Opisano nową technikę rejestrowania ciśnienia wewnątrz czaszki. Ta małoinwazyjna metoda wykorzystuje światłowodowy system pomiaru ciśnienia do dokładnego pomiaru ciśnienia wewnątrzczaszkowego (ICP) u znieczulonych szczurów, nie powodując przy tym istotnych urazów mózgu. Technikę tę można zastosować w szerokim zakresie modeli eksperymentalnych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pomiar nadtwardówkowego ciśnienia wewnątrzczaszkowego u szczurów przy użyciu światłowodowego przetwornika ciśnienia
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Podwyższone ciśnienie wewnątrzczaszkowe (ICP) stanowi istotny problem w wielu rodzajach niedokrwiennych uszkodzeń mózgu, w tym w udarach, urazowych uszkodzeniach mózgu oraz po zatrzymaniu krążenia. Ten wzrost może prowadzić do dalszych uszkodzeń neurologicznych w formie przepukliny nadnamiotowej1,2,3,4, ucisku śródmózgowia, deficytów neurologicznych lub zwiększenia obszaru zawału mózgu2,4. Obecne metody terapeutyczne są często niewystarczające do opanowania podwyższonego ICP w warunkach klinicznych5,6,7. Istnieje zatem potrzeba zastosowania dokładnych metod pomiaru ICP w modelach zwierzęcych, aby pogłębić zrozumienie podstawowych mechanizmów i opracować nowe metody leczenia podwyższonego ICP.
Zarówno w warunkach klinicznych, jak i eksperymentalnych, ICP nie można oszacować bez bezpośredniego pomiaru. Obecnie istnieje kilka metod wprowadzania cewników ICP. Spośród nich cewnik dokomorowy stał się klinicznym „złotym standardem” pomiaru ICP u ludzi8. Metoda ta wiąże się z częściową trepanacją czaszki i przeprowadzeniem cewnika przez tkankę mózgową. W konsekwencji cewniki dokomorowe charakteryzują się częstością występowania infekcji na poziomie 6-11%9. Z tego powodu kanulacja podtwardówkowa i nadtwardówkowa stały się preferowanymi metodami w modelach zwierzęcych uszkodzenia niedokrwiennego.
Różne techniki pomiaru ICP zostały zaadaptowane do modeli zwierzęcych, z których najczęściej stosowane są cewniki telemetryczne wypełnione cieczą10 oraz cewniki półprzewodnikowe11,12,13,14,15. Systemy wypełnione cieczą są podatne na powstawanie pęcherzyków powietrza w linii, co prowadzi do błędnych odczytów ICP. Sondy półprzewodnikowe pozwalają uniknąć tego problemu (Rycina 1). Kolejnym problemem jest wprowadzenie cewników pod czaszkę lub do komór mózgu bez wywołania urazu mózgu, który mógłby zmienić wyniki eksperymentu. Opracowaliśmy zatem metodę, która pozwala umieścić cewnik ICP przylegający do przestrzeni nadtwardówkowej, unikając jednocześnie konieczności jego wprowadzania pomiędzy czaszkę a mózg.
Do pomiaru ICP w lokalizacji znadtwardówkowej wykorzystano światłowodowy cewnik ciśnieniowy (420LP, SAMBA Sensors, Szwecja), ponieważ ustalono, że położenie czujnika ciśnienia (na samym czubku cewnika) pozwala na uzyskanie sygnału ICP o wysokiej wierności w tym modelu. Istnieją inni producenci podobnych technologii światłowodowych13, których urządzenia mogą być stosowane w ramach naszej metodologii. Alternatywne cewniki półprzewodnikowe, w których czujnik ciśnienia znajduje się z boku końcówki cewnika, nie byłyby odpowiednie dla tego modelu, ponieważ sygnał zostałby stłumiony przez obecność śruby monitorującej.
W niniejszej pracy przedstawiamy stosunkowo prostą i dokładną metodę pomiaru ICP. Metoda ta może być stosowana w szerokim zakresie modeli zwierzęcych związanych z ICP.
Protokół
1. Perforacja czaszki
- Zanurz szczura w znieczuleniu izofluranem (indukcja 5%, podtrzymanie 1,5-2%) w mieszaninie 70% N2 i 30% O2. Po indukcji znieczulenia umieść szczura w pozycji brzusznej na płycie grzewczej, kierując nos zwierzęcia do maski anestezjologicznej.
