Wywoływanie udaru zakrzepowego poprzez niedotlenienie i niedokrwienie w modelu mysim

Streszczenie

Źródło: Sun, Y. Y., i wsp., Model udaru zakrzepowego oparty na przejściowym niedotlenieniu mózgu. J. Vis. Exp. (2015).'

Ten film przedstawia procedurę replikacji udaru zakrzepowego w modelu mysim poprzez zablokowanie prawej tętnicy szyjnej wspólnej i wystawienie myszy na działanie środowiska o niskiej zawartości tlenu. Proces ten zmniejsza przepływ krwi i tlenu do mózgu, powodując tworzenie się skrzepów krwi i uszkodzenie mózgu.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem modeli zwierzęcych zostały zweryfikowane przez lokalną instytucjonalną komisję ds. opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Konfiguracja

1. Łóżko operacyjne należy przygotować na podkładce rozgrzewającej podłączonej do pompy ciepła o temperaturze 37 °C przez co najmniej 15 minut przed zabiegiem. Umieść wałek na szyję za pomocą cylindra strzykawki o pojemności 3 ml na łóżku chirurgicznym. Przygotuj gaz anestezjologiczny z 2% izofluranem w powietrzu medycznym.
2. Przygotuj autoklawowane kleszcze, nożyczki, uchwyty do mikroigieł, hemostat, waciki i szwy. Przygotuj również klej do tkanek i maść do oczu.
3. Skonfiguruj system hipoksji i regulatory temperatury z lampą grzewczą i sondą doodbytniczą. Przygotować gaz hipoksyjny z 2% izofluranem w 7,5% O₂ zrównoważonym 92,5% N₂.
4. Na godzinę przed zabiegiem myszy są znieczulone przez podskórne wstrzyknięcie meloksykamu o powolnym uwalnianiu (4,0 mg/kg).

2. Przemijające niedotlenienie i niedokrwienie mózgu (ryc. 1B)

1. Znieczulenie 10-13 tygodniowych samców myszy C57BL/6 o wadze od 22 do 30 g w komorze indukcyjnej znieczulenia z 3% izofluranem do momentu, gdy zwierzę przestanie reagować na ściskanie stopy, a następnie usunąć włosy na prawej szyi za pomocą golarki elektronicznej.
2. Umieść myszy na łóżku chirurgicznym połączonym z 2% izofluranem w powietrzu medycznym o natężeniu przepływu 2 l/min. Zabezpiecz kończyny przednie rozciągnięte wzdłuż rolki szyi po bokach za pomocą taśmy medycznej.
3. Oczyść miejsce operacji do nacięcia betadyną, a następnie alkoholem, a następnie wacikami.
4. Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj 0,5 cm nacięcie prawej szyjki macicy za pomocą prostych kleszczy i mikronożyczek około 0,2 cm w bok od linii środkowej skóry.
5. Użyj pary drobno ząbkowanych kleszczy, aby rozdzielić powięź i tkankę, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną wspólną (RCCA). Ostrożnie oddziel RCCA od nerwu błędnego za pomocą pary cienkich, gładkich kleszczyków.
6. Żywy węzeł dwa wstępnie przycięte jedwabne szwy 5-0 (rozpinane) na RCCA, a następnie zszyj skórę za pomocą nylonowych szwów monofilamentowych 4-0 (Rysunek 1C).
7. Nałóż maść na oczy na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
8. Szybko przenieś myszy do systemu hipoksji i umieść ich nos i usta w masce na twarz z 2% izofluranem w 7,5% O₂ przy natężeniu przepływu 0,5-1 l/min przez 30 minut.
   1. Podczas niedotlenienia należy używać regulatorów temperatury z lampami grzewczymi, aby kontrolować temperaturę w odbycie na poziomie 37,5 ± 0,5 °C. Monitoruj częstość oddechów przy 80-120 oddechach/min. Utrzymanie temperatury ciała powyżej 37 °C podczas niedotlenienia jest ważne dla uzyskania stałego zawału mózgu. Niska częstość oddechów występuje zwykle po 20 minutach niedotlenienia. Zdejmij maskę na twarz i pozwól na normalny dopływ powietrza, jeśli częstość oddechów spadnie poniżej 40. Trwa to 1-2 minuty i nie wlicza się do 30-minutowego czasu trwania hipoksji

Wyniki

Rysunek 1: Procedura przejściowego niedotlenienia i niedokrwienia mózgu (tHI) u dorosłych myszy. (A) Triada Virchowa, która napędza zakrzepicę, obejmuje zastój w przepływie krwi, uszkodzenie śródbłonka i nadkrzepliwość krwi. (B) Schemat ideowy procedury udaru tHI. Dwa możliwe do uwolnienia węzły zawiązano na prawej tętnicy szyjnej wspólnej (CCA), a następnie podawano 7,5% tlenu przez stożek nosowy pr...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Dorosłe samce myszy	Rzeka Charles	C57BL/6	10~13 tygodni (22~30 g)
Mobilny Laboratoryjny System Znieczulenia Zwierząt	VetEquip	901807	Znieczulenie
Zbiornik sprężonego powietrza medycznego	Gaz powietrzny	UN1002	Znieczulenie
Izofluran	Piramal Healthcare	NDC 66794-013-25	Znieczulenie
Wielostanowiskowy laboratoryjny system znieczulenia zwierząt	Surgivet	V703501	System niedotlenienia
7,5% O2 zrównoważone przez 92,5% zbiornika N2	Gaz powietrzny	UN1956	System niedotlenienia
Regulator temperatury z lampą grzewczą	Cole Parmer	EW-89000-10	Regulatory temperatury
Sonda doodbytnicza	Cole Parmer	NCI-00141PG	Regulatory temperatury
Mikroskop preparacyjny	Olimp	SZ40	Konfiguracja chirurgiczna
Pompa ciepła z wkładem grzewczym	Gaymar	TP700	Konfiguracja chirurgiczna
Kleszcze drobno zakrzywione (ząbkowane)	FST	11370-31	Narzędzie chirurgiczne
Kleszczyki drobno zakrzywione (gładkie)	FST	11373-12	Narzędzie chirurgiczne
mikro nożyczki	FST	15000-03	Narzędzie chirurgiczne
mikro uchwyty na igły	FST	12060-01	Narzędzie chirurgiczne
Hemostatyki Halsteda-Komara	FST	13008-12	Narzędzie chirurgiczne
5-0 szew jedwabny	Aparatura harwardzka	624143	Materiały chirurgiczne
4-0 Nylonowy szew monofilamentowy	WYGLĄD	766B	Materiały chirurgiczne
Klej do bibułek	Laboratoria Abbott	NC9855218	Artykuły chirurgiczne
Puralube Maść weterynaryjna	Rybak	NC0138063	Zapobieganie suchości oczu