Dożylne podawanie rekombinowanych wektorów wirusa związanego z adenowirusem w modelu szczurzym

Streszczenie

Źródło: Grames, M. S., et al. Metody i wskazówki dotyczące dożylnego podawania szczurom wirusa związanego z adenowirusem oraz ocena transdukcji ośrodkowego układu nerwowego. J. Vis. Exp. (2017)

Ten film pokazuje wstrzyknięcie do żyły ogonowej rekombinowanego wirusa związanego z adenowirusem (AAV) u szczurów. Po wstrzyknięciu do żyły ogonowej bocznej wirus dostaje się do krwiobiegu, krąży w sercu i dociera do mózgu, gdzie dostaje się do neuronów i ułatwia produkcję białka docelowego do zastosowań neuroterapeutycznych.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem modeli zwierzęcych zostały zweryfikowane przez lokalną instytucjonalną komisję ds. opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Przygotuj rat

1. Zwiększ poziom tlenu do 1 l/min i ustaw znieczulenie izofluranem na 5%. Upewnij się, że znieczulenie gazowe przepływa do komory indukcyjnej, sprawdzając wszystkie węże połączeniowe i orientację kurka.
2. Umieść szczura w komorze indukcyjnej znieczulenia gazowego na około 3 minuty, aż szczur przestanie reagować.
3. Zapewnij odpowiednią głębokość znieczulenia, ściskając palec u nogi. Po uszczypnięciu palca nie powinno być żadnych ruchów w stopie lub nodze.
4. Zmniejsz znieczulenie izofluranem do 2% w celu konserwacji i wyreguluj kran tak, aby znieczulenie spływało do maski anestezjologicznej.
5. Umieść nos szczura w masce anestezjologicznej i ustaw szczura tak, aby leżał na boku.
6. Zidentyfikuj boczną żyłę ogonową.
   UWAGA: Boczne żyły ogonowe leżą na godzinie około 10 i 2, a grzbietowy wierzchołek ogona na godzinie 12. Gdy szczur leży na boku, boczna żyła ogonowa powinna być skierowana do góry.
7. Przetrzeć miejsce wstrzyknięcia wacikiem nasączonym alkoholem. Miejsce wstrzyknięcia znajduje się w dwóch trzecich długości ogona.

2. Wstrzyknij wektor

1. Mocno przytrzymaj ogon nieco powyżej obszaru wstrzyknięcia jednym palcem bezpośrednio nad boczną żyłą ogonową; spowoduje to rozszerzenie żyły.
2. Ze skosem skierowanym do góry, wyrównaj igłę z widoczną żyłą ogonową w tym samym kierunku.
3. Przebij skórę nad żyłą ogonową, zachowując szczególną ostrożność, aby druga ręka nie trzymała ogona i nie naciskała na żyłę ogonową.
4. Zwolnij ciśnienie z żyły ogonowej, aby umożliwić normalny przepływ krwi.
5. Wprowadzić igłę do żyły. Aby upewnić się, że igła przebiła żyłę ogonową, należy lekko pociągnąć tłok do tyłu. Jeśli igła znajduje się w żyle, krew będzie płynąć do igły.
   1. Zmień położenie igły zgodnie z potrzebami. Następnie, aby ustabilizować igłę, przesunąć rękę powyżej miejsca wstrzyknięcia poniżej miejsca wstrzyknięcia i przytrzymać koniec strzykawki przy ogonie.
6. Powoli wstrzyknij wektor do ogona (około 20 μL/s).
   UWAGA: Żyła może stracić kolor, gdy wektor przez nią przepływa. Oznaki, że roztwór został wstrzyknięty poza żyłę, obejmują pęcherzyki, blednięcie skóry lub opór podczas wstrzykiwania wektora. Przy odrobinie wprawy można zminimalizować ekspozycję pozanaczyniową.
7. Po podaniu wektora należy wyjąć igłę od szczura i przycisnąć gazik do miejsca wstrzyknięcia, aby zatamować krwawienie na 30 - 60 sekund.

3. Sprzątanie

1. Wyłącz znieczulenie izofluranem i tlen. Monitoruj szczura, aż odzyska przytomność, a następnie włóż go z powrotem do klatki.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
strzykawka BD		309626	W zestawie igła 25g. Zastąp igłą do wstrzykiwań 27-30
g Igła 30 g	BD	305106
Isoflurane	Piramal Healthcare	66794-013-25	Isoflurane USP 250 mL
Maska anestezjologiczna	Kopf Instruments	906
Gauze	Henry Schein	100-2524	2" x 2" (5 cm x 5 cm)
Waporyzator do znieczulenia gazowego	SurgiVet	4214322	Klasyczny T3
Pochłaniacz do znieczulenia gazowego	SurgiVet	32373B10	Enviro-PURE
Poduszka grzewcza	Sears	17280
70% etanolu	Decon Laboratories, Inc.	2401	140 proof
70% izopropanol	VWR	89108-160

o pojemności 1 ml