- Podtrzymując znieczulenie, unieruchom głowę w aparacie stereotaksycznym, wsuwając pręty uszne do momentu stabilizacji głowy. Upewnij się, że oddychanie nie jest utrudnione. (Rycina 2-A).
- Wykonaj podskórny zastrzyk z długodziałającego znieczulenia miejscowego, Bupivacaine 0,3 ml 0,5% (Pfizer, Australia), przed wykonaniem 1,5 cm nacięcia skóry w linii środkowej głowy. (Należy używać sterylnych narzędzi i rękawiczek).
- Przeprowadź tępe rozdzielenie tkanek miękkich i otaczających mięśni, aby wyraźnie zlokalizować Lambda i Bregma. Odsunie skórę i tkankę łączną.
- Zatamuj krwawienie, wywierając ucisk na odsłoniętą czaszkę. Nadmierne krwawienie z czaszki można wypalić.
- Używając wiertarki stomatologicznej z końcówką 1 mm, wywierć otwór o szerokości 2 mm w prawej kości ciemieniowej. Wywierć otwór 2 mm bocznie i 2 mm tylnie od Bregma, aby uniknąć zatoki strzałkowej górnej i zapewnić umieszczenie czujnika ICP nad obszarem niedokrwiennym, w przypadku badań nad udarem. Inne lokalizacje będą równie odpowiednie dla innych zastosowań. Wierć do głębokości, w której czaszka nad oponą twardą stanie się półprzezroczysta. (Rycina 2-B).
- Zmień końcówkę wiertła na 0,5 mm, aby usunąć kość na dnie otworu.
- Gdy czaszka zacznie pękać, użyj pęsety pod kątem 45°, aby usunąć wszystkie pozostałości kości, upewniając się, że dno otworu jest oczyszczone z odłamków. (Rycina 3).
2. Modyfikacja i wkręcanie śruby
- Wywierć otwór o średnicy 0,7 mm w śrubie z łbem sześciokątnym, używając tokarki i wiertła 0,7 mm.
- Wkręć śrubę monitorującą w otwór, wykonując około 1,5 obrotu (należy użyć minimalnej liczby obrotów niezbędnych do stabilnego osadzenia śruby w czaszce, aby nie uszkodzić leżących poniżej tkanek). (Rycina 2-C i Rycina 4).
- Wywierć drugi otwór na śrubę kotwiącą w lewej kości ciemieniowej, 2 mm bocznie i 2 mm tylnie od Bregma. Otwór ten nie wymaga całkowitej penetracji czaszki, dlatego do jej ścienienia przed wkręceniem śruby należy użyć wiertła o końcówce 1 mm.
- Wkręć śrubę z łbem sześciokątnym o wymiarach 2 x 4 mm w drugi otwór. Śruba ta służy do zakotwiczenia cementu stomatologicznego, a tym samym śruby monitorującej, w czaszce.
- Za pomocą pipety transferowej wymieszaj i nałóż monomer oraz polimer cementu stomatologicznego u podstawy łbów śrub.
- Pozostaw cement stomatologiczny do wyschnięcia na co najmniej 10 minut.
3. Wprowadzenie przetwornika ciśnienia wewnątrzczaszkowego
- Za pomocą białego korektora zaznaczyć czujnik światłowodowy w odległości 4 mm od jego końcówki.
- Wypełnić otwór śruby monitorującej sterylną solą fizjologiczną (0,9%), upewniając się, że wewnątrz śruby nie ma pęcherzyków powietrza.
- Wprowadzić sondę ICP na głębokość 4 mm do śruby, tak aby końcówka sondy znajdowała się na poziomie końca śruby. Należy upewnić się, że końcówka nie przebija opony twardej.
- Regulować pozycję końcówki sondy wewnątrz śruby do momentu zaobserwowania zapisu ICP odzwierciedlającego fale tętna oraz wentylację (Rysunek 5).
