Artykuł metodologiczny

Obrazowanie w optycznej domenie częstotliwości próbek resekcji płuc ex vivo: uzyskanie korelacji obrazu z histopatologią w stosunku jeden do jednego

17.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/3855

⸱

22 stycznia 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology, Harvard Medical School, 2Massachusetts General Hospital, 3Wellman Center for Photomedicine, Harvard Medical School, 4Pulmonary and Critical Care Unit, Massachusetts General Hospital, 5Pulmonary and Critical Care Unit, Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano metodę obrazowania preparatów z resekcji płuc ex vivo za pomocą obrazowania w dziedzinie częstotliwości optycznych (OFDI) oraz uzyskiwania precyzyjnej korelacji z histologią, co jest niezbędne do opracowania specyficznych kryteriów interpretacji OFDI w patologii płuc. Metoda ta może być zastosowana w przypadku innych typów tkanek i technik obrazowania w celu uzyskania precyzyjnej korelacji obrazowania z histologią dla dokładnej interpretacji i oceny obrazów. Kryteria obrazowania ustanowione za pomocą tej techniki mogłyby następnie znaleźć zastosowanie w ocenie obrazów w przyszłych badaniach in vivo.

Streszczenie

Rak płuca jest główną przyczyną zgonów związanych z nowotworami1. Raki płaskonabłonkowe i drobnokomórkowe powstają zazwyczaj w obrębie dróg oddechowych, podczas gdy gruczolakoraki lokalizują się zazwyczaj bardziej obwodowo. Wczesne wykrywanie nowotworów płuca w procesie chorobowym może być trudne ze względu na szereg ograniczeń: rozdzielczość radiologiczną, ograniczenia bronchoskopowe w ocenie tkanki pod błoną śluzową dróg oddechowych i identyfikacji wczesnych zmian patologicznych, a także niewielki rozmiar próbki i/lub niepełny pobór materiału w biopsjach histologicznych. Metody obrazowania o wysokiej rozdzielczości, takie jak obrazowanie w dziedzinie częstotliwości optycznej (OFDI), zapewniają nieniszczący, trójwymiarowy wgląd w mikrostrukturę tkanek na dużym obszarze, do głębokości bliskiej 2 mm w czasie rzeczywistym (Rycina 1)2-6. OFDI wykorzystywano w wielu zastosowaniach, w tym do oceny miażdżycy tętnic wieńcowych6,7 oraz metaplazji i dysplazji jelitowej przełyku6,8-10.

Wykazano, że bronchoskopowa OCT/OFDI jest bezpiecznym narzędziem do obrazowania in vivo w celu oceny dróg oddechowych w płucach11-23 (Animacja). Metodę OCT oceniano w drogach oddechowych16,23 i miąższu płucnym17,22 w modelach zwierzęcych oraz in vivo w drogach oddechowych człowieka14,15. Obrazowanie OCT prawidłowych dróg oddechowych pozwoliło na wizualizację warstwowości dróg oddechowych oraz przylepień pęcherzykowych, a ocena zmian dysplastycznych okazała się przydatna w rozróżnianiu stopni dysplazji błony śluzowej oskrzeli11,12,20,21. Obrazowanie OFDI błony śluzowej oskrzeli zostało zaprezentowane w krótkim odcinku oskrzela (0,8 cm)18. Ponadto opisano wolumetryczne obrazowanie OFDI obejmujące wiele generacji dróg oddechowych w płucach świń i ludzi in vivo19. Endobronchialna OCT/OFDI jest zazwyczaj wykonywana przy użyciu cienkich, elastycznych cewników, które są kompatybilne ze standardowymi portami dostępowymi w bronchoskopii. Opracowano również sondy igłowe OCT i OFDI, które mogą być wykorzystywane do obrazowania obszarów płuc znajdujących się poza ścianą dróg oddechowych lub powierzchnią opłucnej17.

