podgrzewającym kocu wodnym, aż zwierzę się obudzi. Klatka powinna być częściowo na podkładce, aby szczur mógł uciec przed ciepłem w razie potrzeby. Stale monitorować zwierzę, aż odzyska wystarczającą przytomność, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
  16. Szczury należy zwrócić do obiektu dla zwierząt w celu rekonwalescencji po operacji przez 10 dni pod ścisłym nadzorem.
    nuta: Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje. Meloksykam (1 mg/kg mc.) podaje się raz na dobę przez dwa dni po zabiegu chirurgicznym w celu leczenia bólu.

3. Instalacja pompy osmotycznej

  1. Na dzień przed montażem napełnić pompy osmotyczne przeciwciałem 6E10 (1 mg/ml; 100 μl) i przeciwciałem kontrolnym IgG1 (1 mg/ml; 100 μl) zgodnie z instrukcjami producenta w sterylnych warunkach. Pompki należy przechowywać przez noc w sterylnej wodzie destylowanej o temperaturze 37 °C, aby aktywować pompy.
  2. Znieczulij szczury izofluranem 3% w celu zainstalowania pomp osmotycznych (0,5 μl/h przez 7 dni). Ogol się między łopatkami i zdezynfekuj skórę roztworem glukonianu chlorheksydyny 2% i alkoholu izopropylowego 2%. Wykonaj nacięcie o długości 2 cm skalpelem między łopatkami, aby zlokalizować cewniki PE50 połączone z kaniulą prowadzącą.
  3. Odetnij koniec cewników PE50 zawierających cement dentystyczny za pomocą skalpela. Podłącz pompy osmotyczne do cewników PE50 i dodaj trochę cementu dentystycznego na złączu pompy i cewnika, aby zabezpieczyć połączenie.
  4. Zszyj szczelnie skórę nicią do szwów 4-0. Umieść zwierzę z powrotem w klatce na podgrzewanej poduszce wodnej. Obserwuj, jak zwierzę szybko budzi się po znieczuleniu izofluranem (około 5 min).
    nuta: Zabieg trwa około 5 do 10 minut.

4. Napary Aβo u obudzonych i swobodnie poruszających się szczurów

  1. Przygotować roztwór Aβo (0,2 μg/μl). Pozostawić Aβo do dynamicznej i spontanicznej agregacji przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej przed infuzją.
  2. Zainstalować dwie strzykawki o pojemności 10 μl na pompie infuzyjnej. Napełnić strzykawki 5 μl sterylnej wody destylowanej. Przyciąć skalpelem dwa cewniki PE50 do długości około 60 cm. Napełnij oba cewniki sterylną wodą destylowaną za pomocą strzykawek o pojemności 1 ml i igieł 21G.
  3. Strzykawki o pojemności 1 ml należy trzymać na jednym końcu cewnika, a drugi koniec podłączyć do strzykawek Hamiltona. Wyjąć strzykawki o pojemności 1 ml i sprawdzić, czy w cewnikach nie ma pęcherzyków powietrza.
  4. Wprowadzić kaniulę wewnętrzną na końcu cewników PE50. Używając sterylnej wody destylowanej, napełnij wewnętrzną kaniulę podłączoną do cewników PE50 do 1 μl na strzykawkach Hamiltona. Utworzyć pęcherzyk powietrza, odciągając tłoki do tyłu do 2 μl.
  5. Wymieszać roztwór Aβo, pipetując w górę i w dół, używając końcówki o minimalnej przyczepności. Unikaj tworzenia się pęcherzyków podczas mieszania. Napełnij obie kaniule wewnętrzne 1,5 μl roztworu Aβo, odciągając tłoki do 3,5 μl.
  6. Wykonaj linie markerem przed i za pęcherzykiem powietrza w obu cewnikach. Służy to jako punkt kontrolny dla trwającej infuzji. Do infuzji należy zbliżyć klatkę do pompy infuzyjnej i zdjąć jej pokrywę.
  7. Umieść szczura w przytulnym miejscu i mocno zeskrob ramię przytuliska wokół jego szyi, aby unieruchomić głowę szczura. Wyjmij atrapę kaniuli z dwóch kaniul prowadzących. Wprowadzić przygotowaną wcześniej kaniulę wewnętrzną do kaniuli prowadzącej. Sprawdź, czy są całkowicie włożone i dobrze przymocowane do podstawy kaniuli prowadzącej.
  8. Uwolnij szczura z przytułka i umieść go z powrotem w klatce, aby ograniczyć stres związany z rywalizacją. Należy uważnie monitorować, aby upewnić się, że cewniki nie skręcają się ze sobą, a infuzja jest wykonywana prawidłowo.
  9. Włączyć pompę infuzyjną. Wstrzyknąć 1 μl roztworu Aβo z szybkością 0,1 μl/min (10 min). Podczas infuzji należy sprawdzić, czy tłok strzykawki porusza się w zakresie od 3,5 μl do 2,5 μl i czy pęcherzyki powietrza w obu cewnikach PE50 poruszają się w sposób ciągły.
  10. Pozostaw wewnętrzną kaniulę na miejscu na kolejne 5 minut po infuzji, aby umożliwić skuteczną dyfuzję roztworu Aβo. Przyłóż szczura z powrotem do przytulenia, aby usunąć wewnętrzną kaniulę i zaślepioną kaniulę prowadzącą, aby zapobiec cofaniu się wstrzykniętego roztworu. Użyj atrapy kaniuli, która zatrzymuje się tuż przed ramieniem kątowym kaniuli. Umieść zwierzę z powrotem w klatce.
  11. Powtarzaj infuzję Aβo raz dziennie przez 6 kolejnych dni. Poddaj zwierzę eutanazji przez ścięcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