4. Tworzenie szczelnego zamknięcia
- Szczelne zamknięcie jest niezbędne dla uzyskania dokładnego odczytu ICP. Wymieszaj monomer i polimer lepkiego, biokompatybilnego materiału uszczelniającego w stosunku 1:1. Ponieważ czujnik ciśnienia znajduje się na końcówce sondy, a ta z kolei znajduje się wewnątrz wydrążonej śruby, nałożenie materiału uszczelniającego na trzpień sondy światłowodowej nie wpływa na czułość ciśnieniową czujnika.
- Nałóż cienką warstwę wokół sondy i głowicy śruby monitorującej. Unikaj przemieszczania sondy ICP.
- Pozostaw do utwardzenia na 5 minut.
- Nałóż drugą warstwę materiału uszczelniającego wokół całej śruby monitorującej i sondy. Upewnij się, że ciecz nie wycieka przez żadne szczeliny w materiale uszczelniającym. (Rysunek 2-D).
- Usuń pręty uszne.
- Szczur może pozostać w pozycji brzusznej lub zostać ostrożnie obrócony do pozycji grzbietnej podczas monitorowania ICP.
- Schemat zakończonej procedury przedstawiono na (Rysunku 6).
5. Usuwanie i ponowne wprowadzanie przetwornika ciśnienia wewnątrzczaszkowego
- Po zakończeniu monitorowania ICP czujnik ICP można usunąć, delikatnie wyciągając cewnik ze śruby i materiału uszczelniającego.
- Czujnik SAMBA należy niezwłocznie umieścić w 1 % roztworze Terg-A-Zyme, aby zapobiec korozji końcówki.
- Otwór pozostały w materiale uszczelniającym należy pokryć dodatkową warstwą materiału uszczelniającego. (Na tym etapie szczura można wybudzić).
- Aby ponownie wprowadzić cewnik SAMBA w celu dalszego monitorowania, należy naciąć materiał uszczelniający na poziomie łba śruby.
- Powtórzyć kroki 3.2 - 5.3.
6. Reprezentatywne wyniki
Rycina 5 przedstawia odczyty ICP w ciągu dziesięciu sekund. W stanie spoczynku średnie ICP u szczura rasy Wistar wynosi 6 mmHg. Zdarzenia o krótszej periodyczności przedstawione na Rycynie 5 odzwierciedlają fale tętna ciśnienia krwi. Zdarzenia o dłuższej periodyczności wskazują na cykle wentylacyjne. Należy zauważyć, że czujnik SAMBA odzwierciedla amplitudę wentylacji na poziomie 3-4 mmHg oraz amplitudę tętna na poziomie 1-2 mmHg.
Aby zweryfikować położenie czujnika SAMBA w każdym eksperymencie, należy sprawdzić, czy zapisy ICP reagują na uciski brzucha oraz zdarzenia oddechowe, takie jak okresy bezdechu. Ucisk brzucha przedstawiono na Ryc. 7.
Okresy bezdechu (przedstawione na Rysunku 8) obserwuje się w większości eksperymentów z udziałem zwierząt oddychających spontanicznie. Zdarzenia te są identyfikowane na zapisach fizjologicznych poprzez brak odchyleń oddechowych na zapisach oddechu (przetwornik przepony) oraz ciśnienia tętniczego. Równoważna zmiana w zapisie ICP potwierdza prawidłowe umieszczenie sondy ICP.
Rysunek 9 przedstawia typowy zapis ICP po usunięciu stabilizatorów usznych (krok 4.6). Wprowadzenie stabilizatorów usznych w kroku 1.2 powoduje niewielką kompresję czaszki i w konsekwencji zaburzenie objętości wewnątrzczaszkowej, co prowadzi do wzrostu ICP. Jeśli czujnik jest umieszczony prawidłowo, po usunięciu stabilizatorów usznych wartość ICP spadnie o co najmniej 4 - 5 mmHg.
Analizę histologiczną można wykorzystać do sprawdzenia, czy doszło do uszkodzeń obszaru kory bezpośrednio pod czujnikiem ciśnienia i śrubą. Przykład traumatycznego i nietraumatycznego wprowadzenia śruby przedstawiono na Rysunku 4.
Rycina 1. Porównanie zapisów ICP z cewnika wypełnionego cieczą oraz SAMBA. ICP rejestrowano jednocześnie za pomocą światłowodowego cewnika SAMBA (góra) oraz cewnika wypełnionego cieczą (dół). Średnie wartości ICP były zbliżone w obu zapisach, jednak sygnał z cewnika wypełnionego cieczą był wyraźnie stłumiony w porównaniu do wyraźnych fal ciśnienia oddechowego i tętniczego widocznych w cewniku światłowodowym.
Rysunek 2. Procedura wprowadzania cewnika do pomiaru ciśnienia wewnątrzczaszkowego. Głowę szczura unieruchomiono w aparacie stereotaktycznym za pomocą prętów usznych i stożka anestezjologicznego na nos [A]. W prawej kości ciemieniowej wywiercono otwór o średnicy około 2 mm [B]. Wprowadzono śrubę o wymiarach 2 x 4 mm z otworem o średnicy 0,7 mm w trzpieniu [C]. Śrubę kotwiczącą umieszczono w lewej kości ciemieniowej, a czaszkę oraz miejsce operacyjne pokryto cementem stomatologicznym. Następnie do otworu w śrubie wprowadzono cewnik ICP (czarna strzałka) i wykonano szczelne zamknięcie za pomocą materiału uszczelniającego (biała strzałka) [D]. Zeszyłka (skala) = 12 mm x 5 mm.
Rycina 3. Monitorowanie orientacji otworu trepanacyjnego pod śrubę. Czaszka została oczyszczona z tkanki łącznej w celu zlokalizowania punktu Lambda (czarna gwiazdka) i Bregma (biała gwiazdka), a otwór wywiercono 2 mm bocznie i 2 mm tylnie od punktu Bregma. Otwór oczyszczono z resztek kostnych, pozostawiając nienaruszoną oponę twardą i naczynia oponowe (czarna strzałka). Zeszywka (skala) = 12 mm x 5 mm.
Rycina 4. Histologia mózgu szczura 24 godziny po implantacji śruby do monitorowania ICP. Barwienie hematoksyliną i eozyną, przekroje czołowe o grubości 6 μm. Lewo: nietraumatyczne wprowadzenie śruby. Prawo: traumatyczne wprowadzenie śruby, obszar bladości przedstawia uszkodzoną tkankę o morfologii komórkowej podobnej do obszaru uszkodzonego w wyniku udaru (strzałka). Wstawki przy użyciu obiektywu 4x.
Rycina 5. Typowy zapis ICP. Fale ciśnienia tętna są przedstawione jako zdarzenia o mniejszej amplitudzie (*). Wentylacja jest odzwierciedlona przez zdarzenia o dłuższej periodyczności (#).
Rycina 6. Schemat wprowadzania sondy ICP. Schemat ilustruje umieszczenie śruby wspierającej (prawo) oraz pokrytej materiałem uszczelniającym sondy ICP w śrubie (lewo).
Rycina 7. Kompresja brzucha. Brzuch został tymczasowo ściśnięty (~1 sec) w celu walidacji żywotności sygnału ICP. Kompresja prowadzi do zmniejszenia powrotu żylnego z mózgu, co zwiększa objętość wewnątrzczaszkową, a tym samym zwiększa ICP. Ciśnienie tętnicze (Pa) spadło dopiero po początkowym wzroście ICP.
Rysunek 8. Okres bezdechu. Tymczasowe zaprzestanie oddychania jest odzwierciedlone w zapisie z przetwornika przepony, zapisie ciśnienia tętniczego (Pa) oraz zapisie ICP.
Rycina 9. Usunięcie prętów usznych. ICP powinno spaść po usunięciu prętów usznych ramy stereotaktycznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przedstawiona tutaj procedura umożliwia bardzo czuły i dokładny pomiar ciśnienia wewnątrzczaszkowego. Ta małoinwazyjna technika zapobiega poważnym urazom mózgu dzięki umieszczeniu czujnika ciśnienia w przestrzeni nadtwardówkowej, a nie w tkance mózgowej lub komorach.
Kluczowe etapy obejmują: 1) wiercenie przez czaszkę – należy zachować ostrożność, aby nie przebić opony twardej ani nie uszkodzić leżącej pod nią tkanki mózgowej; 2) zapewnienie szczelnego zamknięcia za pomocą materiału uszczelni...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie mamy nic do ujawnienia.
Podziękowania
Projekt ten był finansowany przez National Stroke Foundation, Hunter Medical Research Institute (HMRI) oraz National Health and Medical Research Council (NH&MRC) w Australii. Specjalne podziękowania kierujemy do personelu warsztatowego Wydziału Zdrowia na Uniwersytecie w Newcastle za ich wiedzę techniczną.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Monomer cementu dentystycznego | Henry Schein | VX- SC500MLL | |
| Polimer cementu dentystycznego | Henry Schein | VX- SC1000GCL4 | |
| Wiertło dentystyczne – rozmiar 12 | Gunz Dental | EL104S001012/10 | |
| Wiertło dentystyczne – rozmiar 6 | Gunz Dental | EL104S001006/10 | |
| Śruba metalowa | Sklep sprzętowy | 2 x 4 mm, głowica sześciokątna (zmodyfikowana laboratoryjnie poprzez wywiercenie otworu o średnicy 0,7 mm w trzonie) | |
| Jednostka sterująca SAMBA | Harvard Apparatus | 50433102 | |
| Czujnik SAMBA | Harvard Apparatus | 50461122 | 420 LP, 15cm gołego włókna, powłoka radiokontrastowa |
| Materiał uszczelniający Silagum AV Mono | Gunz Dental | RG 9152 | Winylopolisiloksany, wodoropolisiloksany, wypełniacz, pigmenty, dodatki, katalizator platynowy |
| Terg-A-Zyme | Alconox, Inc. | 1304 | Detergent w proszku z aktywnością enzymatyczną |
Bibliografia
- Ng, L. K., Nimmannitya, J. Massive cerebral infarction with severe brain swelling: a clinicopathological study. Stroke. 1, 158-163 (1970).
- Plum, F. Brain swelling and edema in cerebral vascular disease. Res. Publ. Assoc. Res. Nerv. Ment. Dis. 41, 318-348 (1966).
- Ropper, A. H., Shafran, B. Brain edema after stroke. Clinical syndrome and intracranial pressure. Arch. Neurol. 41, 26-29 (1984).
- Silver, F. L., Norris, J. W., Lewis, A. J., Hachinski, V. C. Early mortality following stroke: a prospective review. Stroke. 15, 492-496 (1984).
- Geraci, E. B., Geraci, T. A. Hyperventilation and head injury: controversies and concerns. J. Neurosci. Nurs. 28, 381-387 (1996).
- Schwab, S., Aschoff, A., Spranger, M., Albert, F., Hacke, W. The value of intracranial pressure monitoring in acute hemispheric stroke. Neurology. 47, 393-398 (1996).
- Adams, H. P. Guidelines for the early management of patients with ischemic stroke: A scientific statement from the Stroke Council of the American Stroke Association. Stroke. 34, 1056-1083 (2003).
- Zhong, J. Advances in ICP monitoring techniques. Neurol. Res. 25, 339-350 (2003).
- Aucoin, P. J. Intracranial pressure monitors. Epidemiologic study of risk factors and infections. Am. J. Med. 80, 369-376 (1986).
- Silasi, G., MacLellan, C. L., Colbourne, F. Use of telemetry blood pressure transmitters to measure intracranial pressure (ICP) in freely moving rats. Curr. Neurovasc. Res. 6, 62-69 (2009).
- Crutchfield, J. S., Narayan, R. K., Robertson, C. S., Michael, L. H. Evaluation of a fiberoptic intracranial pressure monitor. J. Neurosurg. 72, 482-487 (1990).
- Bolander, R., Mathie, B., Bir, C., Ritzel, D., Vandevord, P. Skull Flexure as a Contributing Factor in the Mechanism of Injury in the Rat when Exposed to a Shock Wave. Ann. Biomed. Eng. , (2011).
- Chavko, M., Koller, W. A., Prusaczyk, W. K., McCarron, R. M. Measurement of blast wave by a miniature fiber optic pressure transducer in the rat brain. J. Neurosci. Methods. 159, 277-281 (2007).
- Chavko, M. Relationship between orientation to a blast and pressure wave propagation inside the rat brain. J. Neurosci. Methods. 195, 61-66 (2011).
- Leonardi, A. D., Bir, C. A., Ritzel, D. V., VandeVord, P. J. Intracranial pressure increases during exposure to a shock wave. J. Neurotrauma. 28, 85-94 (2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