Mimo że OCT/OFDI zostało wykorzystane i uznane za wykonalne w obrazowaniu płuc in vivo, nie przeprowadzono żadnych badań z precyzyjnie dopasowaną korelacją jeden do jednego między OFDI a histologią. W związku z tym nie opracowano jeszcze specyficznych kryteriów obrazowania dla różnych patologii płuc. Odpowiedniki histopatologiczne uzyskane in vivo składają się jedynie z małych fragmentów biopsji, które trudno skorelować z dużymi zbiorami danych OFDI. Ponadto nie zapewniają one kompleksowej histologii niezbędnej do rejestracji z wolumetrycznym OFDI. W rezultacie w warunkach in vivo nie można opracować specyficznych cech obrazowych patologii płuc. Precyzyjnie dopasowana korelacja jeden do jednego między OFDI a histologią jest kluczowa dla dokładnej oceny cech widocznych w OFDI w odniesieniu do histologii jako złotego standardu, aby wyprowadzić specyficzne kryteria interpretacji obrazów dla nowotworów płuc i innych patologii płucnych. Po opracowaniu i walidacji specyficznych kryteriów obrazowania ex vivo z dopasowaną histologią jeden do jednego, kryteria te można zastosować w badaniach obrazowych in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy metodę precyzyjnej korelacji jeden do jednego między wysokorozdzielczym obrazowaniem optycznym a histologią w preparatach z resekcji płuc ex vivo. W całym manuskrypcie opisujemy techniki stosowane do dopasowania obrazów OFDI do histologii. Metoda ta nie jest jednak specyficzna dla OFDI i może być wykorzystana do uzyskania obrazów zarejestrowanych histologicznie dla dowolnej techniki obrazowania optycznego. Przeprowadziliśmy OFDI skoncentrowane na drogach oddechowych przy użyciu specjalistycznego, niestandardowego cewnika bronchoskopowego 2,4 French (średnica 0,8 mm). Próbki tkanek oznaczono barwnikiem tkankowym, widocznym zarówno w OFDI, jak i w histologii. Zastosowano staranne procedury orientacji, aby precyzyjnie skorelować miejsca obrazowania i pobierania próbek histologicznych. Techniki opisane w tym manuskrypcie zostały wykorzystane do przeprowadzenia pierwszej demonstracji wolumetrycznego OFDI z precyzyjną korelacją z diagnozą opartą na tkance w celu oceny patologii płuc24. Ta prosta i skuteczna technika może zostać rozszerzona na inne typy tkanek, aby zapewnić precyzyjną korelację obrazowania z histologią, niezbędną do określenia drobnych cech obrazowych tkanek zdrowych i chorych.

Protokół

1. System obrazowania

Szczegóły techniczne OFDI zostały opisane wcześniej4-6. Obwodowe OFDI przeprowadzono przy prędkościach obrazowania od 25 do 100 klatek na sekundę oraz od 512 do 2048 profilów głębokości osiowej na obraz przekroju okrągłego. Specjalistyczne cewniki skanujące helikalnie o rozmiarze 2,4 Fr (średnica 0,8 mm) użyte w tej badaniu zostały zaprojektowane do pracy poprzez port dostępu standardowych bronchoskopów. Cewniki składały się z wewnętrznego rdzenia optycznego służącego do ogniskowania światła na ścianie oskrzeli oraz jednorazowej osłony zewnętrznej. Korpus cewnika pozostawał nieruchomy podczas obrazowania, podczas gdy rdzeń wewnętrzny był obracany z częstotliwością od 25 do 100 Hz i przesuwany z prędkością cofania od 1,25 do 5 mm/sec. Rozdzielczość osiowa systemu wynosiła 6 µm w tkance i zapewniała głębokość obrazowania wynoszącą 7,3 mm4-6. W niniejszym badaniu wykonano OFDI w oparciu o cewnik, aby odtworzyć bronchoskopowe OFDI in vivo (Rycina 1). Protokół ten można jednak zastosować również do obrazowania za pomocą optycznego systemu laboratoryjnego (Rycina 3 i 4).

2. Konfiguracja systemu obrazowania

  1. Włącz system obrazowania
  2. Ustaw i zarejestruj parametry obrazowania (prędkość obrotową, prędkość wycofania, częstotliwość akwizycji obrazu itp.). W przypadku systemu obrazowania OFDI zastosowanego w niniejszym badaniu, obrazy uzyskiwano przy 10-50 fps.
  3. Podłącz cewnik do złącza obrotowego i urządzenia do wycofywania.
  4. Obracaj cewnik i sprawdź jakość obrazu. W razie potrzeby dostosuj wyrównanie i przesunięcie systemu.

3. Przygotowanie tkanek

  1. Umieść jednorazową chłonną podkładkę na blacie i połóż na niej preparat płuca.
  2. W przypadku obrazowania chirurgicznego preparatu ex vivo pobranego od pacjenta, należy skonsultować się z oddziałem patomorfologii, aby upewnić się, że wszystkie marginesy resekcji (marginesy oskrzelowe, naczyniowe i miąższowe) zostały ocenione, udokumentowane i/lub usunięte przez patologa.
  3. Zidentyfikuj drogi oddechowe oskrzeli wchodzące do preparatu resekcyjnego w obrębie wnęki. Usuń widoczny śluz z dróg oddechowych za pomocą końcówki strzykawki. W razie potrzeby do końcówki strzykawki dołącz dłuższy odcinek plastikowej rurki, aby odessać treści z głębszych partii dróg oddechowych.
  4. Zbadaj palpacyjnie zewnętrzną powierzchnię preparatu, aby zlokalizować interesującą zmianę.
  5. Używając cienkiej metalowej sondy, ostrożnie wprowadź ją w głąb drzewa oskrzelowego, aż do obszaru w pobliżu interesującej zmiany.
  6. Otwórz drogi oddechowe wzdłuż sondy, aż zmiana stanie się widoczna lub wyczuwalna pod błoną śluzową dróg oddechowych.
  7. Ostrożnie usuń krew lub śluz z błony śluzowej dróg oddechowych nad zmianą, używając aplikatora z bawełnianym końcem.
  8. Umieść cewnik OFDI nad błoną śluzową dróg oddechowych i wykonaj obraz, aby potwierdzić, że zmiana znajduje się pod błoną śluzową, oraz aby zidentyfikować wysokiej jakości obrazowany obszar zainteresowania do korelacji histologicznej.

4. Markowanie tkanki

  1. Wybierz obszar zainteresowania w drogach oddechowych na podstawie wcześniejszych wyników obrazowania z kroku 3.8.
  2. Wyznacz dwa punkty na tkance wzdłuż pożądanej linii obrazowania. Punkty mogą być równoległe do osi podłużnej (Rycina 2) lub obwodowej (Rycina 3) dróg oddechowych, w zależności od pożądanych wyników. Odstępy między punktami nie powinny przekraczać 1.5 cm, aby fragment tkanki mógł zmieścić się w jednym bloku histologicznym do obróbki. Jeśli wymagana jest długość tkanki > 1.5 cm, należy podzielić długość tkanki na kilka zaznaczonych tuszem obszarów zainteresowania o długości 1.5 cm, aby utworzyć wiele dopasowanych par obrazowania i histologii.
  3. Zanurz igłę z otwartym otworem o cienkim czubku (np. 25G o długości 7/8") w barwniku do znakowania tkanek (Triangle Biomedical Sciences, Durham, NC).
  4. Ostrożnie usuń nadmiar tuszu z zewnętrznej części igły za pomocą gazy, pozostawiając tusz do znakowania tkanek wyłącznie wewnątrz otworu igły.
  5. Nakłuj tkankę prostopadle do błony śluzowej dróg oddechowych w wybranym punkcie wzdłuż linii obrazowania.
  6. Powtórz kroki od 3.3 do 3.5 dla drugiego punktu na błonie śluzowej dróg oddechowych.
  7. Jeśli tusz rozleje się po powierzchni śluzowej z dala od miejsca nakłucia, użyj aplikatora z watcianym końcem, aby ostrożnie usunąć nadmiar tuszu.
  8. Jeśli są obecne, usuń śluz lub krew z powierzchni błony śluzowej dróg oddechowych za pomocą aplikatora z watcianym końcem.
  9. Jeśli punkty z tuszu zostały rozmieszczone obwodowo w drogach oddechowych, warto rozpiąć obie strony dróg oddechowych za pomocą szpilek, aby spłaszczyć tkankę w polu obrazowania (Rycina 3a).

5. Obrazowanie tkanki

  1. Umieść cewnik OFDI nad każdym znakiem z tuszu i wykonaj obrazowanie, aby upewnić się, że znaki są widoczne w OFDI. Znaki powinny pojawiać się jako ogniskowe przerwy w strukturze tkanki z silnie rozpraszającymi cząstkami powyżej oraz szybkim tłumieniem sygnału poniżej, co odpowiada cząstkom tuszu w miejscu nakłucia (Rysunek 3b, Rysunek 4a, Rysunek 4g).
  2. Jeśli znaki z tuszu nie są widoczne w OFDI, powtórz kroki od 4.3 do 4.7 dla niewidocznych znaków. Jeśli znaki z tuszu są widoczne w OFDI, przejdź do kroku 5.3.
  3. Umieść cewnik równolegle do dwóch znaków z tuszu na powierzchni śluzówki dróg oddechowych w taki sposób, aby optyka cewnika znajdowała się nad tkanką za pierwszym znakiem z tuszu (Rysunek 2b). Przymocowanie proksymalnego końca cewnika lekkim przedmiotem oraz zabezpieczenie końca dystalnego może pomóc w zmniejszeniu artefaktów ruchowych.
  4. Przystąp do wykonania skanu typu pullback w OFDI.
  5. Przeanalizuj obrazy pullback OFDI, aby upewnić się, że oba znaki z tuszu są widoczne na obrazach oraz aby sprawdzić obecność artefaktów ruchowych (Rysunek 3 i Rysunek 4). Jeśli znaki nie są widoczne, powtórz kroki od 5.1 do 5.4.

6. Pobieranie i przetwarzanie tkanek

  1. Nanieś zieloną kropkę z atramentu (Triangle Biomedical Sciences, Durham, NC) na tkankę błony śluzowej dróg oddechowych, aby wyznaczyć początek skanowania obrazowego, w odległości 0,3 cm od znaku atramentowego, który pojawił się jako pierwszy podczas wycofywania obrazowania (Rycina 2c).
  2. Wytnij fragment tkanki obejmujący dwa czarne znaki atramentowe oraz zielony znak atramentowy. Przytnij tkankę tak, aby mieściła się w standardowej kasecie do przetwarzania histologicznego. Jeśli cięcie świeżej tkanki jest utrudnione, można ją utrwalić przed pobraniem fragmentu do badania histologicznego.
  3. Umieść tkankę w kasecie do przetwarzania histologicznego i utrwal w 10% formalinie przez co najmniej 48 hr.
  4. Przetwórz tkankę w procesorze tkankowym, dostępnym w każdym dziale histologii.
  5. Zalewaj tkankę w parafinie w taki sposób, aby cięcia były równoległe do dwóch czarnych znaków atramentowych na powierzchni dróg oddechowych.
  6. Użyj mikrotomu tkankowego do czołowania bloku parafinowego, aż do momentu, gdy pojawi się znak atramentowy lub aż cały przekrój tkanki stanie się widoczny, zależnie od tego, co wystąpi wcześniej.
  7. Po pojawieniu się obu czarnych znaków atramentowych, wykonaj jeden przekrój o grubości 5 μm i zamocuj go na szkiełku przedmiotowym.
  8. Kontynuuj wycinanie i mocowanie przekrojów o grubości 5 μm co 50 μm, aż czarne znaki atramentowe przestaną być widoczne lub do momentu zakończenia tkanki, zależnie od tego, co wystąpi wcześniej.
  9. Zastosuj standardowe protokoły barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) w celu zabarwienia i przykrycia szkiełek szkiełkami cover-slip.

7. Przetwarzanie obrazu

Jeśli obrazy zostały pozyskane za pomocą skanera laboratoryjnego lub innej techniki skanowania, w której oba oznaczenia tuszem były widoczne na pojedynczym obrazie przekroju poprzecznego, obraz ten można bezpośrednio skorelować z odpowiadającą mu histologią. W przypadku pozyskania zbiorów danych wolumetrycznych za pomocą cewnika do skanowania spiralnego, obrazy będą wymagały ponownej interpolacji w taki sposób, aby pojedynczy obraz 2D przeciékł oba oznaczenia tuszem w celu korelacji z histologią. Można to osiągnąć za pomocą programu ImageJ lub innego oprogramowania do przetwarzania obrazów. W niektórych przypadkach tusz może nie być łatwo widoczny, w razie czego należy zbadać sąsiednie sekcje/preparaty.

Wyniki

Czarne oznaczenia markerem powinny znajdować się w odległości 1 - 1,5 cm od siebie, aby wskazać obszar zainteresowania podczas obrazowania. Zielone oznaczenie markerem powinno zostać umieszczone na początku skanu obrazowania, przed pierwszym czarnym oznaczeniem, w celu zorientowania preparatu (Rysunek 2 i Rysunek 3a). Oznaczenia tkanki markerem powinny być widoczne zarówno w obrazowaniu OFDI, jak i w badaniu histologicznym (Rysunek 3 i 4). W normalnych drogach oddechowych świni (Rysunek 3) i człowieka (Rysunek 4>) powinno być widoczne typowe warstwowanie dróg oddechowych. Nabłonek (E) jest widoczny jako cienka, umiarkowanie gęsta sygnałowo, homogeniczna warstwa od strony światła dróg oddechowych. Blaszka właściwa składa się z zorganizowanej tkanki o sygnale od intensywnego do niskiego, co odpowiada różnym komponentom blaszki właściwej (LP), takim jak intensywne sygnałowo tkanki łączne, w tym elastyna i kolagen (EL), oraz słabo sygnałowa tkanka gruczołowa typu ślinowego (G). Okazyjnie widoczne są słabo sygnałowe przewody (D), które przechodzą przez nabłonek oddechowy, aby połączyć się ze światłem oskrzela. Mięśnie gładkie pojawiają się jako nieciągłe, przeplatające się pęczki mięśni gładkich i w związku z tym nie są możliwe do zidentyfikowania w OFDI. Na barwieniach H&E oraz trichrome można zwizualizować warstwowanie dróg oddechowych (Rysunek 3c, 3d, 3f, 3g, 4b, 4c, 4e i 4f), gdzie w barwieniu trichrome powierzchowne gęste tkanki elastyczne i kolagenowe pojawiają się w kolorze ciemnoniebieskim, a leżące pod nimi mięśnie gładkie barwią się na czerwono (SM). Pierścienie chrzęstne (C) pojawiają się jako słabo sygnałowe struktury w kształcie półksiężyca o dobrze zdefiniowanych granicach, które nakładają się na siebie w drogach oddechowych świni i nie nakładają się w drogach oddechowych człowieka. Okrzestna otaczająca pierścienie chrzęstne pojawia się jako cienka warstwa intensywnie sygnałowej tkanki obejmująca słabo sygnałowe pierścienie chrzęstne. W obwodowych drogach oddechowych człowieka (Rysunek 4g i 4h) przyczepy pęcherzykowe (A) są widoczne jako cienkie, intensywnie sygnałowe, przypominające sieć ściany pęcherzyków z pozbawionymi sygnału przestrzeniami pęcherzykowymi. Przestrzenie naczyniowe w obrębie blaszki właściwej są widoczne jako pozbawione sygnału struktury liniowe lub okrągłe z lekkim artefaktem cieniowania pod nimi (strzałki).

Optyczna tomografia koherentna, struktura rzęsek, metoda: analiza obrazowania, schemat.
Rycina 1. OFDI dróg oddechowych świni. In vivo obrazy uzyskane z dróg oddechowych świni podczas wentylacji mechanicznej. (a) Przekrój poprzeczny OFDI proksymalnych dróg oddechowych. (b) Przekrój poprzeczny OFDI dystalnych dróg oddechowych. (c) Przekrój podłużny OFDI proksymalnych dróg oddechowych, obraz o większym powiększeniu obszaru zaznaczonego na czerwono w panelu e. (d) Przekrój podłużny OFDI dystalnych dróg oddechowych, obraz o większym powiększeniu obszaru zaznaczonego na zielono w panelu e. (e) Przekrój podłużny OFDI dróg oddechowych od proksymalnych do dystalnych (od lewej do prawej). Średnica cewnika wynosi 0.8 mm, a znaczniki reprezentują przyrosty 0.5 mm. Chociaż w obrazach OFDI można rozpoznać różne warstwy ściany dróg oddechowych i przyczepy pęcherzykowe, trudno jest precyzyjnie zinterpretować anatomiczny odpowiednik sygnałów OFDI bez bezpośrednio zarejestrowanej histologii. e: nabłonek, lp: warstwa właściwa, sm: błona podśluzowa, c: chrząstka, a: przyczepy pęcherzykowe.

Proces ligacji w rozwarstwień aorty; metoda chirurgiczna; sekwencja pokazująca kroki wprowadzania i połączenia.
Rycina 2. Markowanie tkanek dróg oddechowych świni. (a) Otwarta droga oddechowa z dwoma czarnymi zaznaczeniami z tuszu na powierzchni luminalnej, umieszczonymi równolegle do osi podłużnej dróg oddechowych, w odległości 1,5 cm od siebie. (b) Cewnik OFDI umieszczony nad dwoma czarnymi zaznaczeniami z tuszu, aby oba znaki znalazły się w zakresie cofania (pullback) OFDI. (c) Droga oddechowa z dodatkowym zielonym zaznaczeniem z tuszu w celu zorientowania początku skanowania obrazowego na próbce.

Optyczna tomografia koherencyjna i histologia przekrojów tkanek oka; obejmuje analizę G, E, D, EL, SM, C.
Rycina 3. OFDI i histologia dróg oddechowych świni wykazująca precyzyjną korelację z zastosowaniem markerów tkankowych. (a) Rozcięte drogi oddechowe z dwoma czarnymi zaznaczeniami tuszem na powierzchni światła, umieszczonymi równolegle do obwodu dróg oddechowych. Do dalszego rozwarcia dróg oddechowych użyto szpilek (strzałki). (b) OFDI dróg oddechowych świni z widocznymi oboma zaznaczeniami tuszem (gwiazdki) wraz z (c) precyzyjnie skorelowaną histologią barwioną H&E (gwiazdki: widoczne czarne zaznaczenia tuszem na nabłonku oddechowym) oraz (d) skorelowanym barwieniem trichromowym. Pasek skali: 2 mm. (e) Obraz OFDI w większym powiększeniu wraz z (f) odpowiadającą histologią barwioną H&E oraz (g) skorelowanym barwieniem trichromowym. E: nabłonek oddechowy, EL: gęste tkanki kolagenowe i elastyczne, SM: mięśnie gładkie, C: pierścienie chrzęstne (artefakt histologiczny spowodował sztuczne rozdzielenie pierścieni chrzęstnych), G: tkanka gruczołu ślinowego, D: przewód ślinowy wchodzący do nabłonka. Pasek skali: 250 μm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną rycinę.

Schemat histologiczny warstw tkanki dziąsłowej; etykiety wskazujące nabłonek, tkankę łączną, analizę.
Rycina 4. OFDI i histologia ludzkich dróg oddechowych wykazująca precyzyjną korelację z wykorzystaniem znakowania tkanek. (a) OFDI proksymalnych dróg oddechowych człowieka z widocznymi znacznikami tuszem (gwiazdki). (b) Precyzyjnie skorelowana histologia barwiona H&E z widocznymi czarnymi znacznikami tuszem na nabłonku oddechowym (gwiazdki) oraz (c) skorelowane barwienie trichromowe. Pasek skali: 2 mm. (d) Widok obrazu OFDI przy większym powiększeniu oraz (e) odpowiadająca mu histologia barwiona H&E i (f) trichromem. Pasek skali: 250 μm. E: nabłonek oddechowy, LP: błona własna, G: tkanka gruczołów ślinowych, C: pierścienie chrzęstne, PC: okostnowa. W ludzkich drogach oddechowych widoczne jest typowe warstwowanie. W luźnej tkance łącznej znajdują się rozproszone pęczki barwiących się na czerwono mięśni gładkich (SM, panele c i f), które nie tworzą ciągłego pasma i w związku z tym nie są widoczne jako odrębna warstwa w OFDI. (g) OFDI dystalnych dróg oddechowych człowieka i (h) precyzyjnie skorelowana histologia H&E z widocznymi czarnymi znacznikami tuszem na nabłonku oddechowym (gwiazdki). Pasek skali: 2 mm. Przyczepy pęcherzykowe (A) są widoczne jako intensywne sygnałowo, kratkowane ściany pęcherzyków z pozbawionymi sygnału przestrzeniami pęcherzykowymi. Przestrzenie naczyniowe w obrębie błony własnej są również widoczne jako struktury pozbawione sygnału z towarzyszącym lekkim zacienieniem (strzałki).

Dyskusja

Ocena wczesnych nowotworów złośliwych płuc może być niezwykle trudna ze względu na brak objawów oraz niemożność wizualizacji wczesnych zmian nowotworowych radiologicznie lub bronchoskopowo. OFDI zapewnia rozdzielczość zbliżoną do histologicznej oraz trójwymiarowe widoki mikrostruktury tkanki na dużym obszarze w czasie rzeczywistym2-6. Wykazano, że endobronchialna OFDI jest bezpieczną techniką stosowaną u pacjentów, która pozwala na uzyskanie wolumetrycznych zbiorów danych o wysokiej rozdzielczości z długich odcinków dróg oddechowych w płucach11-13 (Animacja). Jednakże w warunkach in vivo jako odpowiedniki histopatologiczne pobiera się jedynie niewielkie biopsje, które nie zapewniają wystarczających korelacji z OFDI w celu opracowania kryteriów obrazowania patologii płuc. Aby dokładnie ocenić cechy OFDI widoczne w obrazowaniu płuc, niezbędne jest uzyskanie precyzyjnie dopasowanych korelacji obrazu z histologią. Przedstawiamy prostą i skuteczną metodę precyzyjnej, jednowartościowej korelacji między OFDI a histologią zastosowaną w obrazowaniu dróg oddechowych w preparatach z resekcji płuc ex vivo , która jest możliwa do zastosowania w niemal każdym typie tkanki ex vivo . Po ustaleniu kryteriów obrazowania ex vivo z dopasowaną jednowartościową histologią, kryteria te można następnie zastosować w obrazowaniu in vivo .

Barwnik tkankowy użyty do zaznaczenia obrazowanego obszaru zainteresowania jest wyraźnie widoczny zarówno w OFDI, jak i w badaniu histologicznym. Dzięki zastosowaniu prostych technik orientacji tkanki, oznaczenia tuszem można skorelować w obrazowaniu i histologii, co pozwala na porównania jeden do jednego cech OFDI i wyników histologicznych w celu określenia identyfikowalnych charakterystyk obrazowania patologii tkanki. Technika ta jest niedroga i praktyczna, co czyni ją użyteczną w wielu zastosowaniach obrazowania optycznego.

W warunkach in vivo do orientacji tkanki można wykorzystać metody takie jak znakowanie laserowe25. Jednak mały rozmiar biopsji oskrzeli nadal stanowi czynnik ograniczający wykorzystanie badań in vivo do opracowania specyficznych kryteriów obrazowania patologii płuc. Choć badania ex vivo stanowią odpowiednią alternatywę dla obrazowania in vivo, istnieją pewne ograniczenia. Preparaty płuc ex vivo są nienapowietrzone i często wykazują atelektazę wywołaną chirurgicznie, co zmienia wygląd prawidłowych struktur pęcherzykowych. Napowietrzanie chirurgicznie wyresekcyjnej tkanki płuca wraz ze znakowaniem tkanki w celu korelacji histologicznej jest trudne technicznie, ponieważ większość chirurgicznych preparatów płuc otrzymuje się po ocenie patomorfologicznej w zamrożonym przekroju, podczas której powierzchnia opłucnej zostaje przerwana, co utrudnia napowietrzenie preparatu. Atelektaza niepatologiczna nie jest artefaktem obserwowanym w warunkach in vivo, zatem ograniczenie to nie byłoby istotne dla obrazowania płuc in vivo. Dodatkowo brak krwi w naczyniach w preparatach ex vivo może utrudniać odróżnienie struktur naczyniowych od innych struktur z brakiem sygnału. W warunkach in vivo dodanie Doppler OCT/OFDI26-28 do strukturalnego OCT/OFDI pomogłoby w identyfikacji naczyń.

Artefakty ruchowe mogą być widoczne in vivo, podczas gdy nie występują one ex vivo. Mogłoby to być potencjalnie problematyczne w standardowych systemach OCT z wolniejszą szybkością akwizycji. Jednakże szybkie częstotliwości klatek systemów OFDI wynoszą obecnie > 200 fps29-31. W związku z tym nie oczekuje się, aby artefakty ruchowe stanowiły istotny problem. Poprzednie badania obrazowania OCT i OFDI in vivo wykazały pomyślną wizualizację drobnych cech obrazowania14,15,18,19.

W niniejszym badaniu zaprezentowaliśmy wolumetryczną technikę OFDI z precyzyjną korelacją do diagnozy tkankowej w celu oceny patologii płuc. Opisana procedura ma na celu dostarczenie dokładnie dopasowanych preparatów histologicznych, które będą służyć jako złoty standard dla interpretacji obrazów OFDI.

Po opracowaniu i walidacji specyficznych kryteriów obrazowania patologii płuc ex vivo przy użyciu dopasowanej w stosunku jeden do jednego histologii, kryteria te mogą zostać zastosowane w kolejnych badaniach obrazowych in vivo z wykorzystaniem biopsji oskrzelowej jako złotego standardu oceny zaobserwowanych cech obrazowych. Technika ta jest przedstawiona jako zastosowanie w przypadku preparatów z resekcji płuc, lecz może być stosowana w niemal każdym typie tkanki, aby zapewnić precyzyjną korelację obrazowania z histologią, niezbędną do określenia szczegółowych cech obrazowych tkanek prawidłowych oraz patologicznych.

Oświadczenia

Produkcja i wolny dostęp do tego artykułu są sponsorowane przez NinePoint Medical Inc.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować panu Svenowi Holderowi oraz panu Stephenowi Conleyowi za nieocenioną pomoc w niniejszym badaniu. Praca ta była częściowo finansowana przez National Institute of Heath [grant nr R00CA134920] oraz American Lung Association [grant nr RG-194681-N]. Firma NinePoint Medical Inc. sfinansowała koszty publikacji związane z niniejszym manuskryptem.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Barwnik do znakowania tkanekTriangle BiomedicalTMD-BK, TMD-G