figure-results-1
Rysunek 1. Zdjęcie zwierzęcia z obustronną kaniulą podczas infuzji Aβo. Roztwór Aβo (0,2 μg/μl; 1 μl) wstrzykiwano obudzonym i swobodnie poruszającym się szczurom (raz dziennie przez 6 dni) za pomocą cewników PE50 podłączonych do wewnętrznej kaniuli wprowadzonej do kaniuli prowadzącej. Leczenie przeciwciałem kontrolnym (Ctl) IgG1 lub 6E10 podawano bezpośrednio w miejscu infuzji Aβo ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF)Aparatura Harvarda59-7316
Cewnik PE50 cienkościennyTworzywa sztuczne jedenZobacz materiał C232CT
Chlorowodorek ketaminy (100 mg/ml)Nisza biologiczna1989529
Chlorowodorek ksylaksyny (100 mg/ml)Bimeda powiedział:8XYL004C
Meloksykam (5 mg/ml)NorbrookNumer katalogowy: 215670I01
Roztwór glukonianu chlorheksydyny 2% i alkoholu izopropylowego 2%Zabieg Carefusion260100C
Chlorowodorek lidokainyAlveda PharmaNumer katalogowy: 0122AG01
Chlorowodorek bupiwakainyHospiraRok 1559
Maść okulistycznaBaussh i Lomb inc.2125706
Ramka stereotaktycznaStoelting (Stoelting)Numer katalogowy: 51600
Stereotaktyczne ramię uchwytu kaniuliAparatura HarvardaNr kat. 72-4837
wiertarkaDremel8050-N/18
Kaniula prowadzącaTworzywa sztuczne jeden326OPG/SPC
Kaniula iniekcyjnaTworzywa sztuczne jedenC315I/SPC
Atrapa kaniuliTworzywa sztuczne jedenC315DC/SPC
Nici szwowe powlekane vicryl rapide 4-0EtykaKontroler VR2297
Dentystyczny cement akrylowyAparatura HarvardaNumer katalogowy: 72-6906
Firma JI MorrisP0090CE125
Przeciwciało 6E10 (mysi izotyp IgG1)Legenda biologiczna803003
Mysie przeciwciało kontrolujące izotyp IgG1Księga AbcamAB18447
Pompy osmotyczne Alzet model 1007DKorporacja Durect290
IzofluranBaxterCA2L9100
Amyloid-beta 1-42rPeptydA-1163-1
Strzykawka Hamilton (10 μL)Fisher Scientique14815279
Infuzyjna pompa strzykawkowa CMA 402Aparatura HarvardaCMA8003110
Strzykawka 1 mlBd309659
Igła 21GTerumo (Ziemia)NN-2125R
TulićLomir BiomedicalZobacz materiał RTS04
TGL powiedział: szt.

Tagi

Oligomery amyloidu betainfuzja przeciwciakaniulacja hipokampapodawanie za pomoc pompy osmotycznejkaniula wewn trznapompa infuzyjnawoda sterylna