Bibliografia

  1. Jemal, A., et al. Cancer statistics. CA Cancer J. Clin. 57, 43-66 (2007).
  2. Fujimoto, J. G., et al. Optical biopsy and imaging using optical coherence tomography. Nat. Med. 1, 970-972 (1995).
  3. Tearney, G. J., et al. In vivo endoscopic optical biopsy with optical coherence tomography. Science. 276, 2037-2039 (1997).
  4. Yun, S., Tearney, G., de Boer, J., Iftimia, N., Bouma, B. High-speed optical frequency-domain imaging. Opt. Express. 11, 2953-2963 (2003).
  5. Yun, S., Tearney, G., de Boer, J., Bouma, B. Removing the depth-degeneracy in optical frequency domain imaging with frequency shifting. Opt. Express. 12, 4822-4828 (2004).
  6. Yun, S. H., et al. Comprehensive volumetric optical microscopy in vivo. Nat. Med. 12, 1429-1433 (2006).
  7. Tearney, G. J., et al. Three-dimensional coronary artery microscopy by intracoronary optical frequency domain imaging. JACC Cardiovasc. Imaging. 1, 752-7561 (2008).
  8. Suter, M. J., et al. Image-guided biopsy in the esophagus through comprehensive optical frequency domain imaging and laser marking: a study in living swine. Gastrointest. Endosc. 71, 346-353 (2010).
  9. Suter, M. J., et al. Comprehensive microscopy of the esophagus in human patients with optical frequency domain imaging. Gastrointest. Endosc. 68, 745-753 (2008).
  10. Desjardins, A. E., et al. Angle-resolved optical coherence tomography with sequential angular selectivity for speckle reduction. Optics express. 15, 6200-6209 (2007).
  11. Lam, S., et al. In vivo optical coherence tomography imaging of preinvasive bronchial lesions. Clin. Cancer Res. 14, 2006-2011 (2008).
  12. Michel, R. G., Kinasewitz, G. T., Fung, K. M., Keddissi, J. I. Optical coherence tomography as an adjunct to flexible bronchoscopy in the diagnosis of lung cancer: a pilot study. Chest. 138, 984-988 (2010).
  13. Williamson, J. P., et al. Using optical coherence tomography to improve diagnostic and therapeutic bronchoscopy. Chest. 136, 272-276 (2009).
  14. Coxson, H. O., Lam, S. Quantitative assessment of the airway wall using computed tomography and optical coherence tomography. Proc. Am. Thorac. Soc. 6, 439-443 (2009).
  15. Coxson, H. O., et al. Airway wall thickness assessed using computed tomography and optical coherence tomography. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 177, 1201-1206 (2008).
  16. Hanna, N., et al. Two-dimensional and 3-dimensional optical coherence tomographic imaging of the airway, lung, and pleura. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 129, 615-622 (2005).
  17. Quirk, B. C., et al. In situ imaging of lung alveoli with an optical coherence tomography needle probe. J. Biomed. Opt. 16, 036009(2011).
  18. Su, J., et al. Real-time swept source optical coherence tomography imaging of the human airway using a microelectromechanical system endoscope and digital signal processor. J. Biomed. Opt. 13, 030506(2008).
  19. Suter, M. J., et al. Real-time Comprehensive Microscopy Of The Pulmonary Airways: A Pilot Clinical Study. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 181, A5159(2010).
  20. Tsuboi, M., et al. Optical coherence tomography in the diagnosis of bronchial lesions. Lung Cancer. 49, 387-394 (2005).
  21. Whiteman, S. C., et al. Optical coherence tomography: real-time imaging of bronchial airways microstructure and detection of inflammatory/neoplastic morphologic changes. Clin. Cancer Res. 12, 813-818 (2006).
  22. Xie, T., et al. In vivo three-dimensional imaging of normal tissue and tumors in the rabbit pleural cavity using endoscopic swept source optical coherence tomography with thoracoscopic guidance. J. Biomed. Opt. 14, 064045(2009).
  23. Yang, Y., et al. Use of optical coherence tomography in delineating airways microstructure: comparison of OCT images to histopathological sections. Phys. Med. Biol. 49, 1247-1255 (2004).
  24. Hariri, L. P., et al. Volumetric optical frequency domain imaging of pulmonary pathology with precise correlation to histopathology. CHEST. , In Press (2012).
  25. Suter, M. J., et al. Image-guided biopsy in the esophagus through comprehensive optical frequency domain imaging and laser marking: a study in living swine. Gastrointestinal endoscopy. 71, 346-353 (2010).
  26. Chen, Z., et al. Noninvasive imaging of in vivo blood flow velocity using optical Doppler tomography. Optics letters. 22, 1119-1121 (1997).
  27. Osiac, E., Saftoiu, A., Gheonea, D. I., Mandrila, I., Angelescu, R. Optical coherence tomography and Doppler optical coherence tomography in the gastrointestinal tract. World journal of gastroenterology : WJG. 17, 15-20 (2011).
  28. Yang, V. X., et al. Endoscopic Doppler optical coherence tomography in the human GI tract: initial experience. Gastrointestinal endoscopy. 61, 879-890 (2005).
  29. Braaf, B., et al. Phase-stabilized optical frequency domain imaging at 1-microm for the measurement of blood flow in the human choroid. Opt. Express. 19, 20886-20903 (2011).
  30. Oh, W. Y., Vakoc, B. J., Shishkov, M., Tearney, G. J., Bouma, B. E. 400 kHz repetition rate wavelength-swept laser and application to high-speed optical frequency domain imaging. Opt. Lett. 35, 2919-2921 (2010).
  31. Gora, M., et al. Ultra high-speed swept source OCT imaging of the anterior segment of human eye at 200 kHz with adjustable imaging range. Opt. Express. 17, 14880-14894 (2009).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

preparaty p uc ex vivokorelacja histologiczna jeden do jednegocewnik OFDI do bronchoskopiibarwnik do znakowania tkanekkaseta do opracowania histologicznegoobrazowanie OFDI metod pullbackobrazowanie b ony luzowej dr g oddechowychmodel dr g oddechowych winiproksymalne drogi oddechowe cz owieka
Obrazowanie w optycznej domenie częstotliwości próbek resekcji płuc ex vivo: uzyskanie korelacji obrazu z histopatologią w stosunku jeden do jednego